Name: maximum isometric tetanic force measurement of the tibialis anterior muscle in the rat
Uploaded: 2021-06-26T13:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Maximum Isometric Tetanic Force Measurement of the Tibialis Anterior Muscle in the Rat at JoVE.com

La recherche présentée dans cette publication a été financée par le National Institute of Neurological Disorders and Stroke des National Institutes of Health sous le numéro ro1 NS 102360. Le contenu relève de la seule responsabilité des auteurs et ne représente pas nécessairement les opinions officielles des National Institutes of Health.

Toutes les interventions sur les animaux ont été effectuées avec l’approbation du Comité institutionnel de protection et d’utilisation des animaux (IACUC A334818).
1. Étalonnage du transducteur de force
<ol><li>Assurez-vous que l’ordinateur est correctement connecté au périphérique d’acquisition de données d’E/S (DAQ) multifonctionnel USB-6009, qui doit à son tour être connecté au transducteur de force. NOTA : D’autres souches et espèces de rats peuvent nécessite...

Ce protocole décrit une méthode préalablement validée pour l’acquisition de mesures ITF maximales précises du muscle TA dans le modèle de rat32. La récupération de la force maximale après les traitements expérimentaux de reconstruction nerveuse est d’un intérêt primordial dans le cadre clinique car elle prouve que le nerf non seulement s’est régénéré, mais a également établi des connexions de travail avec le muscle cible. L’ITF peut être utilisé dans un modèle d’éca...

La perte de la fonction motrice à la suite d’une lésion nerveuse périphérique traumatique a un impact significatif sur la qualité de vie et le statut socio-économique des patients1,2,3. Le pronostic de cette population patiente demeure pauvre en raison des améliorations minimales des techniques chirurgicales au cours des années4. La réparation épinérale directe de bout en bout sans tension forme la reconstruction chirurgicale de référence. Cependant, dans les cas où les lacunes nerveuses sont prolongées, l’interposition d’une greffe de nerf autologue s’est avérée supérieure5,6. La morbidité associée d’emplacement de distributeur et la disponibilité limitée des greffes de nerf autologue ont imposé le besoin de techniques alternatives7,8.
Des modèles animaux expérimentaux ont été utilisés pour élucider le mécanisme de régénération des nerfs périphériques et pour évaluer les résultats d’une variété d’options de traitement reconstructif et pharmacologique8,9. Le modèle du nerf sciatique du rat est le modèle animal le plus fréquemment utilisé10. Leur petite taille les rend faciles à manipuler et à loger. En raison de leur potentiel neurorégénératif superlatif, la diminution du temps entre l’intervention et l’évaluation des résultats peut entraîner des coûts relativement inférieurs11,12. D’autres avantages de son utilisation comprennent des similitudes morphologiques avec les fibres nerveuses humaines et le nombre élevé d’études comparatives / historiques13. Bien que ce dernier point doive être abordé avec prudence, car une grande variété de mesures de résultats différentes entre les études rend difficile la comparaison des résultats14,15,16,17,18.
Les mesures de résultats pour évaluer la régénération nerveuse vont de l’électrophysiologie à l’histomorphométrie, mais ces méthodes impliquent une corrélation mais ne mesurent pas nécessairement directement le retour de la fonction motrice14,15. La régénération des fibres nerveuses peut ne pas faire les connexions appropriées qui peuvent provoquer une surestimation du nombre de connexions fonctionnelles14,15,19,20. La mesure la meilleure et cliniquement la plus pertinente pour démontrer la réinnervation correcte des organes finaux reste l’évaluation de la fonction musculaire21,22,23. La création d’outils d’évaluation de la fonction motrice pour les modèles animaux est toutefois un défi. Medinaceli et al. ont d’abord décrit l’analyse de la piste de marche, qui a depuis été la méthode la plus fréquemment utilisée pour évaluer la récupération fonctionnelle dans les études expérimentales sur les nerfs périphériques21,24, 25,26,27,28. L’analyse de la piste de marche quantifie l’indice fonctionnel sciatique (IFS) sur la base de mesures des empreintes de pattes de rats marchants21,29. Les limitations majeures de l’analyse de la piste de marche, telles que les contractures des orteils, l’automutilation, le maculage de l’impression et la faible corrélation avec d’autres mesures de réinnervation, ont nécessité l’utilisation d’autres paramètres pour la quantification de la récupération fonctionnelle30,31.
Dans des études précédentes chez des rats Lewis32 et des lapins néo-zélandais33,nous avons validé la mesure isométrique de la force tétanique (ITF) pour le muscle tibialis antérieur (TA) et démontré son efficacité dans l’évaluation de la récupération musculaire après différents types de réparation nerveuse34,35,36,37,38,39. Le muscle TA est bien adapté en raison de sa taille relativement grande, de son innervation par la branche péronéale du nerf sciatique et de ses propriétés biochimiques bien élucidées40,41,42,43. Lorsque la longueur musculaire (force de précharge) et les paramètres électriques sont optimisés, l’ITF offre une variabilité côte à côte de 4,4% et 7,5% chez les rats32 et les lapins33,respectivement.
Cet article fournit un protocole détaillé de la mesure d’ITF dans le modèle de nerf sciatique de rat, y compris une description complète de la planification pré-chirurgicale nécessaire, de l’approche chirurgicale et de la dissection du nerf péronéal commun et du tendon distal de muscle de TA. En utilisant des valeurs prédéterminées pour l’intensité et la durée du stimulus, la longueur musculaire optimale et la fréquence de l’impulsion du stimulus seront définies. Grâce à ces quatre paramètres, l’ITF peut par la suite être mesuré de manière cohérente et précise.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>0.9% Sodium Chloride</td>
			<td>Baxter Healthcare Corporation, Deerfield, IL, USA</td>
			<td>G130203</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 mm Kirshner wires</td>
			<td>Pfizer Howmedica, Rutherford, NJ</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adson Tissue Forceps</td>
			<td>ASSI, Westbury, NY, USA</td>
			<td>MTK-6801226</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bipolar electrode cables</td>
			<td>Grass Instrument, Quincy, MA</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bipolar stimulator device</td>
			<td>Grass SD9, Grass Instrument, Quincy, MA</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton-tip Applicators</td>
			<td>Cardinal Health, Waukegan, IL, USA</td>
			<td>C15055-006</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved Mosquito forceps</td>
			<td>ASSI, Westbury, NY, USA</td>
			<td>MTK-1201112</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Force Transducer MDB-2.5</td>
			<td>Transducer Techniques, Temecula, CA</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gauze Sponges 4x4</td>
			<td>Covidien, Mansfield, MA, USA</td>
			<td>2733</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ground cable</td>
			<td>Grass Instrument, Quincy, MA</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane chamber</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Custom-made</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine</td>
			<td>Ketalar, Par Pharmaceutical, Chestnut, NJ</td>
			<td>42023-115-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LabView Software</td>
			<td>National Instruments, Austin, TX</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Loop</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Custom-made</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microsurgical curved forceps</td>
			<td>ASSI, Westbury, NY, USA</td>
			<td>JFA-5B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microsurgical scissors</td>
			<td>ASSI, Westbury, NY, USA</td>
			<td>SAS-15R-8-18</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microsurgical straight forceps</td>
			<td>ASSI, Westbury, NY, USA</td>
			<td>JF-3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Retractor</td>
			<td>ASSI, Westbury, NY, USA</td>
			<td>AG-124426</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel Blade No. 15</td>
			<td>Bard-Parker, Aspen Surgical, Caledonia, MI, USA</td>
			<td>371115</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Slim Body Skin Stapler</td>
			<td>Covidien, Mansfield, MA, USA</td>
			<td>8886803512</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Subminiature electrode</td>
			<td>Harvard Apparatus, Holliston, MA</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Nerve Stimulator</td>
			<td>Checkpoint Surgical LCC, Cleveland, OH, USA</td>
			<td>9094</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Terrell Isoflurane</td>
			<td>Piramal Critical Care Inc., Bethlehem, PA, USA</td>
			<td>H961J19A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Testing platform</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Custom-made</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tetontomy Scissors</td>
			<td>ASSI, Westbury, NY, USA</td>
			<td>ASIM-187</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Traceable Big-Digit Timer/Stopwatch</td>
			<td>Fisher Scientific, Waltham, MA, USA</td>
			<td>S407992</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>USB-6009 multifunctional I/O data acquisition (DAQ) device</td>
			<td>National Instruments, Austin, TX</td>
			<td>779026-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vacuum Base Holder</td>
			<td>Noga Engineering &#38; Technology Ltd., Shlomi, Isreal</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Attached clamp is custom-made</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Weight (10 g)</td>
			<td>Denver Instruments, Denver, CO, USA</td>
			<td>820010.4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Weight (20 g)</td>
			<td>Denver Instruments, Denver, CO, USA</td>
			<td>820020.4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Weight (50 g)</td>
			<td>Denver Instruments, Denver, CO, USA</td>
			<td>820050.4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylazine</td>
			<td>Xylamed, Bimeda MTC Animal Health, Cambridge, Canada</td>
			<td>1XYL002</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

maximum isometric tetanic force measurement of the tibialis anterior muscle in the rat

Les dommages traumatiques de nerf ont comme conséquence la perte fonctionnelle substantielle et les défauts segmentaires de nerf nécessitent souvent l’utilisation des greffes autologous de nerf d’interposition. En raison de leur disponibilité limitée et de la morbidité associée du côté donneur, de nombreuses études dans le domaine de la régénération nerveuse se concentrent sur des techniques alternatives pour combler un écart nerveux segmentaire. Afin d’étudier les résultats des options de traitement expérimental chirurgical ou pharmacologique, le modèle du nerf sciatique du rat est souvent utilisé comme essai biologique. Il existe une variété de mesures de résultats utilisées dans les modèles de rats pour déterminer l’étendue de la régénération nerveuse. La force de sortie maximale du muscle cible reste le résultat le plus pertinent pour la traduction clinique des thérapies expérimentales. La mesure isométrique de force de la contraction tétanique de muscle a été précédemment décrite comme technique reproductible et valide pour évaluer le rétablissement de moteur après des dommages ou la réparation de nerf dans des modèles de rat et de lapin. Dans cette vidéo, nous fournirons une instruction étape par étape de cette procédure inestimable pour l’évaluation de la récupération fonctionnelle du muscle antérieur de tibialis dans un modèle de défaut de nerf sciatique de rat utilisant des paramètres optimisés. Nous décrirons les préparations pré-chirurgicales nécessaires en plus de l’approche chirurgicale et de la dissection du nerf péronéal commun et du tendon antérieur de muscle de tibialis. La technique isométrique de mesure de la force tétanique sera détaillée. La détermination de la longueur musculaire optimale et de la fréquence d’impulsion de stimulus est expliquée et la mesure de la contraction maximale du muscle tétanoïque est démontrée.

Cinq paramètres sont utilisés pour mesurer la mesure de l’ITF. Ceux-ci incluent la tension musculaire (force de précharge), l’intensité du stimulus (tension), la fréquence du stimulus pulse, la durée du stimulus de 0,4 ms et un retard de 2 ms. Avant de mesurer l’ITF, la tension musculaire optimale doit être déterminée à l’aide de deux contractions musculaires à contraction unique à une intensité de 2 V pendant le test de paramètre. Ces stimuli provoquent une dorsiflexion de la patte et produisent un...

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Maximum Isometric Tetanic Force Measurement of the Tibialis Anterior Muscle in the Rat

L’évaluation du rétablissement de moteur demeure la mesure de résultats de référence dans des études périphériques expérimentales de nerf. La mesure isométrique de force tétanique du muscle antérieur de tibialis chez le rat est un outil inestimable pour évaluer des résultats fonctionnels après reconstruction des défauts de nerf sciatique. Les méthodes et les nuances sont détaillées dans cet article.

Mesure de la force tétatanique isométrique maximale du muscle antérieur de Tibialis chez le rat

Traumatic nerve injuries result in substantial functional loss and segmental nerve defects often necessitate the use of autologous interposition nerve ...

L’objectif global de cette vidéo est de fournir une instruction étape par étape sur la façon de mesurer la force tétanique isométrique du muscle antérieur tibialis chez le rat, une méthode reproductible et validée pour évaluer la récupération fonctionnelle après une lésion ou une reconstruction du nerf sciatique. Le modèle de défaut de nerf sciatique de rat est souvent employé pour évaluer des options expérimentales de traitement pour des dommages périphériques de nerf. Afin de reproduire le traitement de référence pour des défauts segmentaires de nerf chez les rats, habituellement un segment de 10 millimètres du nerf sciatique est excisé renversé en place comme autogreffe d’interposition.Dans les traitements expérimentaux, l’écart nerveux peut être reconstruit à l’aide d’autres techniques, telles qu’une allogreffe nerveuse ou un conduit. Pour la traduction clinique de ces techniques expérimentales, il est important de mesurer l’étendue de la récupération de la fonction motrice dans le muscle cible. Dans cette vidéo, nous allons décrire comment faire cela pour le muscle antérieur de tibialis en stimulant le nerf péronéal commun.Démarrez la procédure en étalonnant le transducteur de force. Placez la plate-forme d’essai, qui contient deux blocs de bois sur la table de procédure. Assurez-vous que l’ordinateur est connecté à un dispositif d’acquisition de données, qui à son tour doit être connecté au transducteur de force.Fixez le transducteur de force verticalement à la plate-forme d’essai à l’aide de sa base sous vide. Fixez la boucle à la pince pour les poids d’étalonnage. Ouvrez le logiciel et exécutez l’instrument virtuel pour la mesure isométrique de la force tétanique et sélectionnez un nouvel étalonnage.L’étalonnage commence avec un poids nul sur la boucle. Consécutivement, avec 10, 20, 30 et 50 grammes de poids et recueillir les données entre chaque mesure de poids. Sélectionnez le processus une fois que les cinq mesures de poids sont collectées.En cas d’étalonnage réussi, le graphique doit représenter une courbe linéaire positive, accepter les valeurs pour continuer. Retirez la boucle et les poids de la pince et repositionnez le transducteur de force horizontalement sur la plate-forme d’essai. Sélectionnez zéro pour terminer le processus d’étalonnage.Après avoir induit une anesthésie à l’aide d’une chambre isoflurane, rasez un postérieur et placez le rat sur un coussin chauffant à 37 degrés. Profondément anesthésié le rat avec une injection intrapéritonéale d’un cocktail de kétamine et de xylazine et administrer cinq à six millilitres de solution saline par voie sous-cutanée pour maintenir à statut proportionné d’hydratation tout au long du procédé entier. Placez le rat sur le côté et créez une incision postérolatérale de la cuisse de 2 à 3 centimètres, parallèle au fémur.Afin d’exposer la branche de nerf péronéal du nerf sciatique, séparez le muscle femoris biceps du maximus de fessier et du muscle vastus de lateralis en disséquant le plan fascial entre ces muscles. Placez le rétracteur entre les muscles séparés pour avoir un meilleur accès au nerf sciatique. Identifiez la trifurcation du nerf sciatique dans le nerf péronéal, le nerf de tibialis, et le nerf sural.Utilisez une pince incurvée pour disséquer la branche nerveuse péronéale du tissu environnant. En cas d’incertitude, pincez doucement le nerf et observez si la réponse motrice est la dorsiflexion de la patte postérieure. Pour exposer le muscle antérieur tibialis, placez le rat sur son dos et incisez l’aspect antérolatéral du membre inférieur, en commençant par l’articulation du genou et en descendant jusqu’au côté médiodorsal de la patte.Isolez le tendon distal de muscle antérieur de tibialis du tissu environnant. Utilisez une pince anti-moustique pour disséquer carrément le tendon jusqu’à son insertion et couper le tendon au point d’insertion. La première étape du processus de mesure isométrique de la force tétatanique est l’optimisation de la longueur du muscle, également connue sous le nom de test de paramètre.Transférer le rat avec le coussin chauffant sur la plate-forme d’essai à l’aide de deux k-fils de 1 millimètre pour fixer le postérieur au bloc de bois. Percez le premier k-fil à travers le fémur distal et le second à travers la cheville. Fixez le support de l’électrode de sous-position à la plate-forme d’essai et positionnez la pince autour de l’emplacement du nerf péronéal.Insérez le câble de terre dans les muscles environnants et replacez le rétracteur pour accéder au nerf péronéal. Fixez les câbles d’électrode bipolaire à l’électrode subminiature et accrochez l’électrode autour du nerf péronéal à l’aide de la pince incurvée. Utilisez la pince sur le support pour fixer la position de l’électrode subminiature.Serrez le tendon distal du muscle antérieur tibialis à la pince qui est attachée au transducteur de force. Pour une mesure précise, il est important que le transducteur de force soit positionné parallèlement au cours du muscle antérieur tibialis. Assurez-vous que le câble de référence du rat est placé distal sur l’électrode de sous-miniature et le câble d’électrode actif noir proximal.Connectez ces câbles et le câble de masse à un stimulateur bipolaire. Pour optimiser la longueur musculaire, ajustez les paramètres du stimulateur bipolaire à un délai de deux millisecondes de 0,4 milliseconde et à une intensité de stimulus de 2 volts. Une fois que tout est bien connecté, réglez le logiciel sur le test de paramètre et appuyez sur la collecte de déclencheurs.Augmentez la longueur du muscle, également connue sous le nom de précharge, en déplaçant le bras de levier attaché au transducteur de force. Le préchargement est le grand kit sur le dessus du graphique à l’écran. Commencez à une précharge de 10 grammes et donnez deux secousses simples en appuyant sur le bouton de stimulus du simulateur bipolaire vers le bas.La sortie sera visible sur le graphique comme deux forces de sortie de crête et le rat devrait montrer la dorsiflexion de la patte. Appuyez à nouveau sur la collecte des déclencheurs pour mesurer ces deux pics. Habituellement, le programme détecte automatiquement les pics.Dans ce cas, appuyez sur Accepter pour continuer. Toutefois, si le logiciel ne parvient pas à reconnaître les pics, cliquez sur le déclin et sélectionnez manuellement les pics. La moyenne des deux forces de sortie sera de la moyenne d’une force de sortie de crête, qui sera présentée sur le côté droit du graphique.La force musculaire active peut ensuite être calculée en soustrayant la précharge de cette force de sortie maximale moyenne. Utilisez des incréments de précharge de 10 grammes jusqu’à ce que la précharge qui entraîne la force musculaire active maximale soit identifiée. Chaque mesure de précharge doit être effectuée de la même manière en appuyant deux fois vers le bas sur le bouton de stimulation du simulateur bipolaire.Pour faciliter ce processus, notez la force musculaire active pour chaque précharge et arrêtez d’augmenter la précharge dès que la force musculaire active diminue. Dans cet exemple, la force musculaire active maximale est l’interrupteur à une précharge de 20 grammes. La précharge donnant la force musculaire active la plus élevée, en d’autres termes, la longueur musculaire optimale, sera utilisée pour mesurer la force tétatanique isométrique.Relâchez la tension sur le muscle et hydratez le muscle avec une solution saline chauffée. Attendez cinq minutes avant de commencer la mesure de la force tétatanique isométrique. En attendant, ajustez l’intensité du stimulus à 10 volts, menez la durée sur 0,4 milliseconde et le retard sur deux millisecondes.La force tétanique isométrique sera mesurée en utilisant des fréquences croissantes, à partir de 30 Hertz. Passez du test de paramètre au test de fréquence sur le logiciel et déplacez le transducteur de force à la longueur musculaire optimale prédéterminée. Maintenant, induisez la stimulation tétanoïque en appuyant sur le bouton de stimulation du simulateur bipolaire vers le haut pendant un maximum de cinq secondes ou jusqu’à ce qu’un pic de force soit clairement observé.La courbe tétanique optimale augmente fortement, puis a une phase de plateau diminuant lentement suivie d’une forte diminution. Documenter le pic de force pour chaque fréquence de stimulus. Laissez le muscle reposer à zéro précharge pendant cinq minutes et hydratez le muscle avec une solution saline chauffée entre chaque mesure.Utilisez des incréments de 30 Hertz et une résolution de 10 Hertz jusqu’à ce que le plateau de force maximale soit observé. Ce sera la force tétanique isométrique. Utilisez des agrafes ou des sutures pour fermer la peau et répétez toute la procédure à l’arrière-plan contralatéral.Euthanasier l’animal après avoir terminé la mesure du côté controlatéral. Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon de mesurer reproductiblement la force musculaire tétanique isométrique chez les rats qui ont subi une reconstruction du nerf sciatique.

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