Name: orthotopic kidney auto-transplantation in a porcine model using 24 hours organ preservation and continuous telemetry
Uploaded: 2020-08-21T14:00:00
Duration: 7 min 58 s
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Die Autoren bedanken sich bei Pascal Paschenda, Mareike Schulz, Britta Bungardt, Anna Kümmecke für die gekonnte technische Unterstützung.
Die Autoren erklären die Finanzierung zum Teil aus dem START-Programm der Medizinischen Fakultät der RWTH Aachen (#23/19 bis Z.C.), aus der B.Braun-Stiftung, Melsungen, Deutschland (BBST-S-17-00240 bis Z.C.), der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG; FÜR-2591, BIS 542/5-1, BIS 542/6-1; 2016 an R.T. und SFB/TRR57, SFB/TRR219, BO3755/3-1, BO3755/6-1 bis P.B.) und das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF: STOP-FSGS-01GM1901A bis P.B.), ohne Beteiligung der Geldgeber an Studiendesign, Datenerhebung, Datenanalyse, Manuskripterstellung oder Veröffentlichungsentscheidung.

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Die Autoren haben keinen Interessenkonflikt zu offenbaren.

Das Schweinemodell von KT ermöglicht die Untersuchung neuartiger therapeutischer Ansätze und Medizinprodukte in einer klinisch relevanten Großtiereinstellung15,17,21. Die anatomischen, pathophysiologischen und chirurgisch-technischen Ähnlichkeiten zwischen dem Schweine- und dem Humanumfeld können die klinische Interpretation von Daten und die schnelle Übersetzung der Befunde und Techniken in klinische Tests15,16,17,18,19,21erleichtern.
Das Modell der orthotopischen Nieren-Autotransplantation entspricht nicht nur dem 3R-Prinzip, indem es die Anzahl der benötigten Tiere im Vergleich zur Allo-Transplantation reduziert, z.B. kein separates Spendertier erforderlich ist, sondern bietet auch eine einzigartige Gelegenheit, die Auswirkungen von IRI und Erhaltungsverletzungen ohne die verwirrenden Auswirkungen der immunologischen Reaktion und der immunsuppressiven Medikamente17,21zu untersuchen.
Leichte Änderungen des Protokolls ermöglichen die Modellierung eines breiten Spektrums klinischer Situationen. Um KT mit Einer Spende nach Kreislauftod (DCD) Nieren nachzuahmen, werden Gefäßstrukturen für 30 bis 60 min in situ vor nierenretrieval geklemmt, während längere kalte Ischämiezeiten (24 Stunden und länger) angewendet werden können, um umfangreiche Erhaltungsverletzungen16,17,28,29zu modellieren.
Obwohl das Schweine-KT-Modell chirurgisch weniger anspruchsvoll ist als solide Organtransplantationsmodelle bei Kleintieren (z.B. Ratten und Mäuse)26, gibt es mehrere technische Aspekte und Fallstricke, die berücksichtigt werden müssen, um die Ergebnisse zu verbessern und spezifische Komplikationen zu vermeiden17.
Wenn die großen Lymphgefäße um die minderwertige Vena cava und die Aorta während der Transplantatentnahme oder Implantation aufgrund technischer Fehler oder anatomischer Variationen nicht vermieden werden, kann dies zu einer hochverdaitten lymphatischen Fistel und postoperativen Bauchflüssigkeitssammlung, Infektion und möglicherweise technischem Versagen führen. Lymphgefäße sollten während der Operation vollständig vermieden oder mit 5-0 oder 6-0 Polypropylen-Nähten geschlossen werden. Es ist ratsam, auch die Verwendung von bipolaren oder anderen Gerinnungsvorrichtungen im Falle von lymphatischen Leckagen zu vermeiden. Es führt in der Regel zu einer Verschlechterung der Situation. Im Falle einer schwachen lymphatischen Leckage, hat unser Team eine gute Erfahrung mit der Anwendung von fibrin-basierten Kollagen-Patches (z.B. Tachosil)30, aber ihre hohen Kosten begrenzt ihre Anwendung in dieser Einstellung.
Im vorliegenden Protokoll zeigen wir einen transperitonealen Ansatz für die Nierenentnahme und Autotransplantation. Dies ist ein großer technischer Unterschied im Vergleich zur klinischen Situation, wo Nierentransplantate in der Regel in die Iliac Fossa mit einem extraperitonealen Ansatz implantiert werden. Obwohl die meisten Gruppen einen transperitonealen und einen orthotopischen Ansatz im Schweinemodell verwenden, ist eine heterotopische Transplantation in die Iliasfossa auch bei Schweinen31möglich. Aufgrund des relativ geringen Durchmessers der äußeren Iliasarterie bei 30-40 kg Schweinen und seiner Neigung zum Vasospasmus ist es jedoch manchmal schwierig, die end-to-side Anastomose der Nierenarterie zur äußeren Iliasarterie31durchzuführen. In Bezug auf die Tatsache, dass wir die linke Niere über einen transperitonealen Ansatz abrufen, um eine nachfolgende Autotransplantation durchzuführen, ist es besser möglich, die Implantation durchzuführen, indem wir den gleichen Schnitt wieder öffnen und einen straigtforward orthotopischen Ansatz verwenden, insbesondere dass es pro Protokoll auch erforderlich ist, die native rechte Niere zu entfernen, um sicherzustellen, dass sich das Tier mit nur einer vorbeschädigten Artey erholt. Die umfassende Beschreibung aller möglichen technischen Varianten des Modells geht über den Rahmen dieses Protokolls hinaus und wurde von anderen in umfassenden Review-Artikeln31zusammengefasst.
Die Verdrängung des transplantierten Nierentransplantats und das daraus resultierende Knicken der vaskulären Anastomosen sind eine Hauptursache für das Versagen im Schweine-KT-Modell, was aufgrund einer chirurgischen Komplikation schnell zu Gefäßverschluss und vollständigem Versagen des Experiments führt. Um dies zu vermeiden, schließen wir nach der Autotransplantation die Peritonealschicht über der Niere mit einer laufenden Naht mit 3-0 Polyglactin. Darüber hinaus wird der Farbdoppler-Ultraschall direkt nach der Implantation der Niere und des Bauchverschlusses durchgeführt, um eine gute arterielle und venöse Perfusion des Nierentransplantats zu gewährleisten. Ultraschall wird auch täglich und auf Abruf verwendet, basierend auf der klinischen Leistung des Tieres, um Nierenperfusion, postrenale Probleme (z. B. Obstruktion oder Knicking des Harnkatheters) und Flüssigkeitssammlung aufgrund lymphatischer Fistel, Blutungen oder Infektionen zu untersuchen (Abbildung 4 und Abbildung 6). 
Da 24 Stunden kalte Ischämie oft zu funktionellen Beeinträchtigungen und verzögerter Transplantatfunktion führt, können die Tiere eine medizinische Therapie auf Abruf benötigen, wenn dies vom Veterinäramt als notwendig erachtet wird. Dies kann eine Infusionstherapie mit 5% Glukose- und/oder Ringer-Lösung, die über die zentrale venöse Linie verabreicht wird, Furosemidbolus-Injektionen (bei Oligurie/Anurie je nach klinischem Zustand und Laborergebnissen, 60-80 mg Bolus-Injektionen bis zu 200 mg/Tag) und die orale Verabreichung von Natriumpolystyrolsulfonat (Resonium A) bei schwerer Hyperkalämie32. Um eine experimentelle Voreingenommenheit zu vermeiden, muss der für die tierärztliche Betreuung der Tiere nach der Transplantation zuständige Veterinärbeamte für die angewandte Behandlung und Gruppierung geblendet werden.
Obwohl die Anatomie der Nierenarterie bei deutschen Landrassenschweinen mit meist einer Arterie recht einfach zu rekonstruieren ist, gibt es ein breites Spektrum anatomischer Variationen der Renalvenenzweige, die während der venösen Rekonstruktion eine gewisse chirurgische Kreativität erfordern. Häufig verbinden sich zwei (oder mehr) renale Venenzweige auf verschiedenen Ebenen zwischen dem Nieren-Hilum und dem unteren Vena-Cava. Die am häufigsten beobachteten Variationen und die möglichen Rekonstruktionsmöglichkeiten17 sind in Abbildung 3dargestellt.
Nach dem ersten chirurgischen Eingriff (Tag -15, Telemetrie-Implantation) erhalten alle Tiere eine Schweinejacke, die sie während des gesamten Versuchszeitraums tragen. Dies bietet einen ausgezeichneten Schutz vor Unfallverletzungen und Verwerfungen der implantierten Katheter und bietet Platz für die Lagerung der Urinsammelbeutel. Die Verwendung dieser Jacken ist auch eine praktikable Lösung, um die Notwendigkeit von metabolischen Käfigen für die Bewertung der Kreatinin-Clearance als Verfeinerungsmethode nach dem 3R-Prinzip zu beseitigen.
Unsere Wohnanlage integriert den Einsatz von Telemetrie und videobasierter perioperativer Überwachung. Obwohl diese Methoden die regelmäßigen Besuche des Veterinärbeamten und der Techniker nicht ersetzen können, erleichtern sie schnelle Interventionen und verbessern die Schwerebewertung, um unsere versuchsweisen Rahmenbedingungen für die Zukunft weiter zu verfeinern. Es gibt ein breites Spektrum an Indikationen für die Verwendung eines implantierbaren Telemetriegerätes in großen Tiermodellen33. Obwohl eine genaue Überwachung der klinischen Paramter nach größeren Operationen wie EKG, Blutdruck, Temperatur als Standard in der menschlichen klinischen Einstellung einer chirurgischen Intensiv- und Zwischenstation angesehen wird, wird in der experimentellen Chirurgie Überwachung meist eingestellt, wenn das Tier aus der Anästhesie aufwacht33,34,35. Daher bietet die Telemetrie eine praktikable Möglichkeit für die kontinuierliche Überwachung dieser Tiere. Wir glauben, dass all diese Daten zur früherkennung einer möglichen postoperativen Komplikation genau und rechtzeitig beitragen (z. B. hämorrhagischer Schock oder Sepsis, die durch steigende Temperatur, Hypotonie und Tachykardie nachgewiesen werden). Dies kann ein rechtzeitiges Eingreifen erleichtern (z. B. Einführung einer therapeutischen Antibiotikatherapie, Flüssigkeitssubstitution, Absetzen der Antikoagulation oder Opfer des Tieres, um Leiden zu vermeiden). Neben diesem "Echtzeit"-Überwachungsaspekt konzentriert sich unsere Gruppe derzeit auf die Schwerebeurteilung und Verfeinerung von Tierversuchen36,37,38. Die retrospektive Analyse einer großen Menge gesammelter Telemetriedaten in diesen Experimenten kann es uns ermöglichen, die Schwere dieser Art von chirurgischen Eingriffen besser zu sratifizieren und die perioperative Versorgung (z. B. Analgesie) bei Labortieren zu optimieren.
In Bezug auf die implantierbare Telemetrie wird ein Zeitraum von mindestens 12 Tagen nach der Implantation des Messsystems empfohlen, um stabile und optimale Messdaten (basierend auf persönlicher Kommunikation) zu gewährleisten. Nachdem wir dieses Problem mit verschiedenen Herstellern diskutiert hatten, die Telemetrielösungen für große Tiere sowie mit anderen Forschungsgruppen, die diese Systeme in verschiedenen experimentellen Umgebungen nutzten, zur Verfügung stellten, beschlossen wir, einen Zeitraum von 14 Tagen zwischen Telemetrieimplantation und Nierentransplantation zu integrieren. In den früheren Tagen können abweichungen aufgrund der Bewegung des Tieres auftreten, da die Narben- und Heilungsprozesse noch unvollständig sind.
Trotz seiner Vorteile hat das oben beschriebene Modell gewisse Einschränkungen. Die Komplexität und die erforderlichen Ressourcen und die erforderliche Infrastruktur sind die wichtigsten Einschränkungen des Modells. Das zeitaufwändige Versuchsprotokoll, komplexe Techniken und intensive perioperative Nachverfolgung erfordern die Verfügbarkeit einer signifikanten Wohn- und ODER-Kapazität und erfordern die Beteiligung eines größeren Teams, einschließlich Doktoranden, Chirurgen, Veterinärbeamten und Technikern (Tabelle 1). Daher ist es auf der Grundlage unserer empirischen Beobachtungen in der Regel nicht machbar, mehr als zwei Verfahren pro Tag durchzuführen. Ein weiterer Nachteil des Schweinemodells gegenüber Kleintiermodellen ist die begrenzte Möglichkeit mechanistischer und molekularbiologischer Untersuchungen. Im vorliegenden Protokoll wurden nur 5 Tage Follow-up gemeldet. Dies war geeignet, um die wichtigsten experimentellen Merkmale des Modells zu demonstrieren, aber diese relativ kurze Nachbeobachtung kann nicht ausreichen, um bestimmte spezifische Forschungsfragen zu beantworten (z. B. langfristige Wiederherstellung der Funktion vs. akute Schäden). Daher kann eine projektbezogene Verlängerung der Folgemaßnahmen erforderlich sein. Dieses Manuskript beschreibt unsere aktuelle "Best-Practice" in der experimentellen Einstellung der orthotopischen Nieren-Autotransplantation. Während bestimmte Schritte zur erfolgreichen Etablierung dieses Modells obligatorisch sind, sind kleinere Aspekte (z. B. die intraoperative Verwendung eines Blasenkatheters, arterielle Katheterplatzierung zur Femoral vs. Karotisarterie) fakultativ und können nach Ermessen der Ermittler vermieden/verändert werden. Beschreibung und Begründung jedes einzelnen methodischen Aspekts würden den Rahmen dieses Protokolls sprengen und wurden an anderer Stelle erörtert31. Schließlich ist es auch schwierig, die genaue klinische Situation von ECD KT im Schweinemodell zu replizieren, wo ältere Spender, Allografts mit akuten Nierenverletzungen und Spender mit multiplen Komorbiditäten und chronischen Krankheiten wie Bluthochdruck, Diabetes mellitus oder Arteriosklerose einen großen Teil des marginalen Spenderpools ausmachen8,9.
Ungeachtet der oben genannten Einschränkungen sowie der technischen und logistischen Herausforderungen bietet dieses etablierte und reproduzierbare Großtiermodell von KT eine einzigartige Gelegenheit, neuartige Therapien und Techniken zur Verbesserung der Organkonservierung und der klinischen Ergebnisse zu untersuchen und stellt eine hervorragende Plattform für jüngere Chirurgen dar, um Organtransplantationstechniken in einem großen Tiermodell zu beherrschen.

Seit der ersten erfolgreichen transplantation von identischen Zwillingen durch identische Zwillinge im Jahr 1954, durchgeführt von der Pioniergruppe des Nobelpreisträgers Joseph Murray1, hat sich die Nierentransplantation (KT) als Hauptstütze der Behandlung von Patienten mit Nierenerkrankungen im Endstadium (ESRD)entwickelt 2. KT zeigt im Vergleich zur Dialyse2überlegene langfristige klinische Ergebnisse und Lebensqualität. Kurz- und langfristige Überlebensraten nach KT verbessert kontinuierlich, aufgrund von Fortschritten in chirurgischen Techniken, Organkonservierung, immunsuppressive Therapie, und kritische Pflege, daher KT wurde weit verbreitet auf globaler Ebene2,3,4.
Aufgrund der kritischen Organknappheit besteht eine ständig wachsende Kluft zwischen Allograft-Angebot und Nachfrage3,5,6. Im Jahr 2018 warteten in Deutschland rund 12.031 Patienten auf KT, allerdings konnten aufgrund des extremen Organmangels für Transplantation7nur weniger als 20% (2.291 Patienten) eine Spenderniere erhalten. Leider ist in den letzten Jahrzehnten nicht nur die absolute Zahl der Organspender, sondern auch die allgemeine Qualität der für die Transplantation angebotenen Allografts zurückgegangen8,9. Eine zunehmende Tendenz wurde in der Anzahl der vorbeschädigten oder "marginalen" Nierenallografts beobachtet, die für die Transplantation akzeptiert werden mussten10. Die Verwendung von ECD-Allografts kann Wartezeiten und Wartelistenmorbidität und Mortalität reduzieren, es ist jedoch mit einer erhöhten Inzidenz von transplantatbedingten Komplikationen wie primäre Transplantat-Nichtfunktion (PNF) und/oder verzögerte Transplantatfunktion (DGF)8,9,10verbunden. Weitere Forschung ist wichtig, um allograft Nutzung zu optimieren, erweitern Sie den Spenderpool und schützen und rekonditionieren marginale Allografts, die letztlich die Patientenergebnisse verbessern können3,6.
Aufgrund der ressourcenintensiven und komplexen Natur großer Tiertransplantationsmodelle werden zahlreiche Studien mit Kleintieren oder in ex vivo Einstellungen11,12,13,14,15durchgeführt. Obwohl diese Modelle wichtige wissenschaftliche Daten liefern können, ist die Übersetzung dieser Erkenntnisse in den klinischen Rahmen oft begrenzt. Das Schweinemodell der orthotopischen Nieren-Autotransplantation ist ein bewährtes und reproduzierbares Modell, das es ermöglicht, neue innovative Behandlungsansätze in einer klinisch relevanten In-vivo-Einstellung zu testen, mit potenziell längeren Nachbeobachtungszeiten und reichlich Möglichkeiten für eine sich wiederholende Probenentnahme16,17. Über den Vorteil der vergleichbaren Größe hinaus, die eine relativ direkte Übersetzung in den klinischen Rahmen (insbesondere für die Entwicklung von Medizinprodukten und die Dosierung von Arzneimitteln), die chirurgisch-anatomischen und physiologischen Ähnlichkeiten in Bezug auf Ischämie-Reperfusionsverletzung (IRI) und Nierenschäden ermöglicht, unterstützen die Verwendung dieses Modells in der translationalen Forschung17,18,19. Dieses Modell bietet auch eine ausgezeichnete Ausbildungsmöglichkeit, um junge Transplantationschirurgen auf die technischen Herausforderungen der klinischen Organtransplantationvorzubereiten 20.
Es gibt auch mehrere Unterschiede im Vergleich zur menschlichen Einstellung und verschiedene technische Modifikationen des Modells können in der Literatur gefunden werden16,17,19,20,21. Dieser Artikel beschreibt ausführlich technische Details, Fallstricke und Empfehlungen, die helfen können, das Modell der orthotopischen Nieren-Autotransplantation zu etablieren. Die beschriebene Telemetrie- und Videoüberwachungsmethode sowie unsere speziell konzipierte Wohnanlage ermöglichen eine nahaufnahmeende Schwerebeurteilung und klinische Beobachtung der Tiere. Die Verwendung eines perkutanen Harnkatheters und ausgewiesener Schweinejacken bietet die Möglichkeit einer detaillierten Beurteilung der Nierenfunktion ohne die Verwendung von Stoffwechselkäfigen. Diese technischen Modifikationen werden als mögliche Lösungen beschrieben, um den modernen Herausforderungen des 3R-Prinzips (Ersatz, Reduktion und Verfeinerung) gerecht zu werden und Tierversuche mit großen Tiermodellen zu verbessern22.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Anesthesia materials, drugs and medications</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aspirin 500mg i.v., powder for solution for injection&#160;</td>
			<td>Bayer Vital AG, Leverkusen, Germany</td>
			<td>4324188</td>
			<td>antiplatelet agents</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Atropine sulfate solution for injection, 100mg</td>
			<td>Dr. Franz K&#246;hler Chemie GmbH, Bensheim, Germany&#160;</td>
			<td>1821288</td>
			<td>parasympatholytic agent, premedication</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bepanthen ointment for eyes and nose</td>
			<td>Bayer Vital AG, Leverkusen, Germany</td>
			<td>1578675</td>
			<td>eye ointment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BD Discardit II syringes, 2ml, 5ml, 10ml,20ml</td>
			<td>Becton Dickinson GmbH, Heidelberg, Germany</td>
			<td>300928, 309050,309110, 300296&#160;</td>
			<td>syringes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BD Micolance 3 (20G yellow) Cannula</td>
			<td>Becton Dickinson GmbH, Heidelberg, Germany</td>
			<td>305888</td>
			<td>venous catheter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BD Venflon Pro Safety (20G pink)</td>
			<td>Becton Dickinson GmbH, Heidelberg, Germany</td>
			<td>4491101</td>
			<td>venous catheter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine (Buprenovet)</td>
			<td>Bayer Vital AG, Leverkusen, Germany</td>
			<td>794-996</td>
			<td>analgesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cefuroxime 750mg, powder for preparing&#160; injection solution</td>
			<td>FRESENIUS KABI Deutschland GmbH, Bad Homburg, Germany</td>
			<td>J01DC02</td>
			<td>antibiotics</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Covidien Hi-Contour, Endotracheal Tube 7,5 with Cuffed Murphy Eye</td>
			<td>Covidien Deutschland GmbH,Neustadt/Donau, Germany</td>
			<td>COV-107-75E</td>
			<td>endotracheal Tube</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FENTANYL 0,5 mg Rotexmedica solution for injection&#160;</td>
			<td>Rotexmedica GmbH Arzneimittelwerk, Trittau, Germany</td>
			<td>4993593</td>
			<td>opioide analgetic agent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Furosemide-ratiopharm 250 mg/25 ml solution for injection</td>
			<td>Ratiopharm GmbH, Ulm, Germany</td>
			<td>1479542</td>
			<td>loop diuretics</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glucose 5% solution for infusion (500ml, 250ml)</td>
			<td>B. Braun Deutschland GmbH &#38; Co. KG, Melsungen, Germany&#160;</td>
			<td>3705273,03705422</td>
			<td>infusion fluid</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glucose 20% solution for infusion</td>
			<td>B. Braun Deutschland GmbH &#38; Co. KG, Melsungen, Germany&#160;</td>
			<td>4164483</td>
			<td>osmotic diuresis</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin-Sodium 5000 I.E./ml</td>
			<td>B. Braun Deutschland GmbH &#38; Co. KG, Melsungen, Germany&#160;</td>
			<td>15782698</td>
			<td>anticoagulant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane-Piramal (Isoflurane)</td>
			<td>Piramal Critical Care Deutschland GmbH, Hallbergmoos, Germany</td>
			<td>9714675</td>
			<td>volatile anaesthetic agent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine (Ketamine hydrochloride) 10%</td>
			<td>Medistar Arzneimittelvertrieb GmbH, Ascheberg, Germany</td>
			<td>0004230</td>
			<td>general anaestetic agent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MIDAZOLAM 15mg/3ml</td>
			<td>Rotexmedica GmbH Arzneimittelwerk, Trittau, Germany</td>
			<td>828093</td>
			<td>hybnotica, sedative agent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl 0,9% solution for infusion (500ml,1000ml)</td>
			<td>B. Braun Deutschland GmbH &#38; Co. KG, Melsungen, Germany&#160;</td>
			<td>864671.8779</td>
			<td>infusion fluid</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Norepinephrine (Arterenol)</td>
			<td>Sanofi-Aventis Deutschland GmbH, Frankfurt, Germany</td>
			<td>16180</td>
			<td>increase in blood pressure&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Organ preservation solution (e.g. HTK)</td>
			<td>Dr. Franz K&#246;hler Chemie GmbH, Bensheim, Germany&#160;</td>
			<td>should be decided based on preference and experimental design</td>
			<td>organ preservation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pantoprazole 40mg/solution for injection</td>
			<td>Laboratorios Normon,Madrid, Spain</td>
			<td>11068</td>
			<td>proton pump inhibitor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paveron N 25mg/ml solution for injection (Papaverine Hydrochloride)</td>
			<td>LINDEN Arzneimittel-Vertrieb-GmbH, Heuchelheim, Germany</td>
			<td>2748990</td>
			<td>spasmolytic agent for vasodilatation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pentobarbital (Narcoren)</td>
			<td>Boehringer Ingelheim vetmedica GmbH, Ingelheim, Germany</td>
			<td>1,204,924,565</td>
			<td>used for euthanasia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Propofol 1% (10mg/ml) MCT Fresenius</td>
			<td>FRESENIUS KABI Deutschland GmbH, Bad Homburg, Germany</td>
			<td>654210</td>
			<td>general anaesthetic agent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ringer solution</td>
			<td>B. Braun Deutschland GmbH &#38; Co. KG, Melsungen, Germany&#160;</td>
			<td>1471411</td>
			<td>infusion fluid</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterofundin ISO solution for infusion (1000ml)</td>
			<td>B. Braun Deutschland GmbH &#38; Co. KG, Melsungen, Germany&#160;</td>
			<td>1078961</td>
			<td>Infusion fluid</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stresnil (Azaperone) 40mg/ml</td>
			<td>Elanco</td>
			<td>797-548</td>
			<td>sedative</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Urine catheter ruffle 12CH&#160;</td>
			<td>Wirutec R&#252;sch 
			Medical Vertriebs GmbH, Sulzbach, Germany</td>
			<td>R&#220;SCH-180605-12</td>
			<td>transurethral urinecatheter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical materials</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Appose ULC Skin Stapler</td>
			<td>Covidien Deutschland GmbH,Neustadt/Donau, Germany</td>
			<td>8886803712</td>
			<td>skin stapler</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cavafix Certo 375&#160;</td>
			<td>B. Braun Deutschland GmbH &#38; Co. KG, Melsungen, Germany&#160;</td>
			<td>4153758</td>
			<td>central venous catheter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EMKA Easytel +L-EPTA Transponder</td>
			<td>emka TECHNOLOGIES S.A.S,Paris,France</td>
			<td>L-EEEETA 100</td>
			<td>telemetry transponder</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EMKA Reciever and Data Analyzer System</td>
			<td>emka TECHNOLOGIES S.A.S,Paris,France</td>
			<td>Reviever&#160;</td>
			<td>telemetry receiver</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Feather Disposable Scapel (11)(21)</td>
			<td>Feather, Japan</td>
			<td>8902305.395</td>
			<td>scapel</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Prolene 2-0, blue monofil VISI-BLACK, FS needle</td>
			<td>Johnson &#38; Johnson Medical GmbH - Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany</td>
			<td>EH7038H</td>
			<td>skin</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Prolene 3-0,blue monofil,FS1 needle</td>
			<td>Johnson &#38; Johnson Medical GmbH - Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany</td>
			<td>EH7694H</td>
			<td>skin</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Prolene 5-0 (simply angulated, C1 needle) blue monofil VISI-BLACK</td>
			<td>Johnson &#38; Johnson Medical GmbH - Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany</td>
			<td>EH7227H</td>
			<td>vascular</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Prolene 5-0 (double armed, C1 needle) 60cm</td>
			<td>Johnson &#38; Johnson Medical GmbH - Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany</td>
			<td>KBB5661H</td>
			<td>vascular</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Prolene 6-0 (double armed, C1 needle) 60cm</td>
			<td>Johnson &#38; Johnson Medical GmbH - Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany</td>
			<td>EH7228H</td>
			<td>vascular</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sempermed derma PF Surgical Gloves Seril Gr. 7, 7.5, 8&#160;</td>
			<td>Semperit investment Asia Pte Ltd, Singapore</td>
			<td>4200782,4200871,4200894</td>
			<td>surgical gloves</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sentinex&#174; PRO Surgical Gowns Spunlace XL 150cm</td>
			<td>Lohmann &#38; Rauscher GmbH &#38; Co. KG, Neuwied, Germany</td>
			<td>19302</td>
			<td>surgical gown</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tachosil</td>
			<td>Takeda Pharma Vertrieb GmbH &#38; Co. KG, Berlin, Germany</td>
			<td>MAXI 9,5 x 4,8 cm</td>
			<td>haemostasis</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Telasorp Belly wipes (green 45x45cm)</td>
			<td>PAUL HARTMANN AG,Heidenheim, Germany</td>
			<td>4542437</td>
			<td>abdominal towel</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pediatric urine catheter</td>
			<td>Uromed Kurt Drews KG, Oststeinbeck, Germany</td>
			<td>PZN 03280856</td>
			<td>used for the uretero-cutaneus stoma</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VICRYL- 0 MH Plus</td>
			<td>Johnson &#38; Johnson Medical GmbH - Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany</td>
			<td>V324</td>
			<td>fascial closure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VICRYL - 3-0, SH1 Plus needle, 75cm</td>
			<td>Johnson &#38; Johnson Medical GmbH - Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany</td>
			<td>W9114</td>
			<td>subcutaneous suture, peritoneal suture,&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VICRYL - 3-0, SH1 Plus needle, 4*45cm</td>
			<td>Johnson &#38; Johnson Medical GmbH - Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany</td>
			<td>V780</td>
			<td>subcutaneous suture, peritoneal suture,&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VICRYL - ligatures Sutupak purple braided, 3-0</td>
			<td>Johnson &#38; Johnson Medical GmbH - Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany</td>
			<td>V1215E</td>
			<td>threats for ligature</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3M&#8482; Standard Surgical Mask 1810F</td>
			<td>3M Deutschland GmbH, Neuss, Germany</td>
			<td>3M-ID&#160;7000039767</td>
			<td>surgical mask</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical instruments</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anatomical forceps Standard</td>
			<td>ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany&#160;</td>
			<td>PZ0260</td>
			<td>anatomical forceps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Atraumatic tweezers steel, De Bakey Tip 1,5mm 8&#34;</td>
			<td>ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany&#160;</td>
			<td>GF0840</td>
			<td>anatmical atraumatic forceps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bipolar forceps 16 cm straight, Branch 0,30 mm pointed, universal fit</td>
			<td>B&#252;hler Instrumente Medizintechnik GmbH,Tuttlingen, Germany</td>
			<td>08/0016-A</td>
			<td>biopolar forceps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bulldog clamp atraumatic,curved, De bakey 78 mm, 3&#34;</td>
			<td>ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany&#160;</td>
			<td>GF0900</td>
			<td>bulldog clamps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DE BAKEY-SATINSKY vascular clamp 215mm</td>
			<td>ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany&#160;</td>
			<td>GF1661</td>
			<td>vascular clamp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissecting scissors Mayo,250 mm, 10&#34;</td>
			<td>ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany&#160;</td>
			<td>SC2232</td>
			<td>&#160; Scissors for dissection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissecting scissors Metzenbaum-Fino, 260 mm, 101/4&#34;</td>
			<td>ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany&#160;</td>
			<td>SC2290</td>
			<td>Scissors for dissection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Draeger CATO Anesthetic machine with PM8050 Monitor</td>
			<td>Dr&#228;ger, Dr&#228;gerwerk AG &#38; Co. KGaA, L&#252;beck, Germany&#160;</td>
			<td>106782</td>
			<td>Ventilation System</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#160;Fine Tweezers, ADSON 180 mm</td>
			<td>ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany&#160;</td>
			<td>ADSONPZ0571</td>
			<td>fine forceps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gosset abdomenal wall spreader</td>
			<td>CHIRU-INSTRUMENTE, Kaierstuhl,Germany</td>
			<td>09-621512</td>
			<td>abdominal retractor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HALSTEAD MOSQUITO,curved, surgical 125mm</td>
			<td>ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany&#160;</td>
			<td>KL2291</td>
			<td>mosquite clamps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HF surgical device ICC 300, Electrocautery</td>
			<td>Erbe Elektromedizin Gmbh; T&#252;bingen, Germany</td>
			<td>20132-043</td>
			<td>cautery, biopolar</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MICRO HALSTED-MOSQUITO 100mm, curved</td>
			<td>ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany&#160;</td>
			<td>KL2187</td>
			<td>mosquite clamps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro steel needle holder straight 0,5mm, with spring lock</td>
			<td>ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany&#160;</td>
			<td>MN1324D</td>
			<td>microsurgical needle holder</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microsurgical/watermaker tweezers LINZ 150mm 6&#34; Ergo round handle</td>
			<td>ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany&#160;</td>
			<td>MN0087</td>
			<td>fine microsurgical forceps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>needle holder Mayo-hegar,190 mm, 71/2&#34;</td>
			<td>ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany&#160;</td>
			<td>NH1255</td>
			<td>needle holder</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Overhold Slimline Fig. 0 8 1/2&#34;</td>
			<td>ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany&#160;</td>
			<td>KL4400</td>
			<td>overholds</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Gauze 10X10</td>
			<td>Paul HaRTMANN AG,Heidenheim, Germany</td>
			<td>401725</td>
			<td>sterile gauze</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suction tip OP-Flex Handpiece Yankauer</td>
			<td>Pfm Medical AG, K&#246;ln, Germany</td>
			<td>33032182</td>
			<td>suction</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>surgical forceps Standard 5 3/4&#34;&#160;</td>
			<td>ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany&#160;</td>
			<td>PZ1260</td>
			<td>surgical forceps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>surgical scissors standard pointed-blunt (thread/cloth scissors)175 mm, 7&#34;</td>
			<td>ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany&#160;</td>
			<td>SC1522</td>
			<td>surgical Scissors</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Titanit vascular scissors POTTS-SMITH,185 mm, 71/4&#34;60&#176;</td>
			<td>ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany&#160;</td>
			<td>SC8562</td>
			<td>Pott scissors</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tunneling instrument</td>
			<td>Marina Medical Instruments Inc,Davies,US</td>
			<td>MM-TUN06025</td>
			<td>subcutaneous tunneling</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vessel loops</td>
			<td>Medline International Germany GmbH,Kleve, Germany</td>
			<td>VLMINB</td>
			<td>hold and adjust the vessel</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wound spreaders Weitlander, Stump,110 mm, 41/4&#34;</td>
			<td>ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany&#160;</td>
			<td>WH5210</td>
			<td>wound care</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Further material</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heating pad</td>
			<td>Eickemeyer - Medizintechnik f&#252;r Tier&#228;rzte KG, Tuttlingen, Germany&#160;</td>
			<td> 
			648050 MHP-E1220</td>
			<td>maintain body temperature during surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laryngoscope, customized</td>
			<td>Wittex GmbH, Simbach, Germany</td>
			<td>333222230</td>
			<td>&#160;expose the vocal cord</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rectal temperature probe</td>
			<td>Asmuth Medizintechnik, Minden, Germany</td>
			<td>ASD-RA4</td>
			<td>measure body temperature</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spray wound film</td>
			<td>Mepro-Dr. Jaeger und Bergmann GmbH, Vechta, Germany</td>
			<td>2830</td>
			<td>&#160;keep sterile condition</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile organ bag</td>
			<td>Raguse Gesellschaft f&#252;r medizinische Produkte, Ascheberg, Germany</td>
			<td>800059</td>
			<td>organ preservation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>swine jacket small, adult Landrasse swine 30-50kg, customized for Emka Telemetry and urinary catheterization&#160;</td>
			<td>Lomir Biomedical Inc., United Kingdom</td>
			<td>SS J1LAPMP</td>
			<td>swine jackets to pretect implanted catheters and store urine bag</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#160;Ultrasound device, Sonosite Edge-II</td>
			<td>FUJIFILM SonoSite GmbH, Frankfurt, Germany</td>
			<td>V21822</td>
			<td>ultrasound and color Doppler</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Urine bag 2000ml Volume</td>
			<td>ASID BONZ GmbH, Herrenberg, Germany&#160;</td>
			<td>2062578</td>
			<td>disposable urine bag connected to the uretero-cutaneous fistula catheter</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

orthotopic kidney auto-transplantation in a porcine model using 24 hours organ preservation and continuous telemetry

Im gegenwärtigen Zeit der Organtransplantation mit kritischem Organmangel werden verschiedene Strategien eingesetzt, um den Pool der verfügbaren Allografts für Nierentransplantationen (KT) zu erweitern. Obwohl die Verwendung von Allografts aus erweiterten Kriterien Spender (EKD) den Mangel an Organspendern teilweise lindern könnte, tragen EKD-Organe ein potenziell höheres Risiko für schlechtere Ergebnisse und postoperative Komplikationen. Dynamische Organkonservierungstechniken, Modulation der Ischämie-Reperfusion und Konservierungsverletzungen sowie Allograft-Therapien stehen im Mittelpunkt des wissenschaftlichen Interesses, um die Allograft-Nutzung und die Patientenergebnisse in KT zu verbessern.
Präklinische Tierversuche spielen eine wesentliche Rolle in der translationalen Forschung, insbesondere in der Medizinprodukte- und Arzneimittelentwicklung. Der große Vorteil des orthotopischen Transplantationsmodells für Schweine gegenüber Ex-vivo- oder Kleintierstudien liegt in den chirurgisch-anatomischen und physiologischen Ähnlichkeiten mit dem klinischen Umfeld. Dies ermöglicht die Untersuchung neuer therapeutischer Methoden und Techniken und gewährleistet eine erleichterte klinische Übersetzung der Befunde. Dieses Protokoll bietet eine umfassende und problemorientierte Beschreibung des orthotopischen Nieren-Autotransplantationsmodells, bei dem eine Konservierungszeit von 24 Stunden und telemetrieüberwacht werden. Die Kombination ausgeklügelter Operationstechniken mit hochstandardisierten und modernsten Methoden der Anästhesie, Tierhaltung, perioperativer Nachverfolgung und Überwachung gewährleistet die Reproduzierbarkeit und den Erfolg dieses Modells.

Unsere Gruppe verfügt über mehrjährige Erfahrung mit festen Organtransplantationsmodellen bei kleinen und großen Tieren und nutzte das orthotopische Nieren-Autotransplantationsmodell, das reproduzierbare Ergebnisse in verschiedenen experimentellen Umgebungen16,25,26,27. Je nach Versuchsaufbau empfehlen wir die Durchführung von 3 bis 5 Autotransplantationen als Vorversuche, die eine ausreichende Lernkurve des gesamten Experimentalteams gewährleisten. In der gegenwärtigen Umgebung waren 5 Transplantationen erforderlich, um einen Chirurgen auszubilden, mit 8 Jahren vorheriger experimenteller und 5 Jahren klinischer chirurgischer Erfahrung auf dem Gebiet der Transplantationschirurgie, bei der Durchführung dieser Experimente. Dies kann je nach der vorherigen Exposition des Chirurgen gegenüber diesen Techniken variieren.
Im Rahmen dieses Protokolls werden die Ergebnisse einer Reihe von 5 orthotopischen Orthotop-Experimenten zur Autotransplantation von Poren auf der Nieren demonstriert. Die Transponderimplantation war bei jedem Tier mit ausreichendtelemetriesignalen während des beobachtungszeitraums erfolgreich (außer einem Tier mit partieller Transponderfunktionsstörung). Das Messer-zu-Haut-Intervall für die Transponderimplantation betrug 85 min ± 5 min (Tabelle 1). Nach der Transplantation sanieren sich alle Tiere gut in der Unterkunft. Das Messer-zu-Haut-Intervall für die Retrieval-Chirurgie betrug 135 min ± 32 min (davon ca. 30-45 min für das Einsetzen, Tunneln und Sichern des Jugularkatheters). Die linke Niere wurde in einem kalten Wasserbad mit einer Ziel-Kalt-Ischämie-Zeit von 24 h (24 h ± 30 min) gelagert. Am nächsten Tag, nach Anästhesieinduktion und Relaparotomie, wurde die kontralaterale (rechte) Niere entfernt, gefolgt von der orthotopischen Autotransplantation des kalt gelagerten linken Nierentransplantats, wie zuvor beschrieben. Das Messer-zu-Haut-Intervall für die Autotransplantationsoperation betrug 168 min ± 27 min (einschließlich der Explantation der rechten Niere). Warme Ischämie Zeit war 34 min ± 7 min. Jedes implantierte Nierentransplantat hatte eine minimale, aber direkte Urinproduktion nach der Reperfusion. Nach dem Bauchverschluss zeigte der Farb-Doppler-Ultraschall in allen Fällen zufriedenstellende arterielle und venöse Perfusion der Niere (Abbildung 4). Alle Tiere erholten sich von der Anästhesie und während des Beobachtungszeitraums wurden keine signifikanten Komplikationen beobachtet. Tägliche Blut- und Urinproben wurden entnommen. Alle Schweine waren während der Nachbeobachtung in gutem klinischen Zustand und wurden nach 5 Tagen geopfert. Serumkreatinin- und Kaliumwerte erreichten ihren Höhepunkt auf POD3-4. Der pH-Wert des Blutes liegt im normalen Bereich (Abbildung 5). Der Urinausgang wurde in den ersten vier postoperativen Tagen auf Normalwerte zurückgewonnen. Die Anzahl der weißen Blutkörperchen wurde am Ende des Nachbeobachtungszeitraums leicht erhöht (Abbildung 5). Die Körpertemperatur, gemessen durch kontinuierliche Telemetrieüberwachung, zeigte während des postoperativen Zeitraums leichte Schwankungen.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61591/61591fig1.jpg"> Abbildung 1:Studienflussdiagramm und Protokoll. Verwendete Abkürzungen: POD-postoperativer Tag; EKG-Elektrokardiographie. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61591/61591fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61591/61591fig2.jpg"> Abbildung 2: Tierhaltungsanlage mit Echtzeit- und kontinuierlicher Telemetrieüberwachung von bis zu 6 Tieren. (A) Schematische Blaupause unserer Anlage geeignet für die Unterbringung und Telemetrieüberwachung von bis zu 6 Tieren. Die Größe der einzelnen Halteboxen wurde auf der Grundlage der Richtlinien der EU-Richtlinie 2010/63 und des Anhangs A ETS 123 ermittelt. (B) Tierraum für die Unterbringung von 6 Tieren. (C) Beobachtungsraum mit einem PC, der für die kontinuierliche Registrierung von Telemetriedaten verwendet wird. (D) Echtzeit-Video und wärmendes Material der Tiere. (E) Individueller Betrieb, der den akustischen und olfaktorischen Kontakt der Tiere mit ihren Begleitern gewährleistet, um soziale Isolation zu vermeiden. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61591/61591fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61591/61591fig3.jpg"> Abbildung 3: Orthotopische Nieren-Autotransplantation und anatomische Variationen und Rekonstruktionsmöglichkeiten. (A,B) Die Schritte des orthotopischen Nieren-Autotransplantationsmodells im Falle einer "Standard"-Gefäßanatomie. (C) Variante 1: Während eine größere Vene mit der Spenderniere kommt, gibt es zwei Venen auf der Empfängerseite. Management: Die kleinere Vene wird durch eine Ligatur geschlossen und die Anastomose wird Ende zu Ende zwischen den Nierenvenen durchgeführt. (D) Variante 2: Während eine größere Vene mit der Spenderniere kommt, gibt es kein geeignetes Empfängergefäß auf der kontralateralen Seite (z. B. Größenabweichung). Management: Ende der Seite Anastomose der Nierenvene zur unteren Vena cava. (E) Variante 3: zwei ähnliche Adern auf beiden Seiten. Management: Rekonstruktion durch zwei venöse Anastomosen. (F) Variante 4: Während zwei ähnlich große Venen mit der Spenderniere kommen, gibt es kein geeignetes Empfängergefäß auf der kontralateralen Seite. Management: Ende der Seitlichen Anastomose der Nierenvene zur unteren Venenhöhle bei zwei Nierenvenen. (G) Variante 5: Eine Spenderniere kommt mit einer Vene, die eine frühe Bifurkation zeigt, während es eine große Vene auf der kontralateralen Seite gibt. Management: Ende bis Ende anastomosis des kurzen gemeinsamen Kanals der Spender-Nierenvene mit einer großen Vene auf der Empfängerseite. (H) Variante 6: Während die Spenderniere mit einer einzigen Nierenvene mit einer frühen Bifurkation kommt, gibt es kein geeignetes Empfängergefäß auf der kontralateralen Seite. Management: Ende der Seite Anastomose des kurzen gemeinsamen Kanalderdes der Spender Nierenvene zur unteren Vena cava. Diese Abbildung zeigt eine Handvoll der häufigeren Variationen und ist statistisch nicht umfassend in Bezug auf alle Variationen, die bei deutschen Landrassenschweinen möglich sind. Verwendete Abkürzungen: KG-Nierentransplantat; RK-rechte Niere; IVC-untere Vena cava; AO-aorta <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61591/61591fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61591/61591fig4.jpg"> Abbildung 4: Repräsentative Farb-Doppler-Ultraschallbilder, direkt nach orthotopischer Nieren-Autotransplantation und Bauchverschluss. (A) Farbdoppler-Ultraschall wird direkt nach der Implantation der Niere und des Bauchverschlusses durchgeführt, um eine gute arterielle und venöse Perfusion des Nierentransplantats zu gewährleisten und auf mögliche iatrogene Gefäßverknickungen zu untersuchen. Ultraschall wurde auch täglich und auf Abruf verwendet, basierend auf der klinischen Leistung des Tieres auf verschiedene Probleme zu untersuchen. (B-E) Repräsentative Ultraschallbilder eines Nierentransplantats nach der Implantation. Das Bild des Nierentransplantats mit und ohne Farbe Doppler (B,C) zeigt eine ausgezeichnete arterielle (D) und venöse Perfusion (E). Diese Abbildung zeigt repräsentative Bilder vom selben Tier. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61591/61591fig4large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61591/61591fig5.jpg"> Abbildung 5: Repräsentative Laborbefunde und Telemetriedaten des orthotopischen Nieren-Autotransplantationsmodells mit einer kalten Ischämiezeit von 24 h. (A) Serumkaliumwerte (B) Serumkreatininwerte (C) pH (D) Weiße Blutkörperchen (WBC) (E) Urinausgang. (F) Durchschnittliche Körpertemperatur, die während des Beobachtungszeitraums bei vier aufeinanderfolgenden Nierentransplantationen durch telemetrische Überwachung erfasst wurde (keine Daten des5. Tieres aufgrund einer partiellen Transponderfunktionsstörung). Verwendete Abkürzungen: POD-postoperativer Tag. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61591/61591fig5large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61591/61591fig6.jpg"> Abbildung 6: Beispiele für mögliche perioperative Komplikationen und Fallstricke. (A-C) Postoperative Überlastung des transplantierten Nierentransplantats auf POD3 nach orthotopischer Kindey-Autotransplantation. (D) Der Grund für die Überlastung wurde als Katheterknickaufgrund aufgrund einer aufgehellten Naht auf der Ebene der Haut identifiziert. Nach der Nachjustierung der Naht löste sich die Staus fast vollständig in 24 h. (E) Hier wird ein anderes Nierentransplantat auf POD2 nach orthotopischer Nieren-Autotransplantation gezeigt. Asterix (*) zeigt eine Flüssigkeitssammlung um den Unterpol des Transplantats (blutige Sammlung vs. Lymphocele). Aufgrund unserer Technik mit Verschluss des Peritoneums über der Niere sind diese Sammlungen aufgrund der vorteilhaften Auswirkungen der lokalen Kompression in der Regel selbstbegrenzend. Die Tiere sollten im Hinblick auf den lokalen Befund, die Anzeichen von Blutungen oder Infektionen genau überwacht werden. (F) Qualifizierter Farb-Doppler-Ultraschall, der täglich (und auf Abruf) in der Wohnanlage durchgeführt wird, hat neben seiner akademischen Nutzung (z.B. Dokumentation, Registrierung arterieller Widerstandsindizes) eine entscheidende diagnostische Rolle bei der Erkennung potenzieller Komplikationen in der frühen subklinischen Phase. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61591/61591fig6large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<table border="1" fo:font-size="9px" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td rowspan="2">Experimentelle Aufgabe/Schritt</td>
			<td rowspan="2">Tage</td>
			<td rowspan="2">Zeit (min)</td>
			<td rowspan="2">Chirurg</td>
			<td rowspan="2">Veterinärreferent</td>
			<td rowspan="2">Veterinärtechniker</td>
			<td rowspan="2">Labortechniker</td>
			<td rowspan="2">Doktorand</td>
			<td>gesamt</td>
		</tr>
<tr>
<td>Nr</td>
		</tr>
<tr>
<td>Präopreative Pflege</td>
			<td>D-29 bis D-15</td>
			<td>K.a.</td>
			<td></td>
			<td>1</td>
			<td>1</td>
			<td></td>
			<td>1</td>
			<td>3</td>
		</tr>
<tr>
<td>Telemetrie-Implantationschirurgie</td>
			<td>D-15</td>
			<td>85±5</td>
			<td>1</td>
			<td>1</td>
			<td>1</td>
			<td>1</td>
			<td>1</td>
			<td>5</td>
		</tr>
<tr>
<td>Postoperative Pflege nach Telemetrie-Implantation</td>
			<td>D-15 bis D-1</td>
			<td>K.a.</td>
			<td></td>
			<td>1</td>
			<td>1</td>
			<td></td>
			<td>1</td>
			<td>3</td>
		</tr>
<tr>
<td>Graft Retrieval Chirurgie</td>
			<td>D-1</td>
			<td>135±32</td>
			<td>1</td>
			<td>2</td>
			<td>1</td>
			<td>2</td>
			<td>2</td>
			<td>8</td>
		</tr>
<tr>
<td>Nieren-Autotransplantationschirurgie</td>
			<td>D 0</td>
			<td>168 ±27</td>
			<td>1</td>
			<td>2</td>
			<td>1</td>
			<td>2</td>
			<td>2</td>
			<td>8</td>
		</tr>
<tr>
<td>Postoperative Pflege nach Nieren-Autotransplantation</td>
			<td>D 0 bis D5</td>
			<td>K.a.</td>
			<td></td>
			<td>2</td>
			<td>1</td>
			<td></td>
			<td>2</td>
			<td>5</td>
		</tr>
<tr>
<td>Opfere</td>
			<td>D 5</td>
			<td>K.a.</td>
			<td></td>
			<td>2</td>
			<td></td>
			<td>1</td>
			<td>1</td>
			<td>4</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabelle 1. Beschreibung der erforderlichen Humanressourcen und Zeitpläne für die Durchführung verschiedener experimenteller Schritte des Schweinenieren-Autotransplantationsmodells.

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Orthotopic Kidney Auto-Transplantation in a Porcine Model Using 24 Hours Organ Preservation And Continuous Telemetry

Große Tiermodelle spielen eine wesentliche Rolle in der präklinischen Transplantationsforschung. Aufgrund seiner Ähnlichkeiten mit dem klinischen Aufbau bietet das in diesem Artikel beschriebene Schweinemodell der orthotopischen Nieren-Autotransplantation eine hervorragende in vivo-Einstellung für die Erprobung von Organkonservierungstechniken und therapeutischen Interventionen.

Orthotopische Nieren-Autotransplantation in einem Schweinemodell mit 24 Stunden Organkonservierung und kontinuierlicher Telemetrie

In the present era of organ transplantation with critical organ shortage, various strategies are employed to expand the pool of available allografts for ...

Dieses Protokoll beschreibt alle wichtigen Schritte zur erfolgreichen Erstellung eines orthotopischen Nieren-Autotransplantationsmodells mit einer Organkonservierungszeit von 24 Stunden und einer perioperativen telemetrischen Überwachung. Der große Vorteil dieses großen Tier-Autotransplantationsmodells gegenüber Ex-vivo-Studien an Kleintiermodellen sind eine chirurgische anatomische und die pathophysiologischen Ähnlichkeiten mit dem klinischen Umfeld. Unser Team an der Universitätsklinik RWTH Aachen zeigt die Abläufe.Nachdem Sie den entsprechenden Sedierungsgrad in einem über Nacht gefasteten erwachsenen weiblichen Schwein bestätigt haben, machen Sie einen drei bis fünf Zentimeter großen Schnitt in der Leistengegend und sezieren die Oberschenkelarterie in 360-Grad-Manier. Verwenden Sie ein Skalpell der Nummer 11, um eine Arteriotomie zu erstellen, und legen Sie den arteriellen Sensor des Telemetriegeräts ein. Nach der Herstellung eines subkutanen Beutels in der linken Flanke, tunneln Sie den Telemetrie-Transponder in die Flanke und fixieren Sie den Transponder mit einer 3-O-Polypropylen-Single-Knoten-Nähte an der Muskelfaszie.Als nächstes machen Sie zwei kleine Schnitte auf der linken und rechten Seite des Thorax und tunneln die rot-weißen EKG-Elektroden an ihren vorgesehenen Ort. Wenn die Elektroden gesichert sind, beginnen Sie mit der Registrierung der Telemetriedaten. Bei stabiler Signalaufnahme den Leistenschnitt mit Nähten und Sprühfolienverband schließen und eine geeignete Schweinejacke auf das Tier legen.14 Tage nach der ersten Operation einen Vier- bis Fünfzentimeter-Schnitt in der Jugularnut auf der rechten Seite des anästhesierten Tieres machen und das subkutane und Muskelgewebe sezieren, um die Jongleurvene freizulegen. Verwenden Sie ein Peeling-Away-Blatt-Einführungsmittel oder die Seldinger-Methode, um den Jugularkatheter einzufügen. Sichern Sie den Katheter mit einer 5-0 Polypropylen-Nähte und schließen Sie den Schnitt in zwei Schichten.Nach chirurgischer Desinfektion und steriler Drapat, führen Sie eine mittlere Laparotomie, um den Bauch zu öffnen und verwenden Sie einen Standard-Bauchretraktor, um das chirurgische Feld zu belichten. Öffnen Sie die Peritonealschicht und verwenden Sie eine monopolare Kauterie, bipolare Zange und eine feine Schere, um die linke Niere und den Harnleiter von jedem haftenden Gewebe zu sezieren. Dann verwenden Sie eine 3-0 Polyglactin Naht zu Ligate und teilen Sie den linken Harnleiter mindestens 10 Zentimeter distal auf die Niere hilum.Um die Transplantatniere abzurufen, verwenden Sie Gefäßklemmen, um die Nierenarterie und Vene in der Nähe der Aorta und Vena cava zu schließen. Und schneiden Sie die Gefäße über den Muscheln. Dann geben Sie die Niere an den hinteren Tisch Team für zusätzliche Vorbereitung und verwenden Sie eine 5-0 Polypropylen Naht, um den Stumpf der Nierenarterie und die Nierenvene zu schließen.Unmittelbar nach dem Abruf verwenden Sie einen standardmäßigen peripheren Katheter mit 14 Messgeräten, um die Nierenarterie zu keimen und die Niere mit mindestens 500 Millilitere eiskalte Organkonservierungslösung zu spülen. Nach der Spülung das Transplantat in sterile Organbeutel für die Lagerung in Organkonservierungslösung mit einer Zielkälte zeitischämisch bei vier Grad Celsius mit einem computergesteuerten Kühlkreislauf wickeln. Zwei bis fünf Minuten vor dem Gefäßspannen intravenös 100 internationale Einheiten pro Kilogramm Natriumheparin injizieren und anschließend die kontralaterale rechte Niere entfernen, wie nachgewiesen, und die mediane Laparotomie wieder zu öffnen.Zwei bis fünf Minuten vor dem Gefäßspannen intravenös 100 internationale Einheiten pro Kilogramm Natriumheparin injizieren und anschließend die kontralaterale rechte Niere entfernen, wie nachgewiesen. Legen Sie die konservierte Transplantatniere in das chirurgische Feld und initiieren Sie die Verabreichung von 0,1 bis 1 Mikrogramm pro Kilogramm pro Minute Noradrenalin als kontinuierliche Infusion mit dem mittleren arteriellen Blutdruck und der Herzfrequenz, um die Effizienz zu überwachen. Für End-to-End-Anastomose der Nierenvene verwenden Sie 5-0 Polypropylen, um zwei Eckstiche zu platzieren und die Rückwand kontinuierlich zu befestigen.Nach Abschluss der Rückwand verwenden Sie ein Ende des Schädel-Eck-Stichs, um die Vorderwand in schädelweiserichtung zu nähen und die Vene mit einer 100 internationalen Einheit pro Milliliter Heparinisierter Saline-Lösung zu spülen. Für End-to-End-Anastomose der Nierenarterie verwenden Sie einen 6-0 Polypropylen-Schädel-Eckstich, bevor Sie die Fallschirmtechnik verwenden, um die Rückwand kontinuierlich zu nähen, wie gezeigt. Die Frontwand mit dem anderen Ende der doppelbewaffneten 6-0 Polypropylen-Naht bedecken und die Arterie mit 100 internationalen Einheiten pro Milliliter Heparinisierter Sarin-Lösung spülen.Nach der Anastomose-Vervollständigung die beiden Fäden an der kaudalen Ecke binden und nacheinander die venösen Gefäß- und arteriellen Klammern öffnen, um eine Reperfusion der Nierefusion zu ermöglichen. Nach der Reperfusion fünf Milliliter Papaverin an die Außenwand der Nierenarterie verabreichen und 250 Milliliter 20%Glukoselösung in einer einzigen 80-Milligramm-Dosis Furosemid intravenös verabreichen. Als nächstes passieren Sie einen 12 französischen pädiatrischen Urinkatheter durch die Bauchwand und die Haut und verwenden Ligaturen, um den Katheter am Harnleiter zu sichern.Schließen Sie die Peritonealschicht über der Niere, um eine Verdrängung des Transplantats und das Knicken der vaskulären Anastomose zu verhindern. Und schließen Sie den Bauch in vier Schichten, wie gezeigt. Schließlich verwenden Sie Farb-Doppler-Ultraschall, um eine ausreichende arterielle und venöse Perfusion des Nierentransplantats zu gewährleisten, bevor Sie das vollständig ruhende Tier in die Unterkunft zurückbringen.In diesem repräsentativen Satz von fünf orthotopischen Nieren-Autotransplantationsexperimenten waren die Transponderimplantations- und Autotransplantationsverfahren bei jedem Tier mit ausreichenden Telemetriesignalen, die während des Beobachtungszeitraums registriert wurden, erfolgreich. Nach dem Bauchverschluss zeigte der Farb-Doppler-Ultraschall in allen Fällen eine zufriedenstellende arterielle und venöse Durchblutung der Niere. Serumkalium- und Kreatinwerte erreichten an den postoperativen Tagen drei bis vier ihren Höhepunkt und zeigten danach eine allmähliche Erholung.Der pH-Wert des Blutes blieb im normalen Bereich und der Urinausstoß erholte sich in den ersten vier postoperativen Tagen auf Normalwerte. Dieses Protokoll kann verwendet werden, um verschiedene Fragen über die Auswirkungen von Organkonservierungstechniken oder Ex-vivo- oder In-vivo-Therapien in einem klinisch signifikanten großtierischen Modell zu beantworten.

Research

JoVE Journal

Medicine

Multi-photon Imaging of Tumor Cell Invasion in an Orthotopic Mouse Model of Oral Squamous Cell Carcinoma

Multi-Photonen-Imaging der Tumorzellinvasion in einem orthotopen Mausmodell des oralen Plattenepithelkarzinoms

Loco-regional invasion of head and neck cancer is linked to metastatic risk and presents a difficult challenge in designing and implementing patient ...

Forschung

Medizin

Mouse Model of Surgically-induced Endometriosis by Auto-transplantation of Uterine Tissue

Maus-Modell der chirurgisch-induzierten Endometriose durch Auto-Transplantation von Gebärmutter-Gewebe

Endometriosis is a chronic, painful disease whose etiology remains unknown. Furthermore, treatment of endometriosis can require laparoscopic removal of ...

Technique of Porcine Liver Procurement and Orthotopic Transplantation using an Active Porto-Caval Shunt

Technik der Schweineleber Beschaffung und orthotopen Transplantation mit einem Active Porto-Kava-Shunt

The success of liver transplantation has resulted in a dramatic organ shortage. Each year, a considerable number of patients on the liver transplantation ...

Intrauterine Telemetry to Measure Mouse Contractile Pressure In Vivo

Intrauterine Telemetry to Measure Mouse Contractile Pressure In Vivo

Intrauterine Telemetrie zur Maus Kontraktionsdruck messen<em&gt; In-vivo-</em

A complex integration of molecular and electrical signals is needed to transform a quiescent uterus into a contractile organ at the end of pregnancy. ...

Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation

Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation

Normothermen<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Kidney Perfusion für die Erhaltung der Nierentransplantate vor der Transplantation

Kidney transplantation has become a well-established treatment option for patients with end-stage renal failure. The persisting organ shortage remains a ...

Heterotopic Renal Autotransplantation in a Porcine Model: A Step-by-Step Protocol

Heterotope Renal Autotransplantation in einem Schweine-Modell: Eine Schritt-für-Schritt-Protokoll

Kidney transplantation is the treatment of choice for patients suffering from end-stage renal disease. It offers better life expectancy and higher quality ...

A Rat Model of Orthotopic Liver Transplantation Using a Novel Magnetic Anastomosis Technique for Suprahepatic Vena Cava Reconstruction

Einem Rattenmodell der orthotopen Lebertransplantation mit einer neuartigen magnetischen Anastomose-Technik für Suprahepatic Vena Cava Wiederaufbau

The rat model of orthotopic liver transplantation (OLT) is essential for transplant research. It is a very sophisticated animal model and requires a steep ...

Isometric Contractility Measurement of the Mouse Mesenteric Artery Using Wire Myography

Messung der isometrischen Kontraktilität der Maus mesenterialen Arterie mit Draht Myographie

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and ...

A Pre-Clinical Porcine Model of Orthotopic Heart Transplantation

Ein präklinisches Porcine-Modell der orthotopischen Herztransplantation

Fifty-years following the first successful report, cardiac transplantation remains the gold-standard treatment for eligible patients with advanced heart ...

Orthotopic Rat Kidney Transplantation: A Novel and Simplified Surgical Approach

Orthotopic Rat Nierentransplantation: Ein neuartierter und vereinfachter chirurgischer Ansatz

Kidney transplantation offers increased survival rates and improved quality of life for patients with end-stage renal disease, as compared to any type of ...