Name: detection of phytophthora capsici in irrigation water using loop-mediated isothermal amplification
Uploaded: 2020-06-25T13:00:00
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Questo lavoro ha ricevuto il sostegno finanziario della Georgia Commodity Commission for Vegetables project ID : FP00016659. Gli autori ringraziano la Dott.ssa Pingsheng Ji, Università della Georgia e la Dott.ssa Anne Dorrance, Ohio State University per aver fornito culture pure di Phytophthora spp. Ringraziamo anche Li Wang e Deloris Veney per l'assistenza tecnica durante tutto lo studio.

1. Rilevamento in loco di Phytophthora capsici dall'acqua di irrigazione mediante amplificazione isotermica mediata a ciclo portabile
<ol><li>Impostazione della pompa e del filtro<ol>
<li>Fissare un flacone filtrante a un tubo collegato a una pompa a mano in modo che quando la pompa è attivata, l'aria verrà tirata attraverso la bocca del pallone filtrante.</li>
		<li>Inserire l'imbuto Buchner nel tappo di gomma alla bocca del pallone filtrante e inserire il pezzo di carta da filtro di dimensioni appropriato ...

<ol>
	<li>Hong, C., Moorman, G. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Plant+pathogens+in+irrigation+water:+challenges+and+opportunities.">Plant pathogens in irrigation water: challenges and opportunities.</a> Critical Reviews in Plant Sciences. 24 (3), 189-208 (2005).</li><li>Malkawi, H. I., Mohammad, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Physiology,+Genetics,+Morphology,+&amp;+Microorganisms,+E.+o.+Survival+and+accumulation+of+microorganisms+in+soils+irrigated+with+secondary+treated+wastewater.">Physiology, Genetics, Morphology, &amp; Microorganisms, E. o. Survival and accumulation of microorganisms in soils irrigated with secondary treated wastewater.</a> Journal of Basic Microbiology. 43 (1), 47-55 (2003).</li><li>Bush, E. A., Hong, C., Stromberg, E. 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K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+and+simple+DNA+extraction+method+for+the+detection+of+enterotoxigenic+Staphylococcus+aureus+directly+from+food+samples:+comparison+of+PCR+and+LAMP+methods.">Rapid and simple DNA extraction method for the detection of enterotoxigenic Staphylococcus aureus directly from food samples: comparison of PCR and LAMP methods.</a> Journal of Applied Microbiology. 113 (1), 106-113 (2012).</li><li>Waliullah, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparative+analysis+of+different+molecular+and+serological+methods+for+detection+of+Xylella+fastidiosa+in+blueberry.">Comparative analysis of different molecular and serological methods for detection of Xylella fastidiosa in blueberry.</a> PLOS ONE. 14 (9), 0221903 (2019).</li><li>B&#246;hm, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Real-time+quantitative+PCR:+DNA+determination+in+isolated+spores+of+the+mycorrhizal+fungus+Glomus+mosseae+and+monitoring+of+Phytophthora+infestans+and+Phytophthora+citricola+in+their+respective+host+plants.">Real-time quantitative PCR: DNA determination in isolated spores of the mycorrhizal fungus Glomus mosseae and monitoring of Phytophthora infestans and Phytophthora citricola in their respective host plants.</a> Journal of Phytopathology. 147, 409-416 (1999).</li><li>Klimczak, L., Prell, H. J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isolation+and+characterization+of+mitochondrial+DNA+of+the+oomycetous+fungus+Phytophthora+infestans.">Isolation and characterization of mitochondrial DNA of the oomycetous fungus Phytophthora infestans.</a> Current Genetics. 8 (4), 323-326 (1984).</li><li>Ghimire, S. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Detection+of+Phytophthora+species+in+a+run-off+water+retention+basin+at+a+commercial+nursery+in+plant+hardiness+zones+7+b+of+Virginia+in+winter.">Detection of Phytophthora species in a run-off water retention basin at a commercial nursery in plant hardiness zones 7 b of Virginia in winter.</a> Phytopathology. 96 (6), (2006).</li><li>Feng, W., Hieno, A., Kusunoki, M., Suga, H., Kageyama, K. J. 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A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+a+colorimetric+loop-mediated+isothermal+amplification+assay+for+the+visual+detection+of+Fusarium+oxysporum+f.+sp.+melonis.">Development of a colorimetric loop-mediated isothermal amplification assay for the visual detection of Fusarium oxysporum f. sp. melonis.</a> Horticultural Plant Journal. 5 (3), 129-136 (2019).</li><li>Gill, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pathogenic+Pythium+from+irrigation+ponds.">Pathogenic Pythium from irrigation ponds.</a> Plant Disease Reporter. 54 (12), 1077-1079 (1970).</li></ol>

La sperimentazione dell'acqua di irrigazione per i fitopatogeni è un passo cruciale per i coltivatori che utilizzano stagni di irrigazione e acqua riciclata27. Stagni di irrigazione forniscono un serbatoio e terreno di allevamento per un certo numero di fitopatogeni come acqua di irrigazione in eccesso è diretto dal campo allo stagno portando con sé eventuali agenti patogeni che possono essere statipresenti 16,27. Il metodo tradizionale...

Il riciclo dell'acqua nelle aziende agricole e negli asili nido sta diventando sempre più popolare a causa dell'aumento dei costi dell'acqua e delle preoccupazioni ambientali alla base dell'utilizzo dell'acqua. Molti metodi di irrigazione sono stati sviluppati per i coltivatori per ridurre la diffusione e l'insorgenza di malattie vegetali. Indipendentemente dalla fonte dell'acqua (irrigazione o precipitazioni), viene generato il deflusso, e molti coltivatori di ortaggi e vivaio hanno uno stagno per raccogliere e riciclare ildeflusso 1. Questo crea un serbatoio per un possibile accumulo di agenti patogeni favorendo la diffusione di agenti patogeni quando l'acqua riciclata viene utilizzata per irrigare lecolture 2,3,4. Gli agenti patogeni delle piante di oomicete beneficiano particolarmente di questa pratica in quanto gli zoospore si accumulano in acqua e la spore dispersiva primaria è auto-motile ma richiedeacqua superficiale 5,6,7. Phytophthora capsici è un agente patogeno oomicete che colpisce un numero significativo di colture di conforto e cucurbit in modi diversi8. Spesso, i sintomi sono smorzamento-off di piantine, radice e marciume corona; tuttavia, in colture come cetriolo, zucca, melone, zucca, anguria, melanzane e pepe, interi raccolti possono essere persi a causa del marciumedella frutta 9. Anche se ci sono metodi noti per rilevare questo agente patogeno della pianta, la maggior parte richiedono un'infezione che è già avvenuta che è troppo tardi per eventuali fungicidi preventivi per avere un effettosignificativo 10.
Il metodo tradizionale per testare l'acqua di irrigazione per il rilevamento e la diagnosi di microrganismi mirati è un approccio antiquato quando velocità e sensibilità sono cruciali per il successo e la produzione di coltureredditizie 11,12. Il tessuto vegetale suscettibile all'agente patogeno mirato (ad esempio, melanzane per P. capsici)è attaccato a una trappola modificata che viene sospesa in uno stagno di irrigazione per un periodo prolungato prima di essere rimosso e ispezionato per l'infezione. I campioni del tessuto vegetale vengono poi placcati su supporti semi-selettivi (PARPH) e incubati per la crescita della coltura, quindi l'identificazione morfologica viene eseguita utilizzando un microscopiocomposto 13. Ci sono altri metodi di rilevamento simili per altri agenti patogeni vegetali che utilizzano supporti selettivi e placcano piccole quantità di acqua contaminata prima di sub-culturing14,15. Questi metodi richiedono da 2 a 6 settimane, diversi cicli di sub-culturing per isolare l'organismo, e l'esperienza sulla diagnostica Phytophthora per essere in grado di riconoscere i caratteri morfologici chiave di ogni specie. Questi metodi tradizionali non funzionano bene per il rilevamento dell'acqua di irrigazione contaminata da P. capsici a causa di fattori come l'interferenza di altri microrganismi che sono presenti anche nelle fonti d'acqua. Alcuni microrganismi in rapida crescita come Pythium spp. e batteri a base d'acqua possono sovracrescere sulla piastra rendendo P. capsici inosservabile16,17.
Lo scopo di questo studio era quello di sviluppare un metodo molecolare sensibile e specifico che possa essere utilizzato sia in campo che in laboratorio per rilevare gli zoospori P. capsici nell'acqua di irrigazione. Il protocollo include lo sviluppo di un nuovo set di primer LAMP (IOthermal amplification) mediato a ciclo continuo in grado di amplificare specificamente P. capsici, basato su un frammento di coppia di 1121 basi (bp) di P. capsici18,19. Un primer LAMP sviluppato in precedenza da Dong et al. (2015) è stato utilizzato in confronto al saggio che è stato sviluppato per questo studio20.
Il test LAMP è una forma relativamente nuova di rilevamento molecolare che è stato dimostrato di essere più rapida, sensibile e specifica rispetto alla reazione a catena polimerasi convenzionale (PCR)21. In generale, i saggi PCR convenzionali non sono in grado di rilevare meno di 500 copie (1,25 pg/L); al contrario, studi precedenti hanno dimostrato che la sensibilità di LAMP può essere da 10 a 1.000 volte superiore rispetto alla PCR convenzionale e può facilmente rilevare anche 1 fg/L di DNA genomico22,23. Inoltre, il saggio può essere effettuato rapidamente (spesso in 30 min) e in loco (nel campo) utilizzando un blocco di riscaldamento portatile per l'amplificazione e un colorante colorimetrico che cambia colore per un campione positivo (eliminando la necessità di elettroforesi). In questo studio, abbiamo confrontato la sensibilità dei saggi PCR e LAMP utilizzando un metodo di estrazione del filtro. Il metodo di rilevamento proposto consente ai ricercatori e agli agenti di estensione di rilevare facilmente la presenza di spore P. capsici provenienti da diverse fonti d'acqua in meno di due ore. Il saggio è dimostrato di essere più sensibile rispetto al PCR convenzionale ed è stato convalidato in situ rilevando la presenza dell'agente patogeno nell'acqua di irrigazione utilizzata da un coltivatore. Questo metodo di rilevamento permetterà ai coltivatori di stimare la presenza e la densità di popolazione dell'agente patogeno in varie fonti d'acqua utilizzate per l'irrigazione, prevenendo focolai devastanti e perdite economiche.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Agarose gel powder</td>
			<td>Thomas Scientific</td>
			<td>C997J85</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buchner funnel</td>
			<td>Southern Labware</td>
			<td>JBF003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bullet Blender</td>
			<td>Next Advance</td>
			<td>BBX24</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Centrifuge 5430</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td>22620509</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chloroform</td>
			<td>Fischer Scientific</td>
			<td>C298-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CTAB solution</td>
			<td>Biosciences</td>
			<td>786-565</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dneasy Extraction Kit</td>
			<td>Qiagen</td>
			<td>69104</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Filter Flask</td>
			<td>United</td>
			<td>FHFL1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Filter Paper</td>
			<td>United Scientific Supplies</td>
			<td>FPR009</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gel Green 10000X</td>
			<td>Thomas Scientific</td>
			<td>B003B68 (1/EA)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Genie III</td>
			<td>OptiGene</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hand pump</td>
			<td>Thomas Scientific</td>
			<td>1163B06</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iso-amyl Alcohol</td>
			<td>Fischer Scientific</td>
			<td>BP1150-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LAVA LAMP master mix</td>
			<td>Lucigen</td>
			<td>30086-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Magnetic bead DNA extraction</td>
			<td>Genesig</td>
			<td>genesigEASY-EK</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Magnetic Separator</td>
			<td>Genesig</td>
			<td>genesigEASY-MR</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>polyvinylpyrrolidone</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>PVP40-500G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Primers</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Prism Mini Centrifuge</td>
			<td>Labnet</td>
			<td>C1801</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>T100 Thermal Cycler</td>
			<td>Bio-Rad</td>
			<td>1861096</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>UV Gel Doc</td>
			<td>Analytik Jena</td>
			<td>849-00502-2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Warmstart Colorimetric Dye</td>
			<td>Lucigen</td>
			<td>E1800m</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wide Mini ReadySub-Cell GT Cell</td>
			<td>Bio-Rad</td>
			<td>1704489EDU</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>70% isopropanol</td>
			<td>Fischer Scientific</td>
			<td>A451-1</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

detection of phytophthora capsici in irrigation water using loop-mediated isothermal amplification

Phytophthora capsici è un patogeno oomiceto devastante che colpisce molte importanti colture di conforto e cucurbit causando perdite economiche significative nella produzione vegetale ogni anno. Phytophthora capsici è di origine del suolo e un problema persistente nei campi vegetali a causa delle sue strutture di sopravvivenza di lunga durata (oospores e chlamydospores) che resistono agli intemperie e al degrado. Il metodo principale di dispersione è attraverso la produzione di zoospores, che sono monotono, spore flagellate che possono nuotare attraverso sottili pellicole d'acqua presenti sulle superfici o in pori del suolo pieni d'acqua e possono accumularsi in pozzanghere e stagni. Pertanto, gli stagni di irrigazione possono essere una fonte dell'agente patogeno e dei punti iniziali dei focolai di malattia. Il rilevamento di P. capsici nell'acqua di irrigazione è difficile utilizzando metodi tradizionali basati sulla coltura perché altri microrganismi presenti nell'ambiente, come Pythium spp., di solito sovrasessero P. capsici rendendolo inosservabile. Per determinare la presenza di spore P. capsici nelle fonti d'acqua (acqua di irrigazione, deflusso, ecc.), abbiamo sviluppato un metodo di filtro a base di pompa a mano (8-10 m) che cattura le spore dell'agente patogeno (zoospore) e viene successivamente utilizzato per amplificare il DNA dell'agente patogeno attraverso un nuovo esempio di amplificazione isotermica mediata dal ciclo (LAMP) progettato per l'amplificazione specifica dei tappi Pici. Questo metodo può amplificare e rilevare il DNA da una concentrazione a partire da 1,2 x 102 zoospores/mL, che è 40 volte più sensibile della PCR convenzionale. Non è stata ottenuta alcuna amplificazione incrociata durante il test di specie strettamente correlate. LAMP è stato anche eseguito utilizzando un colorante mix master LAMP colorimetrico, visualizzando risultati che potrebbero essere letti ad occhio nudo per il rilevamento rapido in loco. Questo protocollo potrebbe essere adattato ad altri agenti patogeni che risiedono, si accumulano o sono dispersi tramite sistemi di irrigazione contaminati.

Ottimizzazione del metodo LAMP In questo studio, abbiamo rilevato la presenza di Phytophthora capsici nell'acqua di irrigazione utilizzando un'amplificazione isotermica mediata a ciclo portatile (LAMP). In primo luogo, il saggio LAMP proposto è stato ottimizzato testando diverse concentrazioni di primer LAMP [F3, B3 (0,1–0,5 M ciascuno); LF, LB (0,5–1,0 M ciascuno) e FIP, BIP (0,8–2,4 M ciascuno)], durate (30-70 min) e temperature (55-70 gradi centigradi). L'ultimo mix di primer LAMP u...

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Detection of Phytophthora capsici in Irrigation Water using Loop-Mediated Isothermal Amplification

Abbiamo sviluppato un metodo per rilevare gli zoospori di Phytophthora capsici nelle fonti d'acqua utilizzando un metodo di estrazione del DNA della carta filtro accoppiato con un'amplificazione isotermica mediata a ciclo (LAMP) che può essere analizzata sul campo o in laboratorio.

Rilevamento di Phytophthora capsici nell'acqua di irrigazione utilizzando l'amplificazione isotermica mediata a ciclo

Phytophthora capsici is a devastating oomycete pathogen that affects many important solanaceous and cucurbit crops causing significant economic losses in ...

Il rilevamento dei fitopatogeni è un passo cruciale nella gestione delle malattie delle piante. Questo protocollo fornisce un metodo di rilevamento rapido per la contaminazione dell'acqua di irrigazione a causa di un comune agente patogeno da combattimento aviotrasportato dall'acqua. Utilizzando questa tecnica, agenti patogeni specifici, come Phytophthora capcici, possono essere lavorati e rapidamente rilevati dal nostro grande volume di acqua di irrigazione pur rimanendo in loco.A dimostrare la procedura saranno Owen Hudson, uno studente masters del mio laboratorio, e Sumyya Waliullah, una ricercatrice post-dottorato del laboratorio del Dr.Pingxi G per allestire una pompa e un filtro per il rilevamento in loco di Phytophthora capcici nell'acqua di irrigazione. Attaccare un pallone filtrante a un tubo collegato a una pompa a mano e montare l'imbuto buchner nel tappo di gomma nella bocca del pallone filtrante. Quindi inserire un pezzo di carta da filtro di dimensioni appropriato con una dimensione di ritenzione di 15 micron nell'imbuto.Per ottenere campioni d'acqua raccogliere l'acqua di irrigazione dalla fonte di destinazione. L'acqua può avere piccole quantità di detriti, ma non sedimenti significativi o suolo. Versare lentamente tra 50 e 1000 millilitri di acqua di prova sulla carta filtrante all'interno dell'imbuto mentre si utilizza la pompa a mano per creare un'aspirazione per tirare l'acqua attraverso l'imbuto.Quando tutta l'acqua è stata filtrata, utilizzare le forcep per rimuovere la carta filtrante dall'imbuto. E usa forbici sterili per tagliare la carta a piccoli pezzi. Immergere da otto a 12 pezzi di carta in 400 microlitri di tampone di estrazione in un tubo da 1,5 millilitri per un'incubazione di cinque minuti a temperatura ambiente.Vortice o altrimenti agitare la carta per 10 secondi una volta al minuto. Alla fine dell'incubazione, utilizzare le forcep per rimuovere la carta con il meno buffer possibile. E ripeti la licenza con il prossimo set di pezzi di carta da filtro.Per l'estrazione del DNA dai campioni di carta filtrante aggiunti 20 microlitri di proteinasi K e 10 microlitri di 10 nanogrammi per microliter RNA anche al campione e incubare la soluzione a temperatura ambiente per 15 minuti con vortice o scuotimento ogni tre minuti. Al termine dell'incubazione, aggiungere 500 microlitri di perline magnetiche nel tampone di legame al campione e mescolare bene scuotendo. Dopo cinque minuti a temperatura ambiente, posizionare il tubo e il rack separatore magnetico per due minuti prima di rimuovere e scartare il supernatante.Rimuovere il tubo dal separatore magnetico e sospendere vigorosamente le perline in 500 microlitri di tampone di lavaggio. Dopo 30 secondi riportare il tubo sul magnete e attendere due minuti prima di scartare il supernatante. Ripetere il lavaggio anche con 500 microlitri di tampone di lavaggio e 500 microlitri di 80% di etanolo, come appena dimostrato.E l'aria guida il pellet di perline magnetiche per 15 minuti a temperatura ambiente. Al termine dell'incubazione sospendere di nuovo le perline in 50 microlitri di tampone di eluizione con pipettazione per un minuto prima di riposizionare il tubo sul magnete per due minuti per consentire la raccolta del supernatante. Dopo aver preparato il mix di primer LAMP come indicato nella tabella, aggiungere a 2,5 microlitri di primer mix 12,5 microlitri di un mastermix LAMP di lava un microlitro di DNA estratto e nove microlitri di acqua distillata doppia su un tubo PCR e impostare un controllo positivo e uno negativo.incubare tutti i campioni in un blog di calore di 64 gradi Celsius per 45 minuti o il genio tre strumenti di amplificazione alla fine dell'incubazione, un carico di cinque microlitri di ogni campione amplificato su un gel di agarosio dell'1% e immaginare le bande risultanti su una macchina per l'imaging ultravioletto. Se è stato utilizzato un colorante calorimetrico, visualizzare il cambiamento di colore per determinare i risultati come positivi o negativi. Se è stato utilizzato uno strumento di amplificazione portatile, visualizzare il grafico di amplificazione sullo schermo per determinare i risultati.Il tempo ottico per l'esecuzione del saggio LAMP a 64 gradi è di 45 minuti, poiché le concentrazioni più basse che erano positive per il rilevamento non vengono amplificate fino a 40 minuti, mentre concentrazioni più elevate vengono amplificate a 20 minuti. L'amplificazione può essere confermata su un gel di agarosio all'1% etichettato con una macchia di acido nucleico. Come illustrato, la PCR convenzionale è 40 volte meno sensibile di LAMP.Rilevando 4,8 per 10 al terzo zoospore per concentrazioni di millilitro al livello più basso. In questa analisi, campioni d'acqua sono stati raccolti da sette stagni utilizzati per la produzione commerciale di ortaggi nella contea di Tift, in Georgia. Tre dei quali hanno dimostrato risultati LAMP positivi.Quando i campioni sono stati testati dalla PCR convenzionale, tuttavia, le zoospore sono state rilevate solo in uno dei tre campioni positivi. In questa tabella vengono riepilogate le differenze tra i metodi di rilevamento che utilizzano variabili quali sensibilità, tempo, preparazione richiesta, materiali e costi. LAMP è il metodo meno costoso tra i metodi testati ed è anche il più veloce, richiedendo solo 30-60 minuti per l'amplificazione rispetto all'amplificazione PCR convenzionale.L'utilizzo di questo DNA di protocollo estratto da agenti patogeni di semi UMI strettamente correlati non comporta alcuna rilevazione per nessuno dei campioni, confermando la specificità dei primer. Assicurarsi di non versare l'acqua del campione troppo velocemente e fare attenzione quando si aggiunge DNA estratto ai tubi LAMP per limitare la contaminazione. Una volta sviluppati altri agenti patogeni a base d'acqua, i metodi di filtrazione e acido della lampada possono essere adattati per altri agenti patogeni.

Research

JoVE Journal

Environment

Detection of Phytophthora capsici in Irrigation Water using Loop-Mediated Isothermal Amplification

Colorimetric Paper-based Detection of Escherichia coli, Salmonella spp., and Listeria monocytogenes from Large Volumes of Agricultural Water

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This protocol describes rapid colorimetric detection of Escherichia coli, Salmonella spp., and Listeria monocytogenes from large volumes (10 L) of ...

Ricerca

Ambiente

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