Name: direct drug delivery to kidney via the renal artery
Uploaded: 2021-04-17T15:00:00
Duration: 11 min 18 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Direct Drug Delivery to Kidney via the Renal Artery at JoVE.com

Vielen Dank an René Remie von RRSSC für die Unterstützung bei der Feinabstimmung der Technik und instech Labs für die Zusammenarbeit bei der Herstellung eines speziell gestalteten Katheters. Ein großes Dankeschön auch an alle Kollegen von AstraZeneca R&D für produktive Diskussionen mit Tipps und Tricks sowie Xerox für die Vervollständigung des Videos mit Ton.

Experimentelle Verfahren wurden von der Regionalen Labortierethikkommission von Göteborg, Schweden, genehmigt.
1. Präoperative Pflege
<ol><li>Verwenden Sie sterile Techniken, um Infektionen zu vermeiden.<ol>
<li>Unter Narkose (z.B. Isofluran) und arbeiten auf die aseptischste Art und Weise möglich, rasieren Sie den Operationsbereich und entfernen Sie das Fell mit einer Haarentfernungscreme. Lassen Sie die Creme für etwa 1 Minute (maximal 2 Minuten, um Hautverbrennungen zu vermeiden). Sorgfältig mit Wasser waschen. Dieser erste Schritt kann vorzugsweise 1-2 Tage vor der Operation durchgeführt werden, um eine zusätzliche Abkühlung des Tieres direkt vor der Operation zu vermeiden.</li>
		<li>Tragen Sie ophthalmologisches Schmiermittel auf die Augen auf, um Trockenheit zu verhindern.</li>
		<li>Um Infektionen zu vermeiden, waschen Sie den Operationsbereich mit antiseptischem Hautreiniger und wischen Sie den Bereich mit Desinfektionsmittel (Chlorhexidin) direkt vor der Operation ab.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Analgesie<ol>
<li>Prädosieren Sie das Tier mit Analgetika, wenn es sich nicht um ein terminales Verfahren handelt: Buprenorphin (z. B. temgesic) 0,05-0,1 mg/kg s.c.)</li>
	</ol>
</li>
	<li>Antikoagulantien<ol>
<li>Verwenden Sie Antikoagulanzien, um Blutgerinnsel zu vermeiden: 10 IE Heparin durch die Schwanzvene direkt vor der Operation (maximal 5 ml/kg).</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Chirurgischer Eingriff
<ol><li>Autoclavieren Sie die Instrumente und verwenden Sie sterile Katheter. Lassen Sie die surgent mit Seife und Hibiscrub waschen und tragen Sie eine Gesichtsmaske, ein Haarnetz und ein steriles OP-Kleid und Handschuhe. Lassen Sie eine zweite Person die Tiere und alle "schmutzigen" Aufgaben behandeln.</li>
	<li>Für die Anästhesie, Verwenden von Isofluran. Induzieren Sie die Anästhesie, indem Sie die Maus in eine Anästhesie-Box mit 5% Isofluran legen. Überprüfen Sie nach der Induktion die Tiefe der Anästhesie, indem Sie Reflexe und Atmung überprüfen.<ol>
<li>Legen Sie während der Operation eine Gesichtsmaske auf die Maus, um eine Erhaltungsdosis von 2% Isofluran zu geben.</li>
	</ol></li>
	<li>Waschen Sie das Tier mit Hibiscrub und Chlorhexidin, bevor Sie es auf den OP-Tisch legen.</li>
	<li>Nach der Betäubung, legen Sie die Maus auf einem beheizten chirurgischen Pad in einer Supine-Position und fixieren Sie die oberen und unteren Gliedmaßen auf dem Pad mit Low-Tack-Klebeband. Stellen Sie sicher, dass die oberen Extremitäten in einer normalen Position gehalten werden, um eine Lungenkompression zu verhindern. Verwenden Sie nach Möglichkeit eine nichtelektrische Wärmequelle. HINWEIS: Wir verwenden Inhalationsanästhesie (z. B. Isofluran) für einfachere Anpassungen während der Operation.</li>
	<li>Die Maus mit Plastikfolie (z.B. Press'n Seal) drapieren und die Arbeit mit einem chirurgischen Mikroskop durchführen.</li>
	<li>Schützen Sie das Gewebe vor dem Trocknen, indem Sie ständig Saline in den Operationsbereich einfügen. Dies hilft auch, das Gewebe elastisch zu halten und minimiert das Risiko von Schäden während der Durchführung der Operation. Die Saline sollte um 37 °C sein, um eine Abkühlung des Tieres zu vermeiden.</li>
	<li>Nach dem Öffnen der Bauchhöhle mit einem Mittellinienschnitt mit Zange und Schere, verwenden Sie eine feuchte, gefaltete, komprimieren, um alle anderen Organe beiseite zu schieben, um einen guten Blick über den Operationsbereich zu bekommen.</li>
	<li>Verwenden Sie Retraktoren, um einen guten Überblick über den Operationsbereich (5 mm stumpfer Haken) zu haben.</li>
	<li>Lokalisieren Sie die Aorta und die linke Niere.</li>
	<li>Mit zwei Mikrochirurgie-Zangen, reinigen Sie die Aorta, sowohl kranially (siehe 2.10.1) als auch kaudal (siehe 2.10.2) aus der Niere, vorsichtig aus dem umgebenden Gewebe und legen Sie eine Ligatur darunter (6-0 Seide). Achten Sie darauf, keine Strukturen zu kneifen. Arbeiten Sie sich durch sanftes Dehnen und Ziehen der Gewebe ein, um so nah wie möglich an die Nierenarterie zu kommen. Rund um die Gefäße gibt es mehrere Nerven nicht leicht zu entdecken. Beachten Sie dies, da beschädigte Nerven Lähmungen oder andere Probleme nach der Operation verursachen können.<ol>
<li>Cranially (oben) die Niere, verwenden Sie diese Ligatur, um die Aorta zu heben, um kurzzeitig den Blutfluss während der Injektion zu verschließen. In dieser Position, direkt darüber, wo die Nierenarterie, die Aorta zweigt in die entgegengesetzte Richtung (zum Darm, siehe Abbildung 1). Um die Injektion nicht auf diese Weise zu drücken, legen Sie die Ligatur unter diesen Ast. Lassen Sie die Ligatur ohne Spannung bis zum Beginn der Injektion.</li>
		<li>Caudally (unten) die Niere, platzieren Sie den Schnitt in der Nähe, wo die Aorta Verzweigung zur Nieren/Nierenarterie, um andere potenzielle Zweige zu vermeiden. Caudally aus der Niere ist die Aorta sehr nah an der Bauchvene. Achten Sie sehr darauf, die Vene nicht zu beschädigen.</li>
	</ol></li>
	<li>Injektion<ol>
<li>Wenn alle Ligaturen vorhanden sind; dehnen sie zuerst die untere und zweitens die obere Ligatur, um den Blutkreislauf zu verschließen, um die injizierte Flüssigkeit auf die Niere zu lenken.</li>
		<li>Mit einer Akupunkturnadel (ca. 0,25 mm) punktieren und die (abgerundete) Spitze des Katheters (32GA) in die Aorta führen und mit einem einzigen Knoten an der Ligatur sichern, damit sie sich während der Injektion nicht bewegt oder austritt. (Abbildung 1). Die Verwendung einer Akupunkturnadel anstelle einer Schere ermöglicht die Herstellung eines minimalen Einstiegslochs im Gefäß.</li>
		<li>Injizieren Sie 50 l Flüssigkeiten. Die Niere sollte blass werden, was darauf hindeutet, dass die Injektion die Niere durchdrungen hat und an der bestimmten Stelle gelandet ist.</li>
		<li>An dieser Stelle sind zwei verschiedene Szenarien möglich.<ol>
<li>Geben Sie etwas Durchblutung an die Niere zurück, indem Sie die Spannung in der oberen Ligatur vorsichtig lösen, bevor Sie das Einstiegsloch schließen. Auf diese Weise wird Diemiämie verbessert, aber seien Sie sich bewusst, dass die injizierte Flüssigkeit möglicherweise schnell über die Nierenvene gelöscht werden kann und somit nicht genügend Verweilzeit zulässt.</li>
			<li>Oder gehen Sie mit der Operation fort, ohne den Blutfluss zurückzugeben.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Nach dem Erneuten Anziehen der oberen Ligatur den Katheter zurückziehen, die Aorta vernähen und die volle Auflage zurückgeben.<ol>
<li>Entfernen Sie die Ligatur, die den Katheter hält.</li>
			<li>Ziehen Sie den Katheter zurück.</li>
			<li>Das Einstiegsloch mit einem einzigen Stich (ethilon 11-0, abgerundete Nadel) befestigen.</li>
			<li>Lösen Sie zuerst die untere Ligatur und dann sehr langsam die obere. Wenn die Ligatur erneut dicht machen muss, warten Sie einige Sekunden, und versuchen Sie es erneut. Halten Sie die gesamte IschämieZeit auf maximal 5-10 Minuten, um ischämische Schäden zu vermeiden.</li>
			<li>Testen Sie die Festigkeit, indem Sie den Bereich schieben und nach Pulsationen suchen und dafür sorgen, dass die Niere zu "normaler Färbung" zurückkehrt, um sicherzustellen, dass die Rezirkulation hergestellt ist.</li>
			<li>Schneiden Sie die Fäden und entfernen Sie die Ligaturen unter aorta.</li>
			<li>Entfernen Sie die Kompresse und drücken Sie den Darm wieder an Ort und Stelle. Geben Sie etwas Flüssigkeit zurück, indem Sie der Bauchhöhle Saline hinzufügen und die Peritonea (Vicryl 6-0) befestigen, bevor Sie die Haut mit Metallclips schließen.</li>
			<li>Vor dem Aufwachen erhalten die Tiere 0,7-1 ml Rehydrex subkutan. HINWEIS: Das ganze Verfahren dauert etwa 30-45 Minuten für eine gut ausgebildete surgent.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
</ol>3. Postoperative Pflege
<ol><li>Lassen Sie Tiere in einer warmen Umgebung aufwachen, indem Sie ein Heizkissen (ca. 38 °C) für 2-3 Tage nach der Operation unter einen Teil des Käfigs legen.</li>
	<li>Weiterhin Analgesie (Buprenorphin, z.B. temgesic 0,05-0,1 mg/kg s.c.) 2-3 mal/Tag für 3 Tage nach der Operation.</li>
	<li>Geben Sie 10 ml/kg Rehydrex s.c. gelegentlich, wenn Tiere Anzeichen von Dehydrierung zeigen.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Porvasnik, S. L., Mah, C., Polyak, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeting+Murine+Small+Bowel+and+Colon+Through+Selective+Superior+Mesenteric+Artery+Injection.">Targeting Murine Small Bowel and Colon Through Selective Superior Mesenteric Artery Injection.</a> Microsurgery. 30 (6), 487-493 (2010).</li><li>Rocca, C. J., Ur, S. N., Harrison, F., Cherqui, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=rAAV9+combined+with+renal+vein+injection+is+optimal+for+kidney-targeted+gene+delivery:+conclusion+of+a+comparative+study.">rAAV9 combined with renal vein injection is optimal for kidney-targeted gene delivery: conclusion of a comparative study.</a> Gene Therapy. 21 (6), 618-628 (2014).</li><li>Cai, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Maximum+efficacy+of+mesenchymal+stem+cells+in+rat+model+of+renal+ischemia-reperfusion+injury:+renal+artery+administration+with+optimal+numbers.">Maximum efficacy of mesenchymal stem cells in rat model of renal ischemia-reperfusion injury: renal artery administration with optimal numbers.</a> PLoS One. 9 (3), 92347 (2014).</li><li>Leda, A. R., Dygert, L., Bertrand, L., Toborek, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+Microsurgery+Infusion+Technique+for+Targeted+Substance+Delivery+into+the+CNS+via+the+Internal+Carotid+Artery.">Mouse Microsurgery Infusion Technique for Targeted Substance Delivery into the CNS via the Internal Carotid Artery.</a> Journal of Visualized Experiments. (119), e54804 (2017).</li><li>Monteiro Carvalho Mori da Cunha, M. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Surgical+Technique+for+Homogenous+Renal+Distribution+of+Substances+in+Rats.">A Surgical Technique for Homogenous Renal Distribution of Substances in Rats.</a> European Surgical Research. 51, 58-65 (2013).</li><li>De Jong, W. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Particle+size-dependent+organ+distribution+of+gold+nanoparticles+after+intravenous+administration.">Particle size-dependent organ distribution of gold nanoparticles after intravenous administration.</a> Biomaterials. 29 (12), 1912-1919 (2008).</li><li>Ullah, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Novel+Approach+to+Deliver+Therapeutic+Extracellular+Vesicles+Directly+into+the+Mouse+Kidney+via+Its+Arterial+Blood+Supply.">A Novel Approach to Deliver Therapeutic Extracellular Vesicles Directly into the Mouse Kidney via Its Arterial Blood Supply.</a> Cells. 9 (4), 937 (2020).</li></ol>

Der Autor hat nichts zu verraten.

Diese Methode war erfolgreich bei der Abgabe von Formulierungen an die Niere, ohne Nierenschäden zu verursachen. Es kann für die Lieferung von Formulierungen jeder Art (z. B. kleine Moleküle, Stamm-/Vorläuferzellen oder Mikrovesikeln) verwendet werden. Die Methode kann bei gesunden Tieren oder in Nierenkrankheitsmodellen angewendet werden.
In Abbildung 2 und Abbildung 3wird die Histologie dargestellt. Abbildung 2 zeigt die Histologie 180 Minuten nach der Perfusion, während Abbildung 3 die Geschichte 7 Tage nach der Infusion zeigt. Der Grund dafür ist, dass die Experimente mit Nierenarterie nur 180 Minuten lang waren. Um sicher zu sein, dass wir keine chronischen Schäden mit dieser neuen Methode hatten, warteten wir absichtlich 7 Tage, um sie zu bewerten. Die n-Zahl ist klein, aber dies ist nur ein Beispiel.
Beachten Sie, dass diese neu entwickelte Methode der Aorta-Verabreichung, um die Niere zu zielen, eine invasive Methode mit relativ niedrigem Durchsatz ist und nur für einzelne Dosierstrategien geeignet ist. Eine wiederholte Dosing ist mit dieser Methode nicht möglich.
Mit geringfügigen Anpassungen der Ligaturplatzierungen könnte diese Methode möglicherweise verwendet werden, um beide Nieren simultaniös5,7einzuwirken. Mit dem erhöhten Risiko des Übergreifens durch Aortenverzweigung beschlossen wir, die okkludiere Ligatur so nah wie möglich an der Niere zu halten, was die Injektion nur zur linken Niere führt. Es kann auch zusätzlich zu anderen Modellen oder Techniken wie Uninephrektomie oder vielleicht sogar gleichzeitige renale Ischämie Reperfusionsverletzung (IRI) verwendet werden. Unserer Meinung nach ist die Injektion nur 24 Stunden nach der IRI3-Operation zu hart und wird die Genesung des Tieres erheblich beeinträchtigen.
Bei der Verwendung neuer Mäusestämme sollte man immer ein Pilotexperiment an einigen Tieren aus diesem Stamm durchführen, um sicherzustellen, dass die Methode nicht in irgendeiner Weise angepasst werden muss. In einigen Stämmen kann z.B. die Gefäßverzweigung aus der Aorta etwas anders positioniert werden. Die Position der Ligaturen kann sich etwas ändern, um sicherzustellen, dass die Formulierung an der richtigen Stelle landet.
Dehydrierung Das Öffnen der Bauchhöhle stellt ein großes Risiko für Diehydrierung dar. Es ist daher zwingend erforderlich, Flüssigkeiten (ca. 37 °C) sowohl während als auch nach der Operation hinzuzufügen, um eine gute Basis für die Erholung nach der Operation zu gewährleisten. Wir geben in der Regel 1 ml/Mäuse .c. nach der Operation.
Ischämie Längere Operationszeit oder wenn die vollständige Rezirkulation nicht erreicht wird, führt zu Ischämie. Es ist wichtig, die tatsächliche Ischämie-Zeit aufzuzeichnen und sicherzustellen, dass die Durchblutung der Niere (und der Hinterbeine) wiederhergestellt wird. Ständiges Training und Auffrischung der Fähigkeiten sind wie immer wichtig. Die schnellere Durchführung des Eingriffs reduziert die Zeit, in der die Niere Einer Ischämie ausgesetzt ist. Es hat sich gezeigt, dass die Ischämiezeit (Ligation der Aorta) auf ca. 5 min (10 min max) nicht beeinträchtigt wird.
Spillover In Anbetracht des Risikos eines Spillovers auf andere Organe, wenn die injizierte Formulierung durch die Nierenvene wieder in den Kreislauf gelangt, sollte das injizierte Volumen auf ein Minimum beschränkt werden. Wir empfehlen ein maximales Volumen von 50 l. Dosierung wurde auch gefunden, von anderen, um ein kritischer Faktor für die Effizienz3.
Nebenwirkungen (Thrombose und Lähmung) Anfangs hatten wir beim Aufbau des Modells nicht konsistente Probleme mit Lähmungen in den Hinterbeinen. Nach einer relevanten Dosis von Gerinnungsmitteln (10 I.E. Heparin in der Schwanzvene) präoperativ wurde diese nachteilige Wirkung signifikant verringert. Nach Rücksprache mit Experten auf diesem Gebiet, begannen wir auch noch vorsichtiger in der Arbeit mit atraumatischen Chirurgie, was bedeutet, kein Kneifen in irgendwelchen Geweben und berühren so wenig Bereiche wie möglich. Diese Zusammengenommenen reduzierten die Lähmungshäufigkeit von etwa 50 % auf praktisch keine.
Zunächst während der Methodenentwicklung haben wir gerinnungshemmendes Gewebe auf die Nierenarterie aufgetragen, um das Schnittloch zu schließen. Dies war bei Injektionen in die Aorta nicht möglich, da der Druck in der Aorta so viel höher ist. Antikoagulans erhöht auch das Thromboserisiko, wenn es in das Gefäßlumen eintritt.
Achten Sie darauf, dass Adventitia nicht im Lumen der Aorta ausgesetzt ist, wenn es seit der Adventitie sehr thrombogene ist. Vermeiden Sie auch invertierende Wundkanten oder Verengung der Aorta durch Verkleinern an den Oberschenkel.
Wir haben jetzt eine etablierte Methode, um Formulierungen direkt an die Niere zu liefern.

Im präklinischen Forschungsbereich der Pharmaindustrie gehört die Modell- und Methodenentwicklung zum Arbeitsalltag. Es gibt ein wachsendes Interesse für die Fähigkeit, Medikamente auf bestimmte Organe zu lenken, oder sogar separate Fächer eines Organs, ohne größere Spillover /Entrapment, über den Blutkreislauf, in andere Gewebe. Dies ermöglicht eine erhöhte und spezifische Exposition für eine effiziente Bewertung von Arzneimittelzielen in Modellen verschiedener Krankheitsgebiete 1,2,3,4.
Eine häufige Art der Abgabe von Stoffen ist durch systemische Wege (z. B. über die Schwanzvene), da sie weniger invasiv ist als die in diesem Manuskript beschriebene Methode. Jedoch, systemische Verabreichung erhöht das Risiko eines erhöhten Stoffwechsels oder Akkumulation der Verbindung in anderen Geweben als das beabsichtigte Zielorgan, beim Durchlaufen von Filterorganen wie der Lunge, der Leber und der Milz 2,3,5. Abgesehen davon, dass das bestimmte Gewebe nicht erreicht wird, könnte dies je nach Art der Injektion zu unerwünschten und/oder unerwünschten Wirkungen führen. Nur sehr kleine Moleküle passieren die Kapillaren von Filterorganen und daher ist eine gezielte Abgabe besonders wichtig, wenn man mit größeren Molekülen arbeitet 6.
Um das Übergreifen und/oder die Akkumulation der injizierten Formulierung in anderen Geweben zu minimieren, leitet die hier beschriebene Methode die Formulierung durch einen Katheter, der in die Bauchaorta eingefügt wird, direkt unterhalb der Stelle, an der sie sich in die Nierenarterie verzweigt, in die Nierenarterie, was zur Nierenart als erstes erreichtes Organ führt. Ein weiterer Vorteil bei dieser geführten Verabreichung ist, dass eine niedrigere Dosis/Volumen verwendet werden kann, um das gleiche Expositionsniveau zu erreichen, das durch systemische Verabreichung erreicht wird 3.
Andere Verabreichungswege wurden untersucht, zum Beispiel Injektionen über einen Katheter direkt in die Nierenarterie. In unseren Händen stellte sich heraus, dass dies ein höheres Risiko für das Versagen bei der Wiederherstellung des Durchblutungsdurchblutungs in der Niere darstellt. Der sehr kleine Durchmesser der Nierenarterie (ca. 0,35-0,55 mm Durchmesser) macht den Schnitt relativ groß und birgt beim Schließen des Eingangslochs ein Risiko von Obstruktion und/oder Embolie. Nach unserer Erfahrung traten bei der Anwendung dieser Methode häufig ischämische Schäden an der Niere auf, und deshalb haben wir diese neue Methode entwickelt, um die Niere erfolgreich injizieren zu können, indem wir Substanzen durch Einschnitt der größeren Aorta injizieren, um die Niere ins Visier zu nehmen.
Es gibt ähnliche Techniken, die bei Ratten entwickelt werden, die auch die Herausforderungen und das Risiko von Stenose/Thrombose manifestieren, die mit Injektionen direkt in die Nierenarterie arbeiten 5. Dies unterstützt unsere Erkenntnisse, da die Gefäße bei Mäusen noch kleiner sind.
Dieses Manuskript und Video beschreiben detailliert, wie Injektionen in die Nierenarterie bei Mäusen durch einen in die Infrarotaorta eingesetzten Katheter geleitet werden können, sowie Anleitungen, wie man häufige Schwierigkeiten im Verfahren überwinden, so und so die Reproduzierbarkeit erhöhen kann.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Blunt hook 5mm 8/pack</td>
			<td>Cooper surgical</td>
			<td>3316-8G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ETHILON Nylon Suture 11/0</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>W2881</td>
			<td>For vessel</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microsurgery forceps curved</td>
			<td>Karo Pharma</td>
			<td>FRC-15 RM-8</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microsurgery forceps straight</td>
			<td>Karo Pharma</td>
			<td>FRS-15 RM-8</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mouse renal artery cannula, 3mm 32ga stainless steel, 10cm 2Fr PU, fits 25ga</td>
			<td>Instech</td>
			<td>C07SS-MRA1813</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vicryl, 6-0, BV-1 needle</td>
			<td>Angthos</td>
			<td>W9575</td>
			<td>For abdominal cavity</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

direct drug delivery to kidney via the renal artery

Es besteht Bedarf an gezielten Injektionen, um eine erhöhte und spezifische Nierenexposition für eine effiziente Bewertung von Arzneimittelzielen im Bereich der Nierenforschung zu ermöglichen. Anhäufung von Medikamenten in bestimmten Organen kann zu unerwünschten und unerwünschten Wirkungen führen, je nach Art der Injektion. Um Dasüberschlag und/oder die Akkumulation in anderen Geweben zu minimieren, leitet die hier beschriebene Methode die Formulierung in die Nierenarterie blutgeleitet, indem sie einen Katheter in die Infra-Nieren-Aorta einfügt, direkt unterhalb dessen, wo sie sich in die Nierenarterie verzweigt, was dazu führt, dass die Niere als erstes Organ erreicht und die Formulierung über die gesamte Niere verteilt wird.
Dieses Manuskript enthält eine detaillierte Beschreibung der Methode sowie ihrer Herausforderungen und Schwierigkeiten. Es führt den Experimentator, mit dieser Art von Mikrochirurgie, die Genauigkeit unter sterilen Bedingungen erfordert, geschickt zu werden. Geschwindigkeit ist entscheidend für die Minimierung der Ischämie und das Üben des Verfahrens erhöht die Chance auf erfolgreiche Injektionen ohne Nebenwirkungen. Durch modulationen die Zeit zwischen Injektion und Reperfusion sowie das injizierte Volumen, das Risiko von Spillover auf andere Organe wird gemindert. 
Beachten Sie, dass diese Technik für einzelne Dosierstrategien geeignet ist.

Der Film ist eine Mischung aus Videos aus verschiedenen Operationen, um die Videos mit der besten Videoqualität zu präsentieren. Einige Sequenzen wurden aus Übungseinheiten entnommen, in denen die Maus nicht aufwachen soll. Daher ist die Maus nicht immer richtig drapiert. Wenn ein Tier aufwachen soll, arbeiten wir immer aseptisch.
Histologische Analysen ergaben, dass die Durchführung der Injektionen direkt in die Nierenarterie zu Nierenverletzungen führte, wahrscheinlich aufgrund einer unzureichenden Rezirkulation des Blutflusses mit irreversibler Ischämie als Folge (Abbildung 2). Die Injektion durch die Bauchaorta hingegen verursachte keine ischämische Verletzung (Abbildung 3).
Evans blauer Farbstoff wurde verwendet, um zu visualisieren, dass Perfusion über die Aorta dazu führen wird, dass die Niere das erste erreichte Organ ist (Abbildung 4). Keine anderen Organe wurden blau, bis nach dem Durchgang durch die Nierenvene.
Wir haben auch gezeigt, dass wir mit dieser Methode die Engraftmentierung von injizierten Formulierungen an die perfundierte Niere mit mesenchymalen Stammzellen erhöhen können (Abbildung 5).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61932/61932fig01.jpg"> Abbildung 1: Platzierung von Nähten und Katheter. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61932/61932fig01large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
Oberes Bild: Beschreiben, wo die erste Ligatur platziert werden soll, kranially der linken Niere. Mittleres Bild: Übersicht über den Operationsbereich direkt vor der Platzierung des Katheters (2.11 im Protokoll). Unteres Bild: Übersicht über den Operationsbereich direkt vor der Injektion (2.10 im Protokoll)
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61932/61932fig02.jpg"> Abbildung 2:Injektionen direkt in dieNierenarterie. Design von, und IHC Ergebnisse aus, eine Studie mit Injektion von NaCl direkt in die Nierenarterie <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61932/61932fig02large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61932/61932fig03.jpg"> Abbildung 3:IHC-Ergebnisse am 7. Tag nach der Verabreichung von Aorta. IHC Ergebnisse aus einer Studie mit Injektion von NaCl in die Nierenarterie über Abdominal Aorta, 7 Tage nach der Injektion <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61932/61932fig03large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61932/61932fig04.jpg"> Abbildung 4: Injektion von Evans blauer Farbstoff. Das obere Bild zeigt eine serielle Ansicht einer Injektion über die Aorta des blauen Farbstoffs Evans. Unteres Bild zeigt einen Querschnitt einer Niere nach der Injektion über Aorta von Evans blauer Farbstoff. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61932/61932fig04large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61932/61932fig05.jpg"> Abbildung 5: Abdominale arterielle Infusion erhöhte die Engraftmentierung von mesenchymalen Stammzellen in der linken Niere im Vergleich zur rechten Niere signifikant. Die von menschlichen Knochenmark abgeleiteten mesenchymalen Stammzellen wurden in Suspension mit CM-Dil (rote Fluoreszenz) gekennzeichnet. Eine Million markierte MSCs wurden durch Baucharterie bei drei Mäusen infundiert. Drei Stunden nach der MSD-Infusion wurden Mäuse beendet. Linke und rechte Nieren wurden geerntet und in OCT zum Kryosektionen eingebettet. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61932/61932fig05large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>

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Direct Drug Delivery to Kidney via the Renal Artery

Dieses Manuskript beschreibt eine Methode zur gezielten Abgabe an eine einzelne Niere über einen Katheter, der in der infraroten Bauchaorta in der Maus platziert ist.

Direkte Medikamentenabgabe an die Niere über die Nierenarterie

There is a need for directed injections to enable increased and specific renal exposure for efficient evaluation of drug targets in the renal research ...

Direkte Medikamentenabgabe an die Niere, über die Nierenarterie. Im Bereich der Nierenforschung sind gezielte Injektionen erforderlich, um eine erhöhte und spezifische Nierenexposition für eine effiziente Bewertung von Arzneimittelzielen zu ermöglichen. Mein Name ist Erica Dahlquist und mein Ziel mit diesem Video ist es, meine Erfahrung zu teilen, wie man Injektionen direkt in die Nierenarterie zu tun.Ich werde Ihnen nun vorstellen, wie man Injektionen, direkt an die Niere über die Aorta. Zunächst kann ich sagen, dass ich immer die Maus gebe, beide und natürlich, Vorchirurgie. Nachdem ich die Bauchhöhle geöffnet habe, lege ich eine feuchtgefaltete Kompresse ein, um alle anderen Organe beiseite zu schieben, damit ich einen guten Blick über den Operationsbereich bekomme.Versuchen Sie, das Gewebe ständig feucht zu halten, indem Sie der chirurgischen Wunde Eine Saline hinzufügen, um das Gewebe vor dem Trocknen zu schützen. Dies hilft auch, das Gewebe elastisch zu halten, und das Risiko von Schäden zu minimieren, während die Durchführung von Operationen. Verwenden Sie Retraktoren, um einen guten Überblick über den Operationsbereich zu haben.Diese beiden Bilder sind die gleichen. Im rechten Bild habe ich versucht, die Strukturen zu zeichnen. Der rosa Bereich ist die Aorta.Ich werde zuerst eine Ligatur Schädel von der linken Niere setzen. Damit werde ich später die Aorta heben, um den Blutfluss während der Injektion kurzzeitig zu verschließen. Wie Sie sehen können, gibt es einen Zweig von der Aorta, der zum Aufzug im Bild geht.Um unsere Injektion nicht auf diese Weise zu drücken, muss ich die Ligatur darunter legen. Dadurch bleibt ein recht schmaler Bereich, in dem man arbeiten kann. Mit zwei Zangen beginnen Sie, die Aorta von umgebenden Geweben zu reinigen.Versuchen Sie nicht, irgendwelche Strukturen zu kneifen, und arbeiten Sie sich in, indem Sie sanft dehnen und bündeln Sie die Gewebe. Rund um die Gefäße gibt es viele Nerven, die nicht leicht zu entdecken sind. Denken Sie nur daran, da eine Verletzung der Nerven zu Lähmungen oder anderen Problemen führen kann, nach der Operation.Wie bereits erwähnt, habe ich versucht, ständig Saline hinzuzufügen, um das Gewebe vor dem Trocknen zu schützen. Ich werde nun die erste Ligatur unter die Aorta legen. Wenn die Ligatur an Ort und Stelle ist, werde ich sie dort belassen, während ich mit dem nächsten Schritt fortsetze.Und natürlich weiterhin auf dem Gewebe feucht. Ich habe jetzt die Kamera bewegt, und was Sie sehen, ist die Struktur ist Cordell von der Niere. Nachdem ich Flüssigkeiten hinzugefügt habe, beginne ich, meinen Weg nach unten zu sezieren, um die Aorta auf die gleiche Weise wie zuvor zu reinigen.Die Aorta befindet sich in dieser Position, sehr nah an der Bauchvene. Und man muss sehr vorsichtig sein, um die Vene nicht zu brechen. Versuchen Sie, in der Nähe der Niere zu arbeiten, um eine kurze Entfernung wie möglich zur Nierenarterie zu haben.Um etwas mehr Platz in der Gegend zu schaffen, können Sie die Naht vorsichtig ein wenig nach oben und unten bewegen, wenn sie an Ort und Stelle ist. Dieses Mal werde ich auch eine weitere Ligatur um die Aorta legen und einen lockeren Knoten machen. Dies werde ich verwenden, um die Aorta zu sichern und zu schließen, um den Katheter, bevor ich injiziert.Wenn alle Ligaturen an Ort und Stelle sind, ist es Zeit für die eigentliche Injektion. Beginnen Sie mit der Dehnung der unteren und dann der oberen Ligatur, um den Blutkreislauf zu verschließen und die injizierte Flüssigkeit allein auf die Niere zu lenken. Mit Hilfe einer Akupunkturnadel führe ich die abgerundete Spitze des Katheters in die Aorta und sichere sie mit einem einzigen Knoten auf der Ligatur.Auf diese Weise wird es während der Injektion bewegen oder auslaufen. Ich injiziere jetzt 50 Mikroliter Flüssigkeiten, und Sie können deutlich sehen, wie die Niere blass wird. Nach der Injektion können Sie entweder etwas Durchblutung in die Niere zurückgeben, indem Sie kurz die Spannung in der oberen Ligatur lockern.Wie ich es in dieser Umgebung tue. Oder Sie können mit der Operation weitermachen, ohne den Blutfluss zurückzugeben. Wenn Sie den Blutfluss zurückgeben, verbessern Sie die Ischämie ein wenig.Zur gleichen Zeit, was auch immer Sie injiziert, wird früher durch die Nierenvene ausspült werden. Und hier sieht man das Blut, das wieder in die Niere eindringt, als ich die Ligatur gelockert habe. Nach dem erneuten Anziehen der oberen Ligatur ist es an der Zeit, den Katheter zurückzuziehen, die Aorta zu vernässt und wieder voll durchgewirpft zu werden.Ich beginne damit, die Naht zu entfernen und den Katheter zu halten. Und dann ziehe ich den Katheter ab. Ich nähe das Einstiegsloch mit einem einzigen Stich.Nachdem Sie das Loch genährt haben, lösen Sie zuerst die untere Ligatur und dann sehr langsam die obere. Wenn es zu einem Leck kommt, können Sie die Ligatur erneut anziehen, einige Sekunden warten und es erneut versuchen. Wenn die Naht an Ort und Stelle ist, stoppt sie in der Regel.So habt glauben. Ich versuche immer, die Kraft zu testen, indem ich den Bereich schiebe und nach Pulsationen suche, um zu gewährleisten, dass sich der Blutfluss wieder normalisiert. Wenn alles gut ist, können Sie die Fäden schneiden und die Ligatur wegnehmen.Entfernen Sie die Kompresse und versuchen Sie, den Darm vorsichtig wieder an Ort und Stelle zu schieben. Geben Sie etwas Flüssigkeit zurück und nähen Sie die Bauchhöhle, bevor Sie die Haut mit Metallclips schließen. In dieser Studie wurden markierte MSCs in die linke Nierenarterie injiziert.Es zeigt deutlich eine signifikant erhöhte Transplantation von Zellen, in der linken Niere im Vergleich zur rechten Niere. Kurz gesagt, wir können schlussfolgern, dass wir eine etablierte Methode haben, um Formulierungen direkt an die Niere zu liefern, ohne Nierenschäden. Die Methode ist für jede Art von Formulierung verwendbar, und es hat den Vorteil, dass eine kleinere Menge oder Dosisvolumen benötigt wird, um das gleiche Niveau der Nierenexposition zu erreichen, im Vergleich zur systemischen Verabreichung.

Research

JoVE Journal

Medicine

Heterotopic Mucosal Engrafting Procedure for Direct Drug Delivery to the Brain in Mice

Heterotope Mucosal-Transplantationsverfahren für Direkt Drug Delivery zum Gehirn bei Mäusen

Delivery of therapeutics into the brain is impeded by the presence of the blood-brain barrier (BBB) which restricts the passage of polar and high ...

Forschung

Medizin

Murine Model of Femoral Artery Wire Injury with Implantation of a Perivascular Drug Delivery Patch

Mausmodell der Femoralarterie Draht Verletzung mit Implantation einer Perivaskuläre Drug Delivery-Patch

Percutaneous interventions including balloon angioplasty and stenting have been used to restore blood flow in vessels with occlusive vascular disease. ...

Murine Kidney Transplant Technique

Murine Nierentransplantations Technik

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become ...

Intraluminal Drug Delivery to the Mouse Arteriovenous Fistula Endothelium

Intraluminale Drug Delivery auf die Maus arteriovenöse Fistel Endothel

Delivery of therapeutic agents to enhance arteriovenous fistula (AVF) maturation can be administered either via intraluminal or external routes. The ...

Intravascular Delivery of Biologics to the Rat Kidney

Die intravaskuläre Lieferung von Biologics zur Rattenniere

The renal microvascular compartment plays an important role in the progression of kidney disease and hypertension, leading to the development of End Stage ...

Direct Re-implantation of Left Coronary Artery into the Aorta in Adults with Anomalous Origin of Left Coronary Artery from the Pulmonary Artery (ALCAPA)

Direct Re-implantation of Left Coronary Artery into the Aorta in Adults with Anomalous Origin of Left Coronary Artery from the Pulmonary Artery ALCAPA

Direkter Wieder Implantation von linken Koronararterie in die Aorta bei Erwachsenen mit Anomale Ursprung der linken Koronararterie aus der Lungenarterie (ALCAPA)

Anomalous origin of the left coronary artery from the pulmonary artery (ALCAPA) is a rare congenital anomaly which is one of leading causes of myocardial ...

Optimized LC-MS/MS Method for the High-throughput Analysis of Clinical Samples of Ivacaftor, Its Major Metabolites, and Lumacaftor in Biological Fluids of Cystic Fibrosis Patients

Optimierte LC-MS/MS-Methode für die Hochdurchsatz-Analyse der klinischen Proben von Ivacaftor, seinen Hauptmetaboliten und Lumacaftor in biologischen Flüssigkeiten von Mukoviszidose-Patienten

Defects in the cystic fibrosis trans-membrane conductance regulator (CFTR) are the cause of cystic fibrosis (CF), a disease with life-threatening ...

Assessment of Kidney Function in Mouse Models of Glomerular Disease

Beurteilung der Nierenfunktion in Mausmodellen der glomerulären Erkrankung

The use of murine models to mimic human kidney disease is becoming increasingly common. Our research is focused on the assessment of glomerular function ...

An Efficient Sieving Method to Isolate Intact Glomeruli from Adult Rat Kidney

Eine effiziente Methode der Absiebung, intakten Glomeruli von Erwachsenen Ratte Niere zu isolieren

Preservation of glomerular structure and function is pivotal in the prevention of glomerulonephritis, a category of kidney disease characterized by ...

A Rat Carotid Artery Pressure-Controlled Segmental Balloon Injury with Periadventitial Therapeutic Application

Eine Ratte Carotis Arterie Druck-kontrollierte segmentale Ballonverletzung mit periadventitialen therapeutischen Anwendung

Cardiovascular disease remains the leading cause of death and disability worldwide, in part due to atherosclerosis. Atherosclerotic plaque narrows the ...