Name: direct drug delivery to kidney via the renal artery
Uploaded: 2021-04-17T15:00:00
Duration: 11 min 18 s
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Obrigado a René Remie na RRSSC por me ajudar a afinar a técnica e os laboratórios Instech para colaboração na produção de um cateter especial projetado. Um grande agradecimento também a todos os colegas da AstraZeneca P&D por discussões produtivas com dicas e truques, bem como xerox para completar o vídeo com som.

Os procedimentos experimentais foram aprovados pelo Comitê Regional de Ética Animal do Laboratório de Gotemburgo, Suécia.
1. Cuidados pré-operatórios
<ol><li>Use técnicas estéreis para evitar infecções.<ol>
<li>Sob anestesia (por exemplo, isoflurane) e trabalhando da forma mais asséptica possível, raspe a área de cirurgia e remova a pele com um creme de depilação. Deixe o creme por cerca de 1 minuto (máximo de 2 minutos para evitar queimaduras na pele). Lave com cuidado com a água. Este primeiro passo pode ser feito preferencialmente 1-2 dias antes da cirurgia para evitar um resfriamento extra do animal logo antes da cirurgia.</li>
		<li>Aplique lubrificante oftálmico nos olhos para evitar o ressecamento.</li>
		<li>Para evitar infecções, lave a área cirúrgica com limpador de pele antisséptico e limpe a área com desinfetante (clorexidina) logo antes da cirurgia.</li>
	</ol>
</li>
	<li>analgesia<ol>
<li>Pré-dose do animal com analgésicos se não for um procedimento terminal: Buprenorfina (por exemplo, temgesic) 0,05-0,1 mg/kg.c.)</li>
	</ol>
</li>
	<li>Anticoagulantes<ol>
<li>Use anticoagulantes para evitar coágulos sanguíneos: 10 UI de heparina pela veia traseira logo antes da cirurgia (máximo de 5 mL/kg).</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Procedimento cirúrgico
<ol><li>Autoclave os instrumentos e use cateteres estéreis. Lave o surgente com sabão e hibiscrub e use uma máscara facial, uma rede de cabelo e um vestido cirúrgico estéril e luvas. Tenha uma segunda pessoa para lidar com os animais e todas as tarefas "sujas".</li>
	<li>Para a anestesia, use isoflurane. Induzir anestesia colocando o rato em uma caixa de anestesia com 5% de isoflurane. Após a indução, verifique a profundidade da anestesia verificando reflexos e respiração.<ol>
<li>Durante a cirurgia, coloque uma máscara facial no mouse para dar uma dose de manutenção de 2% de isoflurane.</li>
	</ol></li>
	<li>Lave o animal com hibiscrub e clorexidina antes de colocar na mesa cirúrgica.</li>
	<li>Após anestesiar, coloque o mouse em uma almofada cirúrgica aquecida em uma posição supina e fixe os membros superiores e inferiores na almofada usando fita adesiva de baixa aderência. Certifique-se de que as extremidades superiores sejam mantidas em uma posição normal para evitar a compressão pulmonar. Se possível, use uma fonte de calor não elétrica. NOTA: Usamos anestesia de inalação (por exemplo, isoflurane) para facilitar os ajustes durante a cirurgia.</li>
	<li>Drape o mouse com plástico (por exemplo, Press'n Seal) e realize o trabalho com um microscópio cirúrgico.</li>
	<li>Proteja os tecidos da secagem, adicionando salina constantemente na área cirúrgica. Isso também ajuda a manter o tecido elástico e minimiza o risco de danos durante a realização da cirurgia. O soro fisiológico deve ficar em torno de 37 °C para evitar o resfriamento do animal.</li>
	<li>Depois de abrir a cavidade abdominal com uma incisão midline com fórceps e tesouras, use uma compressa úmida, dobrada, para empurrar todos os outros órgãos de lado para ter uma boa visão sobre a área da cirurgia.</li>
	<li>Use retráteis para ter uma boa visão geral da área de cirurgia (gancho de 5 mm).</li>
	<li>Localize a aorta e o rim esquerdo.</li>
	<li>Usando dois fórceps de microcirurgia, limpe suavemente a aorta, tanto cranialmente (ver 2.10.1) quanto caudally (ver 2.10.2) do rim, dos tecidos circundantes e coloque uma ligadura por baixo (6-0 Silk). Tenha cuidado para não beliscar nenhuma estrutura. Trabalhe seu caminho, esticando suavemente e puxando os tecidos, chegando o mais perto possível da artéria renal. Ao redor dos vasos há vários nervos não facilmente descobertos. Tenha isso em mente, pois os nervos danificados podem causar paralisia ou outros problemas pós-operatórios.<ol>
<li>Cranialmente (acima) do rim, use esta ligadura para levantar a aorta para ocluir momentaneamente o fluxo sanguíneo durante a realização da injeção. Nesta posição, logo acima de onde a artéria renal, a aorta se ramifica na direção oposta (para os intestinos, ver Figura 1). Para evitar empurrar a injeção desta forma, coloque a ligadura abaixo deste ramo. Deixe a ligadura sem tensão até iniciar o procedimento de injeção.</li>
		<li>Caudally (abaixo) do rim, coloque a incisão perto de onde a aorta se ramifica na artéria renal/renal para evitar outros ramos potenciais. Caudally do rim a aorta está muito perto da veia abdominal. Tenha muito cuidado para não danificar a veia.</li>
	</ol></li>
	<li>injecção<ol>
<li>Quando todas as ligaduras estiverem no lugar; primeiro esticar a ligadura superior e, em segundo lugar, a ligadura superior para ocluir a corrente sanguínea para direcionar o fluido injetado para o rim.</li>
		<li>Usando uma agulha de acupuntura (Ø 0,25 mm), puna e guie a ponta (arredondada) do cateter (32GA) para dentro da aorta e fixe-a com um único nó na ligadura para que não se mova ou vaze durante a injeção. (Figura 1). O uso de uma agulha de acupuntura em vez de uma tesoura permite a criação de um orifício mínimo de entrada no vaso.</li>
		<li>Injete 50 μL de fluidos. O rim deve ficar pálido, indicando que a injeção perfundiu o rim e acabou no lugar destinado.</li>
		<li>Neste ponto há dois cenários diferentes possíveis.<ol>
<li>Dê alguma circulação de volta ao rim, afrouxando cuidadosamente a tensão na ligadura superior antes de fechar o orifício de entrada. Desta forma, a isquemia é amenizado, mas esteja ciente de que o fluido injetado pode potencialmente ser limpo rapidamente através da veia renal e, portanto, não permitindo tempo suficiente de moradia.</li>
			<li>Ou proceder com a cirurgia sem devolver o fluxo sanguíneo.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Depois de apertar novamente a ligadura superior, retire o cateter, sutura a aorta e devosse a circulação total.<ol>
<li>Remova a ligadura segurando o cateter.</li>
			<li>Retire o cateter.</li>
			<li>Suturar o orifício de entrada com um único ponto (ethilon 11-0, agulha arredondada).</li>
			<li>Primeiro solte a ligadura inferior e, em seguida, solte lentamente a parte superior. Se houver vazamento, aperte a ligadura novamente, espere alguns segundos e tente novamente. Mantenha o tempo total de isquemia no máximo de 5-10 minutos para evitar danos isquêmicos.</li>
			<li>Teste a solidez empurrando a área e procure pulsações e certifique-se de que o rim retorna à "coloração normal" para restabelecer que a recirculação seja estabelecida.</li>
			<li>Corte os fios e remova as ligaduras por baixo da aorta.</li>
			<li>Remova a compressa e empurre os intestinos de volta no lugar. Devorei alguns fluidos, adicionando soro fisiológico na cavidade abdominal e suturando a peritonea (Vicryl 6-0) antes de fechar a pele com clipes de metal.</li>
			<li>Antes de acordar, os animais recebem 0,7-1 mL de Rehydrex subcutâneamente. NOTA: Todo o procedimento leva cerca de 30-45 minutos para um surgent bem treinado.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
</ol>3. Cuidados pós-operatórios
<ol><li>Permita que os animais acordem em um ambiente quente colocando uma almofada de aquecimento (em torno de 38 °C) debaixo de parte da gaiola por 2-3 dias após o funcionamento.</li>
	<li>Continue fornecendo analgesia (Buprenorfina, por exemplo, temgesic 0.05-0.1 mg/kg s.c.) 2-3 vezes/dia durante 3 dias após o funcionamento.</li>
	<li>Dê 10 mL/kg de Rehydrex s.c. ocasionalmente se os animais apresentarem sinais de desidratação.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Porvasnik, S. L., Mah, C., Polyak, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeting+Murine+Small+Bowel+and+Colon+Through+Selective+Superior+Mesenteric+Artery+Injection.">Targeting Murine Small Bowel and Colon Through Selective Superior Mesenteric Artery Injection.</a> Microsurgery. 30 (6), 487-493 (2010).</li><li>Rocca, C. J., Ur, S. N., Harrison, F., Cherqui, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=rAAV9+combined+with+renal+vein+injection+is+optimal+for+kidney-targeted+gene+delivery:+conclusion+of+a+comparative+study.">rAAV9 combined with renal vein injection is optimal for kidney-targeted gene delivery: conclusion of a comparative study.</a> Gene Therapy. 21 (6), 618-628 (2014).</li><li>Cai, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Maximum+efficacy+of+mesenchymal+stem+cells+in+rat+model+of+renal+ischemia-reperfusion+injury:+renal+artery+administration+with+optimal+numbers.">Maximum efficacy of mesenchymal stem cells in rat model of renal ischemia-reperfusion injury: renal artery administration with optimal numbers.</a> PLoS One. 9 (3), 92347 (2014).</li><li>Leda, A. R., Dygert, L., Bertrand, L., Toborek, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+Microsurgery+Infusion+Technique+for+Targeted+Substance+Delivery+into+the+CNS+via+the+Internal+Carotid+Artery.">Mouse Microsurgery Infusion Technique for Targeted Substance Delivery into the CNS via the Internal Carotid Artery.</a> Journal of Visualized Experiments. (119), e54804 (2017).</li><li>Monteiro Carvalho Mori da Cunha, M. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Surgical+Technique+for+Homogenous+Renal+Distribution+of+Substances+in+Rats.">A Surgical Technique for Homogenous Renal Distribution of Substances in Rats.</a> European Surgical Research. 51, 58-65 (2013).</li><li>De Jong, W. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Particle+size-dependent+organ+distribution+of+gold+nanoparticles+after+intravenous+administration.">Particle size-dependent organ distribution of gold nanoparticles after intravenous administration.</a> Biomaterials. 29 (12), 1912-1919 (2008).</li><li>Ullah, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Novel+Approach+to+Deliver+Therapeutic+Extracellular+Vesicles+Directly+into+the+Mouse+Kidney+via+Its+Arterial+Blood+Supply.">A Novel Approach to Deliver Therapeutic Extracellular Vesicles Directly into the Mouse Kidney via Its Arterial Blood Supply.</a> Cells. 9 (4), 937 (2020).</li></ol>

O autor não tem nada a revelar.

Este método tem sido bem sucedido em entregar formulações ao rim sem causar danos renais. Pode ser usado para a entrega de qualquer tipo de formulação (por exemplo, pequenas moléculas, células-tronco/progenitoras ou microvesculas). O método pode ser aplicado em animais saudáveis ou em modelos de doenças renais.
Na Figura 2 e Figura 3,a histologia é apresentada. A Figura 2 mostra histologia 180 minutos após a perfusão, enquanto a Figura 3 mostra a história 7 dias após a infusão. A razão para isso é que os experimentos com artéria renal foram de apenas 180 minutos de duração. Para ter certeza de que não tivemos nenhum dano crônico com este novo método, nós propositadamente esperamos 7 dias para avaliá-los. O número n é pequeno, mas este é apenas um exemplo.
Observe que este método recém-desenvolvido de administração de aorta para atingir o rim é um método invasivo com rendimento relativamente baixo e é adequado apenas para estratégias de dosagem única. A dosagem repetida não é possível com este método.
Com pequenos ajustes das colocações de ligadura, este método poderia possivelmente ser usado para infundir ambos os rins simultaniously5,7. Com o risco aumentado de derramamento através da ramificação aórtica decidimos manter a ligadura ocluante o mais próximo possível do rim, levando a injeção apenas para o rim esquerdo. Também pode ser usado além de outros modelos ou técnicas como a não-ofefictomia ou talvez até mesmo a lesão simultânea de isperfusão renal (IRI). Em nossa opinião, fazer a injeção apenas 24 horas após a cirurgia doIRI 3 é muito duro e afetará substancialmente a recuperação do animal.
Ao usar novas cepas de camundongos, deve-se sempre realizar um experimento piloto em alguns animais dessa cepa para garantir que o método não precise ser ajustado de alguma forma. Por exemplo, em algumas cepas, o ramo de vasos da aorta pode ser posicionado um pouco diferente. A posição das ligaduras pode mudar um pouco para garantir que a formulação acabe no local certo.
desidratação Abrir a cavidade abdominal representa um grande risco de desidratação. Por isso, é imprescindível adicionar fluidos (em torno de 37 °C) durante e após a cirurgia para garantir uma boa base para a recuperação pós-operatória. Normalmente damos 1 mL/camundongos.c. pós-cirurgia.
isquemia Tempo de cirurgia prolongado ou se não atingir a recirculação total resultará em isquemia. É importante registrar o tempo real de isquemia e garantir que a circulação para o rim (e as pernas traseiras) sejam restauradas. Treinamento constante e refrescante de habilidades são, como sempre, importantes. Realizar o procedimento mais rapidamente reduz o tempo em que o rim é exposto à isquemia. Manter o tempo de isquemia (ligadura da aorta) para cerca de 5 min (10 min no máximo) tem sido mostrado para não prejudicar o rim.
Repercussão Considerando o risco de derramamento para outros órgãos quando a formulação injetada está reentrando na circulação através da veia renal, o volume injetado deve ser mantido ao mínimo. Recomendamos um volume máximo de 50 μL. A dosagem também foi encontrada, por outros, como um fator crítico para a eficiência3.
Efeitos adversos (trombose e paralisia) Inicialmente, ao configurar o modelo, experimentamos problemas não consistentes com paralisia nas pernas traseiras. Após a dose relevante de anticoagulante (10 UI de heparina na veia traseira) no pré-operatório, este efeito adverso foi significativamente diminuído. Depois de consultar especialistas na área, também começamos a ser ainda mais cuidadosos em trabalhar com cirurgias atraumáticas, o que significa não beliscar em nenhum tecido e tocar o mínimo possível de áreas. Essas ações realizadas em conjunto reduziram a frequência de paralisia de cerca de 50% para praticamente nenhuma.
Inicialmente durante o desenvolvimento do método, aplicamos tecido anticoagulante na artéria renal para fechar o orifício de incisão. Isso não foi possível ao fazer injeções na aorta, já que a pressão é muito maior na aorta. O anticoagulante também aumenta o risco de trombose se entrar no lúmen do vaso.
Certifique-se de não ter a adventitia exposta no lúmen da aorta ao suturar já que a adventitia é muito trombogênica. Evite também qualquer invertido bordas de ferida ou estreitando a aorta suturando até a coxa.
Agora temos um método estabelecido para entregar formulações diretamente ao rim.

No campo de pesquisa pré-clínico dentro da indústria farmacêutica, o desenvolvimento de modelos e métodos faz parte do trabalho diário. Há um interesse crescente pela capacidade de direcionar drogas para órgãos específicos, ou mesmo separar compartimentos de um órgão, sem grande repercussão/armadilha, via corrente sanguínea, para outros tecidos. Isso permite uma exposição aumentada e específica para avaliação eficiente de metas medicamentosas em modelos de diferentes áreas da doença 1,2,3,4.
Uma forma comum de entregar substâncias é por rotas sistêmicas (por exemplo, através da veia traseira) uma vez que é menos invasiva do que o método descrito neste manuscrito. No entanto, a administração sistêmica aumenta o risco de aumento do metabolismo ou acúmulo do composto em outros tecidos além do órgão alvo pretendido, ao passar por órgãos filtrantes como o pulmão, o fígado e o baço 2,3,5. Além de não atingir o tecido destinado, isso poderia potencialmente dar origem a efeitos adversos e/ou indesejados, dependendo da natureza do injetado. Apenas moléculas muito pequenas passam os capilares dos órgãos filtrantes e, portanto, a entrega direcionada é especialmente importante se trabalhar com moléculas maiores 6.
Para minimizar o derramamento e/ou acúmulo de formulação injetada, em outros tecidos, o método descrito aqui direciona a formulação para a corrente sanguínea da artéria renal através de um cateter inserido na aorta abdominal logo abaixo de onde se ramifica na artéria renal, resultando no rim como órgão atingido pela primeira vez. Outra vantagem com esta administração guiada é que uma dose/volume mais baixo pode ser usada para atingir o mesmo nível de exposição alcançado via administração sistêmica 3.
Outras rotas de administração têm sido exploradas, por exemplo, injeções através de um cateter diretamente na artéria renal. Em nossas mãos, isso foi encontrado para apresentar um maior risco de falha em restaurar a circulação para o rim. O diâmetro muito pequeno da artéria renal (aproximadamente 0,35-0,55 mm de diâmetro) torna a incisão relativamente grande e representa um risco de obstrução e/ou embolia ao fechar o orifício de entrada. De acordo com nossa experiência, danos isquêmicos ao rim muitas vezes ocorreram ao usar este método, e, portanto, desenvolvemos essa nova maneira de atingir com sucesso o rim injetando substâncias através da incisão da aorta maior para atingir o rim.
Existem técnicas semelhantes sendo desenvolvidas em ratos que também manifestam os desafios e o risco de estenose/trombose trabalhando com injeções diretamente na artéria renal 5. Isso corrobora nossas descobertas, uma vez que os vasos em camundongos são ainda menores.
Este manuscrito e vídeo descrevem, em detalhes, como as injeções podem ser direcionadas para a artéria renal em camundongos através de um cateter inserido na aorta infrarenal, bem como orientações sobre como superar as dificuldades comuns no procedimento, para trabalhar da maneira mais segura possível e, assim, aumentar a reprodutibilidade.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Blunt hook 5mm 8/pack</td>
			<td>Cooper surgical</td>
			<td>3316-8G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ETHILON Nylon Suture 11/0</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>W2881</td>
			<td>For vessel</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microsurgery forceps curved</td>
			<td>Karo Pharma</td>
			<td>FRC-15 RM-8</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microsurgery forceps straight</td>
			<td>Karo Pharma</td>
			<td>FRS-15 RM-8</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mouse renal artery cannula, 3mm 32ga stainless steel, 10cm 2Fr PU, fits 25ga</td>
			<td>Instech</td>
			<td>C07SS-MRA1813</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vicryl, 6-0, BV-1 needle</td>
			<td>Angthos</td>
			<td>W9575</td>
			<td>For abdominal cavity</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

direct drug delivery to kidney via the renal artery

Há necessidade de injeções direcionadas para permitir o aumento e a exposição renal específica para avaliação eficiente de alvos de drogas no campo da pesquisa renal. O acúmulo de drogas em determinados órgãos pode dar origem a efeitos adversos e indesejados, dependendo da natureza do injetor. Para minimizar o derramamento e/ou acúmulo em outros tecidos, o método descrito aqui direciona a formulação para a corrente sanguínea da artéria renal inserindo um cateter na aorta infra renal, logo abaixo de onde se ramifica na artéria renal, resultando no rim como órgão atingido pela primeira vez e distribuição da formulação em todo o rim.
Este manuscrito fornece uma descrição detalhada do método, bem como seus desafios e dificuldades. Ele orienta o experimentador a se tornar hábil com este tipo de microcirurgia que requer precisão em condições estéreis. A velocidade é crucial para minimizar a isquemia e praticar o procedimento aumentará a chance de injeções bem sucedidas sem efeitos adversos. Modulando o tempo entre injeção e reperfusão, bem como o volume injetado, o risco de derramamento para outros órgãos é mitigado. 
Observe que esta técnica é adequada para estratégias de dosagem única.

O filme é uma mistura de vídeos de diferentes cirurgias para apresentar os com a melhor qualidade de vídeo. Algumas sequências foram tiradas de sessões de treino onde o mouse não deve acordar. Portanto, o mouse nem sempre está devidamente drapeado. Quando um animal deve acordar, sempre trabalhamos de forma asséptica.
Análises histológicas revelaram que a realização das injeções diretamente na artéria renal deu origem a lesões renais, provavelmente devido à recirculação insuficiente do fluxo sanguíneo com isquemia irreversível como resultado(Figura 2). A injeção através da aorta abdominal, por outro lado, não causou nenhuma lesão isquêmica(Figura 3).
O corante azul evans foi usado para visualizar que a perfusão através da aorta resultará no rim ser o primeiro órgão atingido(Figura 4). Nenhum outro órgão ficou azul até depois da passagem pela veia renal.
Também mostramos que, usando este método, podemos aumentar o enenxerto de formulações injetadas no rim perfumado usando células-tronco mesenquimais(Figura 5).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61932/61932fig01.jpg"> Figura 1: Colocação de suturas e cateter. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61932/61932fig01large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
Foto de cima: Descrevendo onde colocar a primeira ligadura, cranialmente do rim esquerdo. Imagem do meio: Visão geral sobre a área de cirurgia logo antes da colocação do cateter (2.11 no protocolo). Imagem inferior: Visão geral sobre a área da cirurgia logo antes da injeção (2.10 no protocolo)
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61932/61932fig02.jpg"> Figura 2: Injeções diretamente na artéria renal. Design de, e IHC resulta de, um estudo com injeção de NaCl diretamente na artéria renal <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61932/61932fig02large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61932/61932fig03.jpg"> Figura 3: Resultados do IHC no dia 7 após a administração da aorta. IHC resulta de um estudo com injeção de NaCl na artéria renal via aorta abdominal, 7 dias após a injeção <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61932/61932fig03large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61932/61932fig04.jpg"> Figura 4: Injeção de tinta azul Evans. Foto de topo mostrando uma visão serial de uma injeção através da aorta de corante azul Evans. Imagem inferior mostrando uma seção transversal de um rim após injeção via aorta de corante azul Evans. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61932/61932fig04large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61932/61932fig05.jpg"> Figura 5: Infusão arterial abdominal aumentou significativamente o enxerto de células-tronco mesenquimais no rim esquerdo em comparação com o rim direito. As células-tronco mesenquimais derivadas da medula óssea humana foram rotuladas com CM-Dil (fluorescência vermelha) em suspensão. Um milhão de MSCs rotulados foram infundidos através da artéria abdominal em três camundongos. Três horas após a infusão de MSD, os ratos foram eliminados. Rins esquerdo e direito foram colhidos e incorporados em OUTUBRO para criosectioning. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61932/61932fig05large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>

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Direct Drug Delivery to Kidney via the Renal Artery

Este manuscrito descreve um método de entrega direcionada a um único rim através de um cateter colocado na aorta abdominal infrarenal no camundongo.

Entrega direta de medicamentos ao rim através da artéria renal

There is a need for directed injections to enable increased and specific renal exposure for efficient evaluation of drug targets in the renal research ...

Entrega direta de drogas ao rim, através da artéria renal. No campo da pesquisa renal há necessidade de injeções direcionadas, para permitir o aumento e específico da exposição renal, para avaliação eficiente dos alvos medicamentosos. Meu nome é Erica Dahlquist e meu objetivo com este vídeo é compartilhar minha experiência, em como fazer injeções diretamente na artéria renal.Vou agora apresentar a vocês como fazer injeções diretamente no rim através da aorta. Para começar, posso dizer que sempre dou o rato, tanto e, claro, pré-operatório. Depois de abrir a cavidade abdominal, coloquei uma compressa dobrada úmida, para afastar todos os outros órgãos, para que eu tenha uma boa visão sobre a área de cirurgia.Tente manter constantemente os tecidos úmidos, adicionando soro fisiológico na ferida da cirurgia, para proteger os tecidos da secagem. Isso também ajuda a manter o tecido elástico, e minimizar o risco de danos, durante a realização da cirurgia. Use retráteis para ter uma boa visão geral da área de cirurgia.Essas duas fotos são as mesmas. Na imagem certa, eu tentei desenhar as estruturas. A área rosa é a aorta.Primeiro colocarei uma ligadura craniana do rim esquerdo. Com isso, mais tarde levantarei a aorta para momentaneamente, ocluindo o fluxo sanguíneo enquanto faço a injeção. Como você pode ver, há um ramo da aorta, indo para o elevador na imagem.Para evitar empurrar nossa injeção desta maneira, eu preciso colocar a ligadura abaixo dela. Isso deixa uma área bastante estreita para trabalhar. Com dois fórceps, você começa a limpar a aorta dos tecidos circundantes.Tente não beliscar nenhuma estrutura, e trabalhe seu caminho, esticando suavemente e agrupando os tecidos. Ao redor dos vasos, há muitos nervos que não são fáceis de descobrir. Apenas tenha isso em mente, já que machucar os nervos pode causar paralisações ou outros problemas, após a cirurgia.Como mencionado anteriormente, tentei adicionar salina constantemente, para proteger os tecidos da secagem. Agora colocarei a primeira ligadura sob a aorta. Quando a ligadura estiver no lugar, vou deixá-la lá enquanto continuo para o próximo passo.E, claro, continue moído no tecido. Eu movi a câmera, e o que você vê é que a estrutura é Cordell do rim. Depois de adicionar fluidos, começo a dissecar meu caminho para limpar a aorta da mesma forma que antes.A aorta está nesta posição, muito perto da veia abdominal. E você tem que ter muito cuidado para não quebrar a veia. Tente trabalhar perto do rim, para ter uma curta distância possível até a artéria renal.Para fazer um pouco mais de espaço na área, você pode mover suavemente a sutura um pouco para cima e para baixo, quando estiver no lugar. Desta vez eu também vou colocar outra ligadura em torno da aorta e fazer um nó solto. Isso eu vou usar para proteger e fechar a aorta, em torno do cateter, antes de injetar.Quando todas as ligaduras estão no lugar, é hora da injeção real. Comece esticando a parte inferior e depois a ligadura superior, para ocluir a corrente sanguínea e direcionar o fluido injetado apenas para o rim. Com a ajuda de uma agulha de acupuntura, guio a ponta arredondada do cateter para dentro da aorta, e seguro-o com um único nó na ligadura.Dessa forma, ele se moverá ou vazará durante a injeção. Agora insira 50 microliters de fluidos, e você pode ver claramente como o rim fica pálido. Depois de injetar, você pode optar por dar alguma circulação de volta ao rim, em breve, afrouxar a tensão na ligadura superior.Como eu faço neste cenário. Ou você pode continuar com a cirurgia, sem devolver o fluxo sanguíneo. Se devolver o fluxo sanguíneo, ameniza isquemia um pouco.Ao mesmo tempo, o que quer que tenha injetado, será enxaguado mais cedo pela veia renal. E aqui você vê o sangue entrando de volta no rim quando eu afrouxei a ligadura. Depois de apertar a ligadura superior novamente, é hora de retirar o cateter, suturar a aorta, e devolvê-lo cheio de circulação novamente.Começo removendo a sutura, segurando o cateter. E então eu retiro o cateter. Eu sutura o orifício de entrada com um único ponto.Depois de suturar o orifício, primeiro você solta a ligadura inferior, e depois solta muito lentamente a parte superior. Se houver um vazamento, você pode apertar a ligadura novamente, esperar por alguns segundos e tentar novamente. Se a sutura estiver no lugar, geralmente pára.Assim como a fé. Eu sempre tento testar a força, empurrando a área, e procurar pulsações, para garantir que o fluxo sanguíneo está voltando ao normal. Quando tudo estiver bem, você pode cortar os fios, e tirar a ligadura.Retire a compressa e tente empurrar suavemente os intestinos de volta no lugar. Devor alguns fluidos e costurar a cavidade abdominal, juntos antes de fechar a pele com clipes de metal. Neste estudo foram injetados MSCs na artéria renal esquerda.Mostra claramente um aumento significativo do enxerto de células, no rim esquerdo em comparação com o rim direito. Em suma, podemos concluir que temos um método estabelecido para entregar formulações diretamente ao rim, sem danos renais. O método é utilizável para qualquer tipo de formulação, e tem a vantagem de exigir uma quantidade menor ou volume de dose, para atingir o mesmo nível de exposição renal, em comparação com a administração sistêmica.

Research

JoVE Journal

Medicine

Heterotopic Mucosal Engrafting Procedure for Direct Drug Delivery to the Brain in Mice

Heterotópico mucosa enxertando Procedimento para entrega da droga direto para o cérebro em ratos

Delivery of therapeutics into the brain is impeded by the presence of the blood-brain barrier (BBB) which restricts the passage of polar and high ...

Medicina

Murine Model of Femoral Artery Wire Injury with Implantation of a Perivascular Drug Delivery Patch

Modelo murino de artéria femoral Injury fio com a implantação de uma droga patch Entrega perivascular

Percutaneous interventions including balloon angioplasty and stenting have been used to restore blood flow in vessels with occlusive vascular disease. ...

Murine Kidney Transplant Technique

Rim murino técnica de transplante

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become ...

Intraluminal Drug Delivery to the Mouse Arteriovenous Fistula Endothelium

Drug Delivery intraluminal para o Rato Fístula Arteriovenosa endotélio

Delivery of therapeutic agents to enhance arteriovenous fistula (AVF) maturation can be administered either via intraluminal or external routes. The ...

Intravascular Delivery of Biologics to the Rat Kidney

Entrega intravascular de Biologics para o rim de rato

The renal microvascular compartment plays an important role in the progression of kidney disease and hypertension, leading to the development of End Stage ...

Direct Re-implantation of Left Coronary Artery into the Aorta in Adults with Anomalous Origin of Left Coronary Artery from the Pulmonary Artery (ALCAPA)

Direct Re-implantation of Left Coronary Artery into the Aorta in Adults with Anomalous Origin of Left Coronary Artery from the Pulmonary Artery ALCAPA

Re-implantação direta de Esquerda da Artéria Coronária para a aorta em adultos com Origem Anômala da Coronária Esquerda da Artéria da artéria pulmonar (ALCAPA)

Anomalous origin of the left coronary artery from the pulmonary artery (ALCAPA) is a rare congenital anomaly which is one of leading causes of myocardial ...

Optimized LC-MS/MS Method for the High-throughput Analysis of Clinical Samples of Ivacaftor, Its Major Metabolites, and Lumacaftor in Biological Fluids of Cystic Fibrosis Patients

Método otimizado de LC-MS/MS para a análise do elevado-throughput de amostras clínicas de Ivacaftor, seus principais metabolitos e Lumacaftor em fluidos biológicos de pacientes de fibrose cística

Defects in the cystic fibrosis trans-membrane conductance regulator (CFTR) are the cause of cystic fibrosis (CF), a disease with life-threatening ...

Assessment of Kidney Function in Mouse Models of Glomerular Disease

Avaliação da função renal em modelos do rato da doença Glomerular

The use of murine models to mimic human kidney disease is becoming increasingly common. Our research is focused on the assessment of glomerular function ...

An Efficient Sieving Method to Isolate Intact Glomeruli from Adult Rat Kidney

Um método eficiente de crivagem para isolar intactos glomérulos do rim de rato adulto

Preservation of glomerular structure and function is pivotal in the prevention of glomerulonephritis, a category of kidney disease characterized by ...

A Rat Carotid Artery Pressure-Controlled Segmental Balloon Injury with Periadventitial Therapeutic Application

Uma lesão de balão segmental controlada por pressão da artéria de rato com aplicação terapêutica periadventicional

Cardiovascular disease remains the leading cause of death and disability worldwide, in part due to atherosclerosis. Atherosclerotic plaque narrows the ...