Name: direct drug delivery to kidney via the renal artery
Uploaded: 2021-04-17T15:00:00
Duration: 11 min 18 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Direct Drug Delivery to Kidney via the Renal Artery at JoVE.com

Gracias a René Remie en RRSSC por ayudarme a afinar la técnica y los laboratorios Instech para la colaboración en la producción de un catéter de diseño especial. Un gran agradecimiento también a todos los colegas de AstraZeneca I+D para discusiones productivas con consejos y trucos, así como Xerox para completar el vídeo con sonido.

Los procedimientos experimentales fueron aprobados por el Comité Regional de Ética Animal de Laboratorio de Gotemburgo, Suecia.
1. Atención preoperatoria
<ol><li>Utilice técnicas estériles para evitar infecciones.<ol>
<li>Bajo anestesia (por ejemplo, isoflurano) y trabajando de la manera más aséptica posible, afeita el área de la cirugía y retira el pelaje con una crema para la depilación. Deje la crema durante alrededor de 1 minuto (máximo de 2 minutos para evitar quemaduras en la piel). Lave cuidadosamente con agua. Este primer paso se puede realizar preferiblemente 1-2 días antes de la cirugía para evitar el enfriamiento adicional del animal justo antes de la cirugía.</li>
		<li>Aplique lubricante oftálmico en los ojos para evitar la sequedad.</li>
		<li>Para evitar infecciones, lave el área quirúrgica con limpiador antiséptico de la piel y limpie la zona con desinfectante (clorhexidina) justo antes de la cirugía.</li>
	</ol>
</li>
	<li>analgesia<ol>
<li>Pre-dosis del animal con analgésicos si no es un procedimiento terminal: Buprenorfina (por ejemplo, temgesic) 0.05-0.1 mg/kg s.c.)</li>
	</ol>
</li>
	<li>anticoagulantes<ol>
<li>Utilice anticoagulantes para evitar coágulos sanguíneos: 10 UI de heparina a través de la vena de la cola justo antes de la cirugía (máximo 5 ml/kg).</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Procedimiento quirúrgico
<ol><li>Autoclave los instrumentos y utilice catéteres estériles. Lavarse con jabón y hibiscrub y usar una máscara facial, una red para el cabello y una bata quirúrgica estéril y guantes. Pida a una segunda persona que maneje a los animales y todas las tareas "sucias".</li>
	<li>Para la anestesia, utilice isoflurano. Induzca la anestesia colocando el ratón en una caja de anestesia con un 5% de isoflurano. Después de la inducción, compruebe la profundidad de la anestesia comprobando los reflejos y la respiración.<ol>
<li>Durante la cirugía, coloque una máscara facial en el ratón para administrar una dosis de mantenimiento del 2% de isoflurano.</li>
	</ol></li>
	<li>Lave al animal con hibiscrub y clorhexidina antes de ponerse la mesa quirúrgica.</li>
	<li>Después de anestesiar, coloque el ratón en una almohadilla quirúrgica calentada en una posición supina y fije las extremidades superior e inferior a la almohadilla usando cinta adhesiva de baja tachuela. Asegúrese de que las extremidades superiores se mantengan en una posición normal para evitar la compresión pulmonar. Si es posible, utilice una fuente de calor no eléctrica. NOTA: Utilizamos anestesia por inhalación (por ejemplo, isoflurano) para ajustes más fáciles durante la cirugía.</li>
	<li>Cubre el ratón con envoltura de plástico (por ejemplo, Sello prensado) y realiza el trabajo con un microscopio quirúrgico.</li>
	<li>Proteja los tejidos del secado añadiendo constantemente solución salina al área de la cirugía. Esto también ayuda a mantener el tejido elástico y minimiza el riesgo de daño durante la realización de la cirugía. La solución salina debe estar alrededor de 37 °C para evitar el enfriamiento del animal.</li>
	<li>Después de abrir la cavidad abdominal con una incisión de línea media con fórceps y tijeras, utilice una compresa húmeda, doblada y plegada para empujar todos los demás órganos a un lado para obtener una buena vista sobre el área de la cirugía.</li>
	<li>Utilice retractores para tener una buena visión general del área de la cirugía (gancho contundente de 5 mm).</li>
	<li>Localice la aorta y el riñón izquierdo.</li>
	<li>Utilizando dos fórceps de microcirugía, limpie suavemente la aorta, tanto cranealmente (ver 2.10.1) como caudalmente (ver 2.10.2) del riñón, de los tejidos circundantes y coloque una ligadura debajo de él (6-0 seda). Tenga cuidado de no pellizcar ninguna estructura. Ábrete camino estirando suavemente y tirando de los tejidos, acercándote lo más posible a la arteria renal. Alrededor de los vasos hay varios nervios no fácilmente descubiertos. Tenga esto en cuenta ya que los nervios dañados pueden causar parálisis u otros problemas después de la operación.<ol>
<li>Cranealmente (arriba) del riñón, utilice esta ligadura para levantar la aorta para ocluir momentáneamente el flujo sanguíneo mientras realiza la inyección. En esta posición, justo encima de donde la arteria renal, las ramas aorta en la dirección opuesta (a los intestinos, ver Figura 1). Con el fin de evitar empujar la inyección de esta manera, poner la ligadura debajo de esta rama. Deje la ligadura sin tensión hasta que inicie el procedimiento de inyección.</li>
		<li>Caudalmente (abajo) el riñón, coloque la incisión cerca de donde las ramas aorta al riñón/arteria renal para evitar otras ramas potenciales. Caudalmente desde el riñón la aorta está muy cerca de la vena abdominal. Tenga mucho cuidado de no dañar la vena.</li>
	</ol></li>
	<li>inyección<ol>
<li>Cuando todas las ligaduras están en su lugar; primero estirar la parte inferior y, en segundo lugar, la ligadura superior para ocluir el torrente sanguíneo para dirigir el líquido inyectado al riñón.</li>
		<li>Utilizando una aguja de acupuntura (Ø 0,25 mm), pinchar y guiar la punta (redondeada) del catéter (32GA) en la aorta y asegurarla con un solo nudo en la ligadura para que no se mueva ni se filtre durante la inyección. (Figura 1). El uso de una aguja de acupuntura en lugar de una tijera permite la fabricación de un orificio de entrada mínimo en el recipiente.</li>
		<li>Inyecte 50 μL de líquidos. El riñón debe volverse pálido, lo que indica que la inyección ha perfundido el riñón y ha terminado en el lugar destinado.</li>
		<li>En este punto hay dos escenarios diferentes posibles.<ol>
<li>Vuelva a dar algo de circulación al riñón aflojando cuidadosamente la tensión en la ligadura superior antes de cerrar el orificio de entrada. De esta manera se mejora la isquemia, pero ten en cuenta que el líquido inyectado puede potencialmente ser despejado rápidamente a través de la vena renal y por lo tanto no permitir suficiente tiempo de permanencia.</li>
			<li>O continuar con la cirugía sin devolver el flujo sanguíneo.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Después de apretar la ligadura superior de nuevo, retire el catéter, sutura la aorta y devuelva la circulación completa.<ol>
<li>Retire la ligadura que sostiene el catéter.</li>
			<li>Retire el catéter.</li>
			<li>Sutura el orificio de entrada con una sola puntada (ethilon 11-0, aguja redondeada).</li>
			<li>Primero afloje la ligadura inferior y luego afloje muy lentamente la superior. Si hay fugas, apriete la ligadura de nuevo, espere unos segundos e inténtelo de nuevo. Mantenga el tiempo total de isquemia hasta un máximo de 5-10 minutos para evitar daños isquémicos.</li>
			<li>Pruebe la solidez empujando el área y busque pulsaciones y vea que el riñón vuelve a la "coloración normal" para asegurar que se establezca la recirculación.</li>
			<li>Corta los hilos y retira las ligaduras debajo de la aorta.</li>
			<li>Retire la compresa y empuje los intestinos de nuevo en su lugar. Devuelve algunos líquidos, añadiendo solución salina a la cavidad abdominal y sutura la peritonea (Vicryl 6-0) antes de cerrar la piel con clips metálicos.</li>
			<li>Antes de despertar a los animales se les da 0,7-1 ml de Rehydrex subcutáneamente. NOTA: Todo el procedimiento tarda alrededor de 30-45 minutos para un equipo bien entrenado.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
</ol>3. Atención postoperatoria
<ol><li>Permita que los animales se despierten en un ambiente cálido colocando una almohadilla de calefacción (alrededor de 38 °C) debajo de parte de la jaula durante 2-3 días después de la operación.</li>
	<li>Continúe proporcionando analgesia (Buprenorphine, por ejemplo, temgesic 0.05-0.1 mg/kg s.c.) 2-3 veces/día durante 3 días después de la operación.</li>
	<li>Dar 10 ml/kg de Rehydrex s.c. ocasionalmente si los animales muestran signos de deshidratación.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Porvasnik, S. L., Mah, C., Polyak, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeting+Murine+Small+Bowel+and+Colon+Through+Selective+Superior+Mesenteric+Artery+Injection.">Targeting Murine Small Bowel and Colon Through Selective Superior Mesenteric Artery Injection.</a> Microsurgery. 30 (6), 487-493 (2010).</li><li>Rocca, C. J., Ur, S. N., Harrison, F., Cherqui, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=rAAV9+combined+with+renal+vein+injection+is+optimal+for+kidney-targeted+gene+delivery:+conclusion+of+a+comparative+study.">rAAV9 combined with renal vein injection is optimal for kidney-targeted gene delivery: conclusion of a comparative study.</a> Gene Therapy. 21 (6), 618-628 (2014).</li><li>Cai, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Maximum+efficacy+of+mesenchymal+stem+cells+in+rat+model+of+renal+ischemia-reperfusion+injury:+renal+artery+administration+with+optimal+numbers.">Maximum efficacy of mesenchymal stem cells in rat model of renal ischemia-reperfusion injury: renal artery administration with optimal numbers.</a> PLoS One. 9 (3), 92347 (2014).</li><li>Leda, A. R., Dygert, L., Bertrand, L., Toborek, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+Microsurgery+Infusion+Technique+for+Targeted+Substance+Delivery+into+the+CNS+via+the+Internal+Carotid+Artery.">Mouse Microsurgery Infusion Technique for Targeted Substance Delivery into the CNS via the Internal Carotid Artery.</a> Journal of Visualized Experiments. (119), e54804 (2017).</li><li>Monteiro Carvalho Mori da Cunha, M. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Surgical+Technique+for+Homogenous+Renal+Distribution+of+Substances+in+Rats.">A Surgical Technique for Homogenous Renal Distribution of Substances in Rats.</a> European Surgical Research. 51, 58-65 (2013).</li><li>De Jong, W. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Particle+size-dependent+organ+distribution+of+gold+nanoparticles+after+intravenous+administration.">Particle size-dependent organ distribution of gold nanoparticles after intravenous administration.</a> Biomaterials. 29 (12), 1912-1919 (2008).</li><li>Ullah, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Novel+Approach+to+Deliver+Therapeutic+Extracellular+Vesicles+Directly+into+the+Mouse+Kidney+via+Its+Arterial+Blood+Supply.">A Novel Approach to Deliver Therapeutic Extracellular Vesicles Directly into the Mouse Kidney via Its Arterial Blood Supply.</a> Cells. 9 (4), 937 (2020).</li></ol>

El autor no tiene nada que revelar.

Este método ha tenido éxito en la entrega de formulaciones al riñón sin causar daño renal. Se puede utilizar para la entrega de cualquier tipo de formulaciones (por ejemplo, moléculas pequeñas, células madre/progenitoras o microvesículas). El método se puede aplicar en animales sanos o en modelos de enfermedad renal.
En la Figura 2 y figura 3,se presenta la histología. La Figura 2 muestra histología 180 minutos después de la perfusión, mientras que la Figura 3 muestra el historial 7 días después de la perfusión. La razón de esto es que los experimentos con la arteria renal duraba sólo 180 minutos. Para estar seguros de que no tuvimos daños crónicos con este nuevo método, esperamos deliberadamente 7 días para evaluarlos. El número n es pequeño, pero esto es sólo un ejemplo.
Tenga en cuenta que este método recientemente desarrollado de administración de aorta para dirigirse al riñón es un método invasivo con un rendimiento relativamente bajo y es adecuado para estrategias de dosificación única solamente. La dosificación repetida no es posible con este método.
Con ajustes menores de las colocaciones de ligadura este método podría ser utilizado para infundir ambos riñones simultaniously5,7. Con el mayor riesgo de contagio a través de ramificaciones aórticas decidimos mantener la ligadura ocluyente lo más cerca posible del riñón, llevando la inyección al riñón izquierdo solamente. También se puede utilizar además de otros modelos o técnicas como la uninephrectomía o tal vez incluso la lesión simultánea de reperfusión de isquemia renal (IRI). En nuestra opinión, hacer la inyección sólo 24 horas después de la cirugía IRI3 es demasiado duro y afectará sustancialmente la recuperación del animal.
Cuando se utilizan nuevas cepas de ratones, siempre se debe realizar un experimento piloto en algunos animales de esa cepa para asegurarse de que el método no necesita ser ajustado de alguna manera. Por ejemplo, en algunas cepas la ramificación del recipiente desde la aorta se puede colocar un poco diferente. La posición de las ligaduras puede cambiar un poco para asegurarse de que la formulación termina en el lugar correcto.
deshidratación Abrir la cavidad abdominal representa un gran riesgo de deshidratación. Por lo tanto, es imperativo añadir líquidos (alrededor de 37 °C) durante y después de la cirugía para garantizar una buena base para la recuperación después de la operación. Normalmente damos 1 ml/ratones.c. después de la cirugía.
isquemia El tiempo prolongado de la cirugía o si no alcanza la recirculación completa dará lugar a isquemia. Es importante registrar el tiempo real de la isquemia y asegurarse de que se restablezca la circulación al riñón (y a las patas traseras). El entrenamiento constante y la actualización de las habilidades son, como siempre, importantes. Realizar el procedimiento más rápido reduce el tiempo que el riñón está expuesto a la isquemia. Mantener el tiempo de isquemia (ligadura de aorta) a alrededor de 5 min (10 min máx.) se ha demostrado que no daña el riñón.
derrame Teniendo en cuenta el riesgo de contagio a otros órganos cuando la formulación inyectada está reingrándose a la circulación a través de la vena renal, el volumen inyectado debe mantenerse al mínimo. Recomendamos un volumen máximo de 50 μL. Dosis también se ha encontrado, por otros, para ser un factor crítico para la eficiencia3.
Efectos adversos (trombosis y parálisis) Inicialmente al configurar el modelo experimentamos problemas no consistentes con parálisis en las piernas traseras. Después de la dosis relevante de anticoagulante (10 UI de heparina en la vena de la cola) preoperatoriamente, este efecto adverso se redujo significativamente. Después de consultar a expertos en el campo, también empezamos a ser aún más cuidadosos en el trabajo con cirugía atraumática, lo que significa que no pellizcar en ningún tejido y tocar las áreas lo menos posibles. Estas medidas adoptadas juntas redujeron la frecuencia de parálisis de alrededor del 50% a prácticamente ninguna.
Inicialmente durante el desarrollo del método, aplicamos tejido anticoagulante en la arteria renal para cerrar el agujero de incisión. Esto no fue posible al hacer inyecciones en la aorta ya que la presión es mucho mayor en la aorta. El anticoagulante también aumenta el riesgo de trombosis si entra en el lúmenes del recipiente.
Asegúrese de no tener adventitia expuesta en el lúmenes de la aorta al suturar ya que la adventitia es muy trombogénica. También evite cualquier invertir los bordes de la herida o estrechar la aorta suturando al muslo.
Ahora tenemos un método establecido para entregar formulaciones directamente al riñón.

En el campo de la investigación preclínica dentro de la industria farmacéutica, el desarrollo de modelos y métodos es parte del trabajo diario. Existe un creciente interés por la capacidad de dirigir fármacos a órganos específicos, o incluso compartimentos separados de un órgano, sin derrames/atrapamientos importantes, a través del torrente sanguíneo, en otros tejidos. Esto para permitir una mayor y específica exposición para la evaluación eficiente de las dianas farmacológicas en modelos de diferentes áreas de enfermedad 1,2,3,4.
Una forma común de suministrar sustancias es por rutas sistémicas (por ejemplo, a través de la vena de la cola) ya que es menos invasiva que el método descrito en este manuscrito. Sin embargo, la administración sistémica aumenta el riesgo de aumento del metabolismo o acumulación del compuesto en otros tejidos que el órgano objetivo previsto, al pasar por órganos filtrados como el pulmón, el hígado y el bazo 2,3,5. Además de no llegar al tejido destinado, esto potencialmente podría dar lugar a efectos adversos y/o no deseados, dependiendo de la naturaleza del inyector. Sólo moléculas muy pequeñas pasan los capilares de los órganos filtrantes y por lo tanto el parto dirigido es especialmente importante si se trabaja con moléculas más grandes 6.
Para minimizar el contagio y/o la acumulación de formulación inyectada, en otros tejidos, el método descrito en este documento dirige la formulación al torrente sanguíneo de la arteria renal a través de un catéter insertado en la aorta abdominal justo debajo de donde se ramifica en la arteria renal, lo que resulta en el riñón como órgano primero alcanzado. Otra ventaja con esta administración guiada es que se puede utilizar una dosis/volumen más bajo para alcanzar el mismo nivel de exposición que se logra a través de la administración sistémica 3.
Se han explorado otras vías de administración, por ejemplo, inyecciones a través de un catéter directamente en la arteria renal. En nuestras manos, se encontró que esto presentaba un mayor riesgo de no restaurar la circulación al riñón. El diámetro muy pequeño de la arteria renal (aproximadamente 0,35-0,55 mm de diámetro) hace que la incisión sea relativamente grande y represente un riesgo de obstrucción y/o embolia al cerrar el orificio de entrada. De acuerdo con nuestra experiencia daño relacionado isquémico al riñón a menudo ocurrió cuando se utiliza este método, y por lo tanto desarrollamos esta nueva forma de dirigirse con éxito al riñón mediante la inyección de sustancias a través de la incisión de la aorta más grande para dirigirse al riñón.
Hay técnicas similares que se están desarrollando en ratas que también manifiesta los desafíos y el riesgo de estenosis/trombosis trabajando con inyecciones directamente en la arteria renal 5. Esto apoya nuestros hallazgos ya que los vasos en ratones son aún más pequeños.
Este manuscrito y video describen, en detalle, cómo las inyecciones pueden dirigirse a la arteria renal en ratones a través de un catéter insertado en la aorta infrarenal, así como orientación sobre cómo superar las dificultades comunes en el procedimiento, trabajar de la manera más segura posible y así aumentar la reproducibilidad.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Blunt hook 5mm 8/pack</td>
			<td>Cooper surgical</td>
			<td>3316-8G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ETHILON Nylon Suture 11/0</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>W2881</td>
			<td>For vessel</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microsurgery forceps curved</td>
			<td>Karo Pharma</td>
			<td>FRC-15 RM-8</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microsurgery forceps straight</td>
			<td>Karo Pharma</td>
			<td>FRS-15 RM-8</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mouse renal artery cannula, 3mm 32ga stainless steel, 10cm 2Fr PU, fits 25ga</td>
			<td>Instech</td>
			<td>C07SS-MRA1813</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vicryl, 6-0, BV-1 needle</td>
			<td>Angthos</td>
			<td>W9575</td>
			<td>For abdominal cavity</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

direct drug delivery to kidney via the renal artery

Existe la necesidad de inyecciones dirigidas para permitir una mayor y específica exposición renal para una evaluación eficiente de las dianas farmacológicas en el campo de la investigación renal. La acumulación de fármacos en ciertos órganos puede dar lugar a efectos adversos y no deseados, dependiendo de la naturaleza del inyector. Para minimizar el contagio y/o la acumulación en otros tejidos, el método descrito en el presente documento dirige la formulación al torrente sanguíneo de la arteria renal mediante la inserción de un catéter en la aorta infra renal, justo debajo de donde se ramifica en la arteria renal, lo que resulta en el riñón como órgano alcanzado por primera vez y la distribución de la formulación en todo el riñón.
Este manuscrito proporciona una descripción detallada del método, así como sus desafíos y dificultades. Guía al experimentador a ser hábil con este tipo de microcirugía que requiere precisión en condiciones estériles. La velocidad es crucial para minimizar la isquemia y practicar el procedimiento aumentará la probabilidad de inyecciones exitosas sin efectos adversos. Al modular el tiempo entre la inyección y la reperfusión, así como el volumen inyectado, se mitiga el riesgo de contagio a otros órganos. 
Tenga en cuenta que esta técnica es adecuada para estrategias de dosificación única.

La película es una mezcla de videos de diferentes cirugías para presentar los que tienen la mejor calidad de video. Algunas secuencias se han tomado de las sesiones de práctica donde se supone que el ratón no se despierta. Por lo tanto, el ratón no siempre está correctamente cubierto. Cuando se supone que un animal se despierta, siempre trabajamos de una manera aséptica.
Los análisis histológicos revelaron que la realización de las inyecciones directamente en la arteria renal dio lugar a una lesión renal, probablemente debido a una recirculación insuficiente del flujo sanguíneo con isquemia irreversible como resultado (Figura 2). La inyección a través de la aorta abdominal, por otro lado, no causó ninguna lesión isquémica(Figura 3).
Evans teñido azul se utilizó para visualizar que la perfusión a través de la aorta dará lugar a que el riñón sea el primer órgano alcanzado(Figura 4). Ningún otro órgano se volvió azul hasta después del paso a través de la vena renal.
También hemos demostrado que utilizando este método podemos aumentar el enjerftment de formulaciones inyectadas al riñón perfundido utilizando células madre mesenquimales (Figura 5).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61932/61932fig01.jpg"> Figura 1: Colocación de suturas y catéter. Por <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61932/61932fig01large.jpg" target="_blank">favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
Imagen superior: Describir dónde colocar la primera ligadura, cranealmente del riñón izquierdo. Imagen media: Visión general sobre el área de la cirugía justo antes de la colocación del catéter (2.11 en el protocolo). Imagen inferior: Visión general sobre el área de la cirugía justo antes de la inyección (2.10 en el protocolo)
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61932/61932fig02.jpg"> Figura 2: Inyecciones directamente en arteria renal. Diseño de, e IHC resulta de, un estudio con inyección de NaCl directamente en la arteria renal <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61932/61932fig02large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61932/61932fig03.jpg"> Figura 3: Resultados del IHC en el día 7 después de la administración de aorta. IHC resultado de un estudio con inyección de NaCl en la arteria renal a través de la aorta abdominal, 7 días después de la inyección <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61932/61932fig03large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61932/61932fig04.jpg"> Figura 4: Inyección de tinte azul Evans. Imagen superior que muestra una vista en serie de una inyección a través de la aorta de evans tinte azul. Imagen inferior que muestra una sección transversal de un riñón después de la inyección a través de aorta de tinte azul Evans. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61932/61932fig04large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61932/61932fig05.jpg"> Figura 5: La perfusión arterial abdominal aumentó significativamente la injerto de células madre mesenquimales en el riñón izquierdo en comparación con el riñón derecho. Las células madre mesenquimales derivadas de médula ósea humana fueron etiquetadas con CM-Dil (fluorescencia roja) en suspensión. Un millón de MSC etiquetados se infundieron a través de la arteria abdominal en tres ratones. Tres horas después de la perfusión de MSD, los ratones fueron terminados. Los riñones izquierdo y derecho fueron cosechados e incrustados en OCT para criosección. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61932/61932fig05large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Direct Drug Delivery to Kidney via the Renal Artery at JoVE.com

Direct Drug Delivery to Kidney via the Renal Artery

Este manuscrito describe un método para el parto selectivo a un solo riñón a través de un catéter colocado en la aorta abdominal infrarenal en el ratón.

Entrega directa de medicamentos al riñón a través de la arteria renal

There is a need for directed injections to enable increased and specific renal exposure for efficient evaluation of drug targets in the renal research ...

Administración directa de fármacos al riñón, a través de la arteria renal. En el campo de la investigación renal es necesario realizar inyecciones dirigidas, para permitir una exposición renal mayor y específica, para una evaluación eficiente de las dianas farmacológicas. Mi nombre es Erica Dahlquist y mi objetivo con este video es compartir mi experiencia, en cómo hacer inyecciones directamente en la arteria renal.Ahora te presentaré.cómo hacer inyecciones.directamente al riñón a través de la aorta. Para empezar, puedo decir que siempre le doy al ratón, tanto como, por supuesto, antes de la cirugía. Después de abrir la cavidad abdominal, puse una compresa doblada húmeda, para empujar todos los demás órganos a un lado, para que obtenga una buena vista sobre el área de la cirugía.Trate de mantener constantemente los tejidos húmedos, añadiendo solución salina en la herida de cirugía, para proteger los tejidos del secado. Esto también ayuda a mantener el tejido elástico y minimizar el riesgo de daño, mientras se realiza la cirugía. Utilice retractores para tener una buena visión general del área de la cirugía.Estas dos fotos son las mismas. En la imagen correcta, he tratado de dibujar las estructuras. La zona rosa es la aorta.Primero pondré un cráneo de ligadura del riñón izquierdo. Con esto, más tarde levantaré la aorta a momentáneamente, ocluyé el flujo sanguíneo mientras hago la inyección. Como pueden ver, hay una rama de la aorta, que va al ascensor en la imagen.Con el fin de evitar empujar nuestra inyección de esta manera, necesito poner la ligadura debajo de ella. Esto deja un área bastante estrecha para trabajar. Con dos fórceps, empiezas a limpiar la aorta de los tejidos circundantes.Trate de no pellizcar ninguna estructura, y trabajar su camino en, estirando suavemente y juntando los tejidos. Alrededor de los vasos, hay un montón de nervios que no son fáciles de descubrir. Sólo tenga esto en cuenta, ya que lastimar los nervios podría causar paralizaciones u otros problemas, después de la cirugía.Como se mencionó anteriormente, traté de agregar constantemente solución salina, para proteger los tejidos del secado. Ahora colocaré la primera ligadura debajo de la aorta. Cuando la ligadura esté en su lugar, la dejaré allí mientras continuamos hasta el siguiente paso.Y, por supuesto, siguejándose en el tejido. Ahora he movido la cámara, y lo que ves es que la estructura es Cordell del riñón. Después de añadir líquidos, empiezo a diseccionar mi camino hacia abajo para limpiar la aorta de la misma manera que antes.La aorta está en esta posición, muy cerca de la vena abdominal. Y tienes que tener mucho cuidado de no romper la vena. Trate de trabajar cerca del riñón, para tener una distancia corta como sea posible a la arteria renal.Para hacer un poco más de espacio en el área, puede mover suavemente la sutura un poco hacia arriba y hacia abajo, cuando está en su lugar. Esta vez también pondré otra ligadura alrededor de la aorta y haré un nudo suelto. Esto lo usaré para asegurar y cerrar la aorta, alrededor del catéter, antes de inyectarme.Cuando todas las ligaduras están en su lugar, es hora de la inyección real. Comience estirando la parte inferior y luego la ligadura superior, para ocluir el torrente sanguíneo y dirigir el líquido inyectado al riñón solo. Con la ayuda de una aguja de acupuntura, guio la punta redondeada del catéter hacia la aorta, y la aseguro con un solo nudo en la ligadura.De esta manera se moverá o se filtrará durante la inyección. Ahora inyecto 50 microlitros de líquidos, y se puede ver claramente cómo el riñón se vuelve pálido. Después de inyectarse, puede optar por devolver algo de circulación al riñón, en breve, aflojar la tensión en la ligadura superior.Como lo hago en este entorno. O puede seguir adelante con la cirugía, sin devolver el flujo sanguíneo. Si devuelves el flujo sanguíneo, mejoras un poco la isquemia.Al mismo tiempo, lo que se inyectó, se enjuagará antes a través de la vena renal. Y aquí ves la sangre entrando de nuevo en el riñón cuando afloje la ligadura. Después de apretar la ligadura superior de nuevo, es hora de retirar el catéter, suturar la aorta, y devolverla llena de circulación de nuevo.Empiezo por quitar la sutura, sosteniendo el catéter. Y luego retiro el catéter. Sutura el agujero de entrada con una sola puntada.Después de suturar el agujero, primero aflojas la ligadura inferior, y luego aflojas muy lentamente la superior. Si hay una fuga, puede apretar la ligadura de nuevo, esperar unos segundos e intentarlo de nuevo. Si la sutura está en su lugar, por lo general se detiene.Así que ten fe. Siempre trato de probar la fuerza, empujando el área, y buscando pulsaciones, para asegurar que el flujo sanguíneo está volviendo a la normalidad. Cuando todo está bien, puedes cortar los hilos y quitarte la ligadura.Retire la compresa y trate de empujar suavemente los intestinos de nuevo en su lugar. Devuélvele algunos líquidos y cose la cavidad abdominal, antes de cerrar la piel con clips metálicos. En este estudio se inyectaron MSC en la arteria renal izquierda.Muestra claramente un aumento significativo de la injerto de células, en el riñón izquierdo en comparación con el riñón derecho. En resumen, podemos concluir que tenemos un método establecido para entregar formulaciones directamente al riñón, sin daño renal. El método es utilizable para cualquier tipo de formulación, y tiene la ventaja de requerir una cantidad menor o volumen de dosis, para alcanzar el mismo nivel de exposición renal, en comparación con la administración sistémica.

Research

JoVE Journal

Medicine

Heterotopic Mucosal Engrafting Procedure for Direct Drug Delivery to the Brain in Mice

Heterotópico mucosas Procedimiento La incorporación del trasplante de Drogas entrega directa al cerebro en ratones

Delivery of therapeutics into the brain is impeded by the presence of the blood-brain barrier (BBB) which restricts the passage of polar and high ...

Investigación

Medicina

Murine Model of Femoral Artery Wire Injury with Implantation of a Perivascular Drug Delivery Patch

Modelo murino de la arteria femoral Lesiones Alambre con implantación de un perivascular Drug Delivery Patch

Percutaneous interventions including balloon angioplasty and stenting have been used to restore blood flow in vessels with occlusive vascular disease. ...

Murine Kidney Transplant Technique

Riñón murino Trasplante Técnica

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become ...

Intraluminal Drug Delivery to the Mouse Arteriovenous Fistula Endothelium

Intraluminal entrega de la droga a la fístula arteriovenosa ratón endotelio

Delivery of therapeutic agents to enhance arteriovenous fistula (AVF) maturation can be administered either via intraluminal or external routes. The ...

Intravascular Delivery of Biologics to the Rat Kidney

Intravascular de entrega de los productos biológicos para el riñón de rata

The renal microvascular compartment plays an important role in the progression of kidney disease and hypertension, leading to the development of End Stage ...

Direct Re-implantation of Left Coronary Artery into the Aorta in Adults with Anomalous Origin of Left Coronary Artery from the Pulmonary Artery (ALCAPA)

Direct Re-implantation of Left Coronary Artery into the Aorta in Adults with Anomalous Origin of Left Coronary Artery from the Pulmonary Artery ALCAPA

Directa reimplantación de la arteria coronaria izquierda en la aorta en adultos con origen anómalo de la arteria coronaria izquierda desde la arteria pulmonar (ALCAPA)

Anomalous origin of the left coronary artery from the pulmonary artery (ALCAPA) is a rare congenital anomaly which is one of leading causes of myocardial ...

Optimized LC-MS/MS Method for the High-throughput Analysis of Clinical Samples of Ivacaftor, Its Major Metabolites, and Lumacaftor in Biological Fluids of Cystic Fibrosis Patients

Método optimizado de LC-MS/MS para el análisis de alto rendimiento de las muestras clínicas de Ivacaftor, sus principales metabolitos y Lumacaftor en fluidos biológicos de pacientes con Fibrosis quística

Defects in the cystic fibrosis trans-membrane conductance regulator (CFTR) are the cause of cystic fibrosis (CF), a disease with life-threatening ...

Assessment of Kidney Function in Mouse Models of Glomerular Disease

Evaluación de la función renal en modelos de ratón de la enfermedad Glomerular

The use of murine models to mimic human kidney disease is becoming increasingly common. Our research is focused on the assessment of glomerular function ...

An Efficient Sieving Method to Isolate Intact Glomeruli from Adult Rat Kidney

Un método eficiente de tamizado para aislar intactos glomérulos del riñón de rata adulta

Preservation of glomerular structure and function is pivotal in the prevention of glomerulonephritis, a category of kidney disease characterized by ...

A Rat Carotid Artery Pressure-Controlled Segmental Balloon Injury with Periadventitial Therapeutic Application

Una lesión de globo segmentario controlada por presión arterial carótida de rata con aplicación terapéutica periavential

Cardiovascular disease remains the leading cause of death and disability worldwide, in part due to atherosclerosis. Atherosclerotic plaque narrows the ...