Name: studying cavitation enhanced therapy
Uploaded: 2021-04-09T13:00:00
Duration: 7 min 36 s
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Die Autoren danken dem Engineering and Physical Sciences Research Council für die Unterstützung dieser Arbeit durch den Zuschuss EP/L024012/1. VB wird auch vom Engineering and Physical Sciences Research Council (EPSRC) und dem Medical Research Council (MRC) unterstützt (Grant EP/L016052/1). VB und AV danken der Clarendon Foundation für Postgraduiertenstipendien. AV dankt auch dem Exeter College für ein Santander-Stipendium. Die Autoren sind James Fisk und David Salisbury für ihre unschätzbare Unterstützung bei der Herstellung des Apparates zu Dank verpflichtet. Sie danken auch den Beiträgen von Dr. Dario Carugo und Joshua Owen bei der Entwicklung früherer Prototyp-SATs.

Die Autoren haben nichts preiszugeben.

Die kritischen Schritte für jede akustische Messung wurden 1981 von Apfel76 als "Kenne deine Flüssigkeit, kenne dein Schallfeld, wisse, wann etwas passiert" gekapselt. Im Rahmen dieses Protokolls umfassen diese die Kalibrierung und Ausrichtung des Wandlers sowie die Schritte zur Wasseraufbereitung und Blasenbehandlung. Erstens ist es wichtig, dass das Hydrophon, das zur Kalibrierung des Antriebsaufnehmers und/oder der PKD verwendet wird, selbst durch regelmäßige externe Wartung oder internen Vergleich mit einem Referenzstandard genau kalibriert wird. In ähnlicher Weise muss das Ansprechverhalten sowohl des antriebsenden Wandlers als auch der PKD regelmäßig charakterisiert werden, um eine Änderung der Leistung und / oder einen Verlust der Empfindlichkeit zu überprüfen. Wenn die Fahrbedingungen und die Empfangsempfindlichkeit des Systems unbekannt sind, kann auf einen sinnvollen Zusammenhang zwischen Expositionsbedingungen, Bioeffekten und akustischen Emissionen nicht schließen. In direktem Zusammenhang damit muss die Ausrichtung der Aufnehmer zueinander und zur Probenkammer sorgfältig überprüft werden, um sicherzustellen, dass die Expositionsbedingungen innerhalb der Kammer wie erwartet sind und das Probenahmevolumen für die PKD dem interessierenden Bereich entspricht. Wie bereits erwähnt, können die Temperatur und der Gasgehalt des suspendierenden Mediums die Endergebnisse erheblich beeinflussen, und die Konsistenz ist in dieser Hinsicht äußerst wichtig77,78. In ähnlicher Weise erfordern die Herstellung, Charakterisierung und Handhabung der Kavitationsmittelsuspension sehr genaue Aufmerksamkeit, um sicherzustellen, dass die erwartete Größenverteilung und Konzentration der Partikel in der Probe vorhanden ist. Wenn beispielsweise die Konzentration von Blasen zu hoch ist, wird das Probenvolumen effektiv vor dem einfallenden US-Feld abgeschirmt. MB-Wirkstoffe sind besonders anfällig für Zerstörung und Verschmelzung, und weitere Hinweise zu ihrer Handhabung finden sich in Mulvana et. al. (2012)79.
Ein sehr häufiges Problem bei der Erkennung von Kavitationssignalen ist das Erreichen eines adäquaten SNR. Dies ist zum Teil auf die Art des Signals selbst zurückzuführen, wie beschrieben, kann aber auch auf Quellen elektrischen Rauschens innerhalb des Versuchsaufbaus zurückzuführen sein. Die Überprüfung der Verbindungen zwischen Systemkomponenten, insbesondere solchen mit koaxialen Kabeln, kann dazu beitragen, einige davon zu eliminieren. Der Austausch oder die Reparatur von Koaxialkabeln kann erforderlich sein. Das Identifizieren und Entfernen oder Deaktivieren anderer Geräte im Labor wie Pumpen, die elektrische Geräusche verursachen können, kann ebenfalls hilfreich sein. Eine schlechte Übereinstimmung der elektrischen Impedanz zwischen den Systemkomponenten kann eine weitere Ursache für ein schlechtes Signal-Rausch-Verhältnis und möglicherweise auch für Schäden an Geräten sein und sollte sorgfältig überprüft werden. Die Auslöseeinstellungen am Signalgenerator und Oszilloskop sollten ebenfalls überprüft werden, um zu bestätigen, dass sie für das Experiment entsprechend konfiguriert sind und nicht auf die Standardeinstellungen des Herstellers zurückgesetzt wurden. Wenn während der Handhabung eine signifikante Zerstörung von Blasen vorliegt, kann es im Falle des SAT2 hilfreich sein, eine zweite Spritze am Auslassanschluss anzubringen und damit sanft Flüssigkeit aus der Kammer zu extrahieren und so die Suspension einzusaugen. Dies kann auch dazu beitragen, Makroblasen zu eliminieren oder den Fluss während der US-Exposition zu ermöglichen, falls gewünscht.
Es ist nicht möglich, akustische Reflexionen innerhalb der Probenkammer vollständig zu eliminieren, und daher ist das einfallende Feld nicht vollständig gleichmäßig über das gesamte Probenvolumen. Wie in den Schritten 1.3.2 und 1.3.3 erwähnt, ist die Übertragbarkeit von schalltaktischen Fenstern frequenzabhängig und daher sollte die gewünschte Bandbreite für Schallemissionsmessungen sorgfältig berücksichtigt werden. Insbesondere kann es zu signifikanten Mehrfachreflexionen von Komponenten mit höherer Frequenz geben. Dies ist ein weiterer Grund, warum die Kalibrierung des Feldes innerhalb des vollständig montierten Systems so wichtig ist, um die Unsicherheit des einfallenden Drucks zu minimieren. Eine angemessene Gating der aufgezeichneten Signale sollte ebenfalls in Betracht gezogen werden, um die Auswirkungen mehrerer Reflexionen zu minimieren. Die Verwendung kommerzieller Geräte aus Gründen der Bequemlichkeit und die Notwendigkeit akustischer Transparenz bedeutet, dass eine gewisse optische Transparenz geopfert werden muss. Dies kann sich auf die Qualität der nachfolgenden Bildgebung auswirken, z. B. zur Beurteilung der Zelllebensfähigkeit oder der Arzneimittelaufnahme. Einige der Membranen, die in kommerziellen Geräten verwendet werden, sind auch porös und daher tritt eine unvollkommene Isolierung zwischen der Probenkammer und dem umgebenden Wasserbad auf. Wie oben beschrieben, kann das entsprechende Kontaminationsrisiko durch den Einsatz einer kleineren Unterkammer gemindert werden, deren Inhalt regelmäßig ausgetauscht werden kann. Die in der Materialtabelle angegebenen Zellkulturgeräte eignen sich in erster Linie für Zellmonoschichten, die möglicherweise nicht repräsentativ für Gewebe in Bezug auf alle US/kavitationsvermittelten Bioeffekte sind. Die Nähe der Zellen zu einer festen Oberfläche beeinflusst auch die MB-Dynamik in einer Weise, die möglicherweise nicht die Bedingungen in vivo widerspiegelt, z. B. die Förderung von Microstreaming und Microjetting, wie in der Einleitung beschrieben. Diese Einschränkungen können jedoch durch eine einfache Substitution alternativer Gewebemodelle behoben werden.
Ziel des Vorschlags der SATs ist es, ein Mittel zur Verbesserung der Reproduzierbarkeit von akustischen Expositionsbedingungen und akustischen Emissionen zwischen Studien von US-vermittelten Bioeffekten bereitzustellen und so hoffentlich ein besseres Verständnis der zugrunde liegenden Mechanismen und die Entwicklung von Behandlungsüberwachungstechniken zur Verbesserung der Sicherheit und Wirksamkeit zu ermöglichen. Die Systeme sind so konzipiert, dass sie mit kommerziell erhältlichen Zellkulturgeräten kompatibel sind, so dass eine breite Palette biologischer Assays entsprechend der anwendung von Interesse durchgeführt werden kann und die Durchführung von Experimenten mit hohem Durchsatz ermöglicht wird, wodurch zeitaufwändige Ausrichtungsverfahren zwischen den Durchläufen entstreichen. Durch die Standardisierung von Protokollen zur Charakterisierung von Expositionsbedingungen und zur Erfassung akustischer Emissionen kann die systemabhängige Variabilität hoffentlich reduziert werden. Die Bandbreite der Parameter, die für ein bestimmtes Experiment untersucht werden sollten, hängt von der Anwendung (gewünschter Bioeffekt, Zelltyp, Tiefe des Zielgewebes, wenn in vivo usw.) und der Art des verwendeten Kavitationsmittels ab. Angesichts der großen Anzahl von Variablen (US-Frequenz, Druckamplitude, Pulslänge, Pulswiederholfrequenz usw.) ist es unwahrscheinlich, dass eine vollständige Untersuchung des gesamten Parameterraums praktikabel ist. Ein Vorteil des vorgeschlagenen Protokolls besteht darin, dass es ermöglicht, einige Grenzen für diesen Parameterraum schnell zu etablieren. Es ermöglicht beispielsweise die Bestimmung des Mindestdrucks, bei dem ein Kavitationssignal erzeugt wird, des maximalen Drucks oder der Pulslänge, die vor dem Auftreten von Zellablösung/-tod verwendet werden kann, und des Drucks, bei dem fraktionierte Oberschwingungen oder Breitbandrauschen erzeugt werden. Es wird empfohlen, eine solche Reihe von Scoping-Messungen als ersten Schritt in jeder Studie durchzuführen.
Wie dargestellt, sind die SATs für die Echtzeitüberwachung akustischer Emissionen konzipiert, wobei biologische Assays außerhalb des Experiments durchgeführt werden. Relativ einfach wäre es jedoch, den SAT so zu modifizieren, dass er eine direkte optische Beobachtung der Probenkammer über ein Mikroskopobjektiv ermöglicht. Dies wiederum könnte an ein Fluoreszenz- und/oder Hochgeschwindigkeitsmikroskopiesystem gekoppelt werden, um beispielsweise die Beobachtung der Medikamentenaufnahme und Blasendynamik zu ermöglichen. Der PCD-Ausgang, wie er derzeit in Bezug auf die Spannung dargestellt wird, zeigt: i) die Arten des Kavitationsverhaltens und ihre relativen Anteile; ii) wie lange diese Kavitationsverhalten persistieren; iii) ob die beobachteten zeitlich-kumulativen Expositionsmerkmale mit einem bestimmten Bioeffekt korrelieren; und iv) ob die relativen Werte und zeitabhängigen Verhaltensweisen mit früheren Experimenten im Expositionssystem übereinstimmen. Während die Empfangsempfindlichkeit der PKD quantifiziert werden kann, sind zusätzliche räumliche Informationen erforderlich, um die akustischen Emissionen in Absolutenergie zuverlässig zu charakterisieren. Dies könnte erreicht werden, indem die PCD durch eine Array-Sonde ersetzt wird, um passives akustisches Mapping (PAM)80zu implementieren. Dies würde jedoch die Komplexität der Signalverarbeitung und die benötigte Rechenzeit und -leistung erhöhen.
Andere Instrumente zur Messung des elektrischen Widerstands der Membran oder zur Anwendung physikalischer Zielmethoden, z. B. Magnetfelder, könnten ebenfalls integriert werden. Es wäre auch möglich, dreidimensionale Gewebestrukturen wie Tumorsphäroide, Organoide oder sogar Ex-vivo-Gewebeproben auf akustisch "weichen" Gelsubstraten anstelle der Zellmonoschichten zu verwenden, um US- und kavitationsvermittelte Effekte in realistischeren Gewebeumgebungen zu untersuchen.

Ultraschall (US) wurde aufgrund seiner sicheren und nicht-invasiven Natur, seiner einfachen Implementierung am Krankenbett eines Patienten und seiner Kosteneffizienz weit verbreitet als diagnostische Bildgebungstechnikeingesetzt 1. Neben seinen Diagnose- und Überwachungskapazitäten verfügt US über ein erhebliches Potenzial für therapeutische Anwendungen. Frühe Arbeiten untersuchten seine Verwendung in der Thrombolyse, DNA-Transfektion und Medikamentenabgabe2,3,4 und therapeutische US stellt jetzt ein sehr aktives Forschungsgebiet dar, mit Anwendungen wie Tumorbehandlung5,6,7, Immuntherapie8,9, Blut-Hirn-Schranke (BBB) Störung10,11,12, Thrombolyse13,14,15und bakterielle Infektionsbehandlung16,17. Ein Schlüsselphänomen, das diesen Anwendungen zugrunde liegt, ist die Kavitation: die Keimbildung, das Wachstum und die Schwingung gasförmiger Hohlräume aufgrund von Änderungen des Flüssigkeitsdrucks18,19.
Es gibt eine Reihe von Mechanismen, durch die Kavitation biologische Effekte hervorruft. Zum Beispiel kann die hochgradig nichtlineare Natur von Blasenoszillationen unter dem Einfluss eines angewandten US-Feldes Mikroströmungen in der umgebenden Flüssigkeit erzeugen, die sowohl die Konvektion des Arzneimittels20 verstärken als auch Scherspannungen auf das Gewebe in der Nähe der Blasen ausüben können. Dies ist besonders häufig, wenn sich Blasen in der Nähe einer Grenze befinden, wodurch Blasen nicht-sphärisch oszillieren und möglicherweise die Arzneimittelaufnahme durch scherinduzierte Permeabilisierung fördern können21,22,23,24. Bei höheren Drücken werden größere Amplitudenschwingungen und ein schneller Blasenkollaps beobachtet, die direkte mechanische Spannung25 mit sich bringen und häufig Stoßwellen erzeugen, und daraus resultierende große Druckgradienten, die Gewebe stören und permeabilisieren können26,27. Der Kollaps von Blasen in der Nähe einer Oberfläche kann auch zur Bildung von flüssigen Hochgeschwindigkeits-Mikrojetsführen 28,29,30. Diese Mikrojets können in Gewebe eindringen, wodurch poren erzeugt oder sekundäre Spannungswellen induziert werden31,32. Die Permeabilisierung biologischer Membranen sowohl auf Gewebe- als auch auf zellulärer Ebene wird verschiedentlich als Sonophorese bezeichnet, die hauptsächlich im Zusammenhang mit der US-induzierten Verbesserung der Hautpermeabilität33,34und der Sonoporation verwendet wird, hauptsächlich zur Beschreibung der reversiblen Permeabilisierung der Zellmembran aufgrund der Bildung von Membranporen35,36.
Die viskose Absorption in der unmittelbar die oszillierenden Blase umgebenden Flüssigkeit kann einen erheblichen Erwärmungseffekt erzeugen37. Darüber hinaus erzeugen die stark nichtlinearen Schwingungen akustische Strahlung bei Frequenzen, die höher sind als das treibende US-Feld. Dies führt zu einer erhöhten Absorption im umgebenden Gewebe und weiterer Erwärmung38. Der Blasenkollaps kann auch von chemischen Effekten aufgrund der vorübergehenden hohen Temperaturen und Drücke im Blasenkern begleitet sein, wie z. B. die Erzeugung hochreaktiver Spezies und elektromagnetischer Strahlung, bekannt als Sonolumineszenz32. Diese Effekte wurden untersucht, um mögliche Schäden und/oder Aktivierung relevanter zellulärer Signalwege für dieAbgabe 39 zu bewerten und bei der lokalen Aktivierung lichtempfindlicher Medikamente in einem Ansatz zunutzen,der als sonodynamische Therapie40,41,42,43bekannt ist .
Viele US-vermittelte Bioeffekte können ausschließlich durch die Kontrolle von US-Feldparametern (Druckamplitude, Frequenz, Pulslänge und Wiederholungsfrequenz sowie Expositionsdauer) ausgelöst werden, aber die zuverlässige Erzeugung von Kavitation im biologischen Gewebe erfordert oft hohe Eingangsenergien und birgt daher ein erhöhtes Schadensrisiko. Die Einführung von exogenen oder künstlichen Kavitationskernen kann die Eingangsenergie, die erforderlich ist, um die breite Palette der oben diskutierten Effekte zu erzeugen, erheblich reduzieren und führt weiter zu zusätzlichen Effekten, die mit den USA allein möglicherweise nicht möglich sind. Kavitationskerne umfassen Gasblasen26,44, flüssige Tröpfchen45,46,47 und feste Partikel48,49,50, wobei nanoskalige Kavitationskerne ein emergentes Untersuchungsgebiet für ihre Vorteile in Bezug auf verlängerte Zirkulationszeit, verbesserte Extravasation und verlängerte Kavitationsaktivität sind49,51,52,53.
Die am häufigsten verwendeten Kerne sind Gasmikroblasen (MBs), die ursprünglich als Kontrastmittel in der diagnostischen Bildgebung verwendet wurden. Sie haben typischerweise einen Durchmesser von 1-2 Mikrometern und enthalten einen Kern eines hochmolekularen Gases mit geringer wässriger Löslichkeit im umgebenden Medium. Der Kern ist von einer schützenden Lipid-, Protein- oder Polymerhülle umgeben, die am häufigsten aus Phospholipidenbesteht 54. Wenn sie einem US-Feld ausgesetzt sind, führt die Kompressibilität der MBs dazu, dass sie volumetrischen Schwingungen unterliegen, wodurch eine starke akustische Streuung erzeugt wird, die für den Erfolg von MBs als Kontrastmittel verantwortlich ist. Wie bereits erwähnt, führen diese Schwingungen auch zu den oben genannten mechanischen, thermischen und chemischen Effekten, die in therapeutischen Anwendungen genutzt werden können. Das MB-Beschichtungsverfahren bietet auch einen Mechanismus zur Verkapselung von Arzneimitteln innerhalb der MB-Struktur und zum Anbringen von Arzneimitteln und/oder Zielspezies an der MB-Oberfläche. Diese Technik erleichtert die ausgelöste Freisetzung von Medikamenten zur Verringerung der systemischenToxizität 55. Es wurde kürzlich auch gezeigt, dass Material von der MB-Oberfläche auf biologische Strukturen übertragen werden kann, wodurch die Wirkstoffabgabe durch sogenanntes "Sonoprinting" verbessert wird56,57,58.
Die Überwachung der US-vermittelten Kavitationsaktivität kann Einblicke in die resultierenden biologischen Effekte sowohl in vitro als auch in vivo geben und ermöglicht möglicherweise die Abstimmung und Optimierung dieser Effekte. Die beiden am weitesten verbreiteten Methoden zur Überwachung der Kavitationsaktivität sind i) optische, die Ultrahochgeschwindigkeits-Videomikroskopie verwenden und im Allgemeinen nicht in vivo durchführbarsind; und ii) akustische, die die wieder abgestrahlten Schallfelder aufzeichnen, die durch oszillierende und/oder kollabierende Blasen erzeugt werden. Sowohl die Amplituden- als auch die Frequenzkomponenten des akustischen Signals enthalten Informationen über das Blasenverhalten. Es wurde gezeigt, dass niedrige Konzentrationen von Blasen bei niedrigen einfallenden US-Amplituden überwiegend harmonische Emissionen erzeugen (ganzzahlige Vielfache der Antriebsfrequenz)59. Wenn der Antriebsdruck zunimmt, kann das Blasenemissionsspektrum auch fraktionierte Komponenten enthalten, die als Subharmonik und Ultraharmonik60 bekannt sind und ein stärkeres nichtlineares Verhalten anzeigen, sowie Breitbandrauschen, das auf Trägheitskavitation hinweist. Ganzzahlige Oberschwingungen sind ein Primärindikator für Blasenschwingungen, können aber auch durch Nichtlinearitäten überall in einem experimentellen System verursacht werden, z. B. aufgrund nichtlinearer Ausbreitung. Im Gegensatz dazu korrelieren fraktionierte Oberschwingungen und Breitbandrauschen sehr stark mit der Blasendynamik.
Die Beziehung zwischen dem Blasenverhalten und den detektierten akustischen Emissionen kann durch Faktoren wie das einfallende US-Feld, die Keimbildungsumgebung und die Eigenschaften des Detektionspfads60erschwert werden. Dennoch können wichtige Informationen über das Blasenverhalten und deren Wechselwirkungen mit Zellen gewonnen werden, indem Frequenz- und Energietrends im akustischen Spektrum erkannt werden. Diese Daten können auch wertvolle Informationen liefern, die als Grundlage für klinische Behandlungsüberwachungstechniken verwendet werden können. Um diese Informationen voll ausschöpfen zu können, bedarf es der Entwicklung robuster, übersetzbarer und reproduzierbarer experimenteller Methoden.
Derzeit gibt es erhebliche Unterschiede in den berichteten Protokollen für das Design von Systemen und die Durchführung von Studien zur Unterstützung der Entwicklung von kavitationsgestützten Therapien. In Bezug auf die Apparatur wurde eine Reihe von Designansätzen verfolgt. Mehrere Gruppen haben Parallelplattenkammern56,61,62,63verwendet,entweder kundenspezifisch oder kommerziell erhältlich (z. B. OptiCell, ThermoFisher Scientific). Hu et al. (2013) entwickelten eine Zellkammer in Verbindung mit einem US-Beschallungsmodul und einer konfokalen Echtzeitbildgebung64,Carugo et al. (2015) verwendeten ein System, das eine kommerziell erhältliche Zellkulturschale mit einem maßgeschneiderten PDMS-Deckel umfasst, um das Eintauchen in ein Wasserbad während der US-Exposition zu ermöglichen65,und Pereno et al. (2018) verwendeten ein Gerät, das aus geschichteten akustofluidischen Resonatoren besteht, die eine gleichzeitige optische und akustische Charakterisierung der Blasendynamik und Blasenzellinteraktionen ermöglichen66. Die Verwendung von maßgeschneiderten und anwendungsspezifischen Designs erschwert die Charakterisierung des US-Feldes und anderer Umweltexpositionsbedingungen, was Vergleiche zwischen Studien schwierig macht. Zum Beispiel gibt es erhebliche Unterschiede bei den US-Parametern, die für eine erfolgreiche Sonoporation identifiziert wurden, darunter Mittenfrequenzen von 0,02 bis 15 MHz, Tastzyklen von 1% bis Dauerwelle und seltene Drücke von 0,1 bis 20 MPa23,64,67,68,69,70 ( Tabelle1). Ähnlich stark variieren die spektralen Komponenten (Oberschwingungen, Unteroberschwingungen usw.), die als mit bestimmten Bioeffekten assoziiert identifiziert wurden.
Ziel dieser Arbeit ist es daher, ein leicht reproduzierbares Systemdesign und Implementierungsframework für die In-vitro-Untersuchung kavitationsinduzierter zellulärer Bioeffekte unter spezifischer Einbeziehung einer Kavitationsüberwachungsfähigkeit bereitzustellen.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Absorber</td>
			<td>Precision Acoustics</td>
			<td>APTFlex F28 panel</td>
			<td>1.0 cm standard thickness</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Amplifier (power)</td>
			<td>E&#38;I Ltd.</td>
			<td>1040L</td>
			<td>400W power amplifier to drive ultrasound source</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Amplifier (pre)</td>
			<td>Stanford Research Systems</td>
			<td>SR445A</td>
			<td>Fixed gain multi-stage preamplifier for PCD signals</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aquarium heater</td>
			<td>Aquael</td>
			<td>Ultra 50W</td>
			<td>Different models for different tank sizes.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digitizer</td>
			<td>TiePie Engineering</td>
			<td>HS5-110-XM</td>
			<td>Extended memory option: 32M points per channel</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hydrophone</td>
			<td>Precision Acoustics</td>
			<td>FOH</td>
			<td>0.01 mm diameter sensitive area minimises directivity effects</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microbubbles</td>
			<td>Bracco</td>
			<td>SonoVue</td>
			<td>FDA approved microbubbles</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PCD mirror (SAT3)</td>
			<td>Olympus NDT</td>
			<td>F-102</td>
			<td>90 degree beam reflection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PCD transducer</td>
			<td>Olympus NDT</td>
			<td>V320-SU</td>
			<td>Immersion transducer, 7.5MHz</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PCD waterproof cable</td>
			<td>Olympus NDT</td>
			<td>BCU-58-1 W</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PDMS (SAT2 compartment lid)</td>
			<td>Corning</td>
			<td>Sylgard 184</td>
			<td>See Carugo et al. (2015) for preparation guidelines</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polymer rod (SAT2 seal)</td>
			<td>Zeus</td>
			<td>PTFE monofilament</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rubber plug (SAT3 lid/seal)</td>
			<td>VWR</td>
			<td>391-2101</td>
			<td>6mm bottom dia., 8mm top dia., red</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Signal generator</td>
			<td>Agilent</td>
			<td>33250</td>
			<td>Waveform generator for ultrasound source</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Substrate for cell exposure compartment, SAT2</td>
			<td>Ibidi</td>
			<td>&#181;-Dish 35mm</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Substrate for cell exposure compartment, SAT3</td>
			<td>Corning</td>
			<td>Transwell 6.5mm</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultrasound source (SAT3)</td>
			<td>Sonic Concepts</td>
			<td>H107 with central hole</td>
			<td>Use of a HIFU-capable source allows pressures &#62;1MPa to be generated both at the focus and pre-focally for expanded spatial coverage</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

studying cavitation enhanced therapy

Das Interesse an den therapeutischen Anwendungen von Ultraschall ist bedeutend und wächst, mit potenziellen klinischen Zielen, die von Krebs bis zur Alzheimer-Krankheit reichen. Kavitation - die Bildung und anschließende Bewegung von Blasen innerhalb eines Ultraschallfeldes - stellt ein Schlüsselphänomen dar, das vielen dieser Behandlungen zugrunde liegt. Es besteht jedoch nach wie vor erhebliche Unsicherheit hinsichtlich der detaillierten Wirkmechanismen, durch die Kavitation therapeutische Wirkungen fördert, und es besteht die Notwendigkeit, zuverlässige Überwachungstechniken zu entwickeln, die klinisch umgesetzt werden können. Insbesondere gibt es signifikante Unterschiede zwischen den Studien bei den Expositionsparametern, von denen berichtet wird, dass sie erfolgreich therapeutische Wirkungen haben, und den entsprechenden akustischen Emissionen. Das Ziel dieses Papiers ist es, Designrichtlinien und ein experimentelles Protokoll unter Verwendung weit verbreiteter Komponenten für die Durchführung von Studien von kavitationsvermittelten Bioeffekten bereitzustellen und eine akustische Echtzeitüberwachung einzubeziehen. Es ist zu hoffen, dass das Protokoll eine breitere Einbeziehung der akustischen Überwachung in therapeutische Ultraschallexperimente ermöglicht und einen einfacheren Vergleich zwischen Studien über Expositionsbedingungen und deren Korrelation mit relevanten Bioeffekten ermöglicht.

Abbildung 4 zeigt Beispiele für PCD-Reaktionen im Zeit- und Frequenzbereich und veranschaulicht drei verschiedene Kavitationsverhaltensweisen. Alle Daten wurden auf SAT3 unter Verwendung von SonoVue MBs gesammelt, die 5x in PBS verdünnt wurden, mit einer Endkonzentration von ~ 2 * 107 MBs / ml. Die Temperatur für alle Beispiele in diesem Abschnitt betrug 19 ± 1 °C. Die US-Quelle wurde mit einem 2,0-ms-Impuls bei 0,5 MHz angetrieben, um einfallende Spitzenunterdrücke von 0,20(Abbildung 4A und 4B),0,30(Abbildung 4C und 4D)und 0,70 MPa(Abbildung 4E und 4F)zu erreichen. Die Signalaufzeichnungen begannen 1,4 ms vor dem Start des US-Pulses t = 0. Die Inset-Spuren zeigen das Signal als aufgezeichnet (rot) und mit einem 2-MHz-Hochpassfilter (blau) für ein Zeitfenster, das zum Zeitpunkt des Fluges von der Quelle zum Zellexpositionsfach zur PCD zentriert ist. Die Low-Level-Reaktion vor dieser Zeit ist auf direkt empfangene Strahlung von der Quelle zurückzuführen, was in Konfigurationen üblich ist, in denen sich die PCD hinter der US-Quelle befindet.
Beim niedrigsten Einfallsdruck besteht die PCD-Reaktion vollständig aus ganzzahligen Oberschwingungen der 0,5 MHz US-Grundfrequenz. Die Erhöhung von 0,20 auf 0,30 MPa führt zu ausgeprägten Ultraharmoniken im Spektrum sowie zu weiteren erhöhten ganzzahligen Oberschwingungen. Die Zeitbereichswellenformen bei diesen beiden Drücken sehen ähnlich aus, obwohl die Ergebnisse von 0,30 MPa eine größere Variabilität über die Pulsdauer zeigen. Beim höchsten Druck ist die Amplitude der Zeitbereichswellenform im Verhältnis zu den niedrigeren Drücken aufgrund des deutlich erhöhten Breitbandrauschens, das im Spektrum sichtbar ist, nichtlinear gewachsen. Dieses Rauschen wird allgemein als Folge von Trägheitskavitation angesehen und entspricht in diesem Beispiel der Zerstörung von MBs.
Um dies deutlicher zu sehen, sind die PCD-Antworten als Funktion der Zeit in Abbildung 5 dargestellt. Im linken Bereich (Abbildung 5A) werden vollständige Spektren über eine Belichtungszeit von 50 Sekunden gezeigt, während der die Quelle alle 0,20 Sekunden 2,0 ms Impulse aussendete. Entsprechende Gesamt-, Oberschwingungs- und Breitbandleistungen sind im rechten Bereich dargestellt (Abbildung 5B). Die USA wurden bei t = 3,0 s eingeschaltet, zu dieser Zeit wurden Breitbandreaktionen mit großer Amplitude gesehen. Es wird angenommen, dass die anfängliche Spitze der Zerstörung der größten Blasen in der Suspension entspricht (SonoVue ist polydispers) und ist eine häufige Beobachtung in Kavitationsexperimenten mit geschälten Blasen und sogar mit nicht entgasten Medien (z. B. PBS).
Nach einigen Sekunden nahm die Breitbandreaktion schnell ab, offenbar aufgrund der Blasenzerstörung, und das Signal besteht überwiegend aus Oberschwingungen. Dies deutet darauf hin, dass das frei werdende Gas und die verbleibenden MBs stabil und nicht inerterlich vibrieren. Bei t ~ 50s ist die Breitbandkomponente auf das Niveau des ursprünglichen Hintergrundrauschens gefallen. Expositionstests wie dieser sind daher wichtig, wenn man versucht, die Zeitskalen zu verstehen, in denen verschiedene Blaseneffekte auf die Zellen in der Kammer wirken können.
Blasen werden wahrscheinlich als Reaktion auf Strahlungskräfte übersetzt, die während der US-Exposition erzeugt werden, und die Bewegung von MBs in und aus dem PCD-Sichtfeld kann zu einer erhöhten Variabilität des überwachten Kavitationssignals führen, insbesondere wenn es sich um verdünnte Suspensionen handelt. Der empfindliche Bereich der PCD sollte daher so weit wie möglich von der Zellexpositionsoberfläche überspannen. Ein Vergleich der antwortfokussierten und unfokussierten PCDs mit identischen Mittenfrequenzen (siehe Abbildung 2) ist in Abbildung 6dargestellt, wobei eine 20:1-Verdünnung von MBs in normalem PBS SAT2 verwendet wird. Die zeit- und probengemittelten Spektren in Panel Abbildung 6A zeigen, dass die unfokussierte PCD eine stärkere Breitbandantwort aufweist, begleitet von einer reduzierten Variabilität von Probe zu Probe sowohl bei harmonischen (Abbildung 6B) als auch bei ultraharmonischen Kräften (Abbildung 6C).
Es ist wichtig zu erkennen, dass Medien, die für die In-vitro-Zellarbeit verwendet werden, nicht entgast werden und ein erhöhtes Hintergrundniveau der Blasenaktivität aufweisen können. Abbildung 7 zeigt das Ansprechen von PBS in SAT2 in seiner vom Lieferanten bereitgestellten Form und nach zwei Stunden Entgasung unter Vakuum, wonach die Luftsättigung von 92% auf 46% reduziert wurde, wie mit einem optischen Sensor bestimmt (PreSens, Deutschland). Die Spektren in Abbildung 7A wurden über die Belichtungszeit und Wiederholungen mit fünf unabhängigen Proben gemittelt und zeigen deutlich erhöhte Ultraharmonik bei normalem PBS. Die über drei Oberschwingungen summierten Leistungen(Abbildung 7B)liegen deutlich innerhalb der Standardabweichung jedes experimentellen Ausgangs. Im Gegensatz dazu zeigen die ultraharmonischen Summen in Abbildung 7C, dass normales PBS fast eine Größenordnung höher ist und eine wesentlich höhere Variabilität zwischen den Proben aufweist. Diese Beispiele deuten darauf hin, dass ein gängiges zellkompatibles Medium Verhaltensweisen aufweisen kann, die (fälschlicherweise) auf das Vorhandensein von MBs zurückzuführen sind. Da es aufgrund der negativen Auswirkungen auf die Zellen und/oder die Stabilität des Kavitationsmittels in der Regel unpraktisch ist, Kulturmedium zu entgasen, ist es wichtig, in jeder kavitationsbezogenen Studie geeignete Kontrollen durchzuführen.
<img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/61989/61989fig1.jpg"> Abbildung 1: Abbildungen von zwei US-Expositionssystemdesigns mit Kavitationsüberwachung: SAT3 (D-F). (A) SAT2 kommentierte Baugruppe mit entfernter Seitenwand aus Gründen der Übersichtlichkeit. (B) SAT2 mit intakter Seitenwand. (C) SAT2-Zellexpositionskompartiment, zerlegt. (D) SAT3-Anmerkungsbaugruppe. (E) SAT3 in normalen (links) und linsenbesenten (rechts) Konfigurationen für die Anpassung der Strahlbreite bei verschiedenen Frequenzen. (F) SAT3-Zellen-Expositionskompartiment, zerlegt. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61989/61989fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>

<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61989/61989fig02.jpg"> Abbildung 2: Berechnungen von Halbamplituden-Druckfeldkonturen für unfokussierte (links) und sphärisch fokussierte (rechts) Wandler mit einem Durchmesser von 12,7 mm. Frequenzen von 2, 4 und 8 MHz werden als rote, blaue bzw. grüne Konturen für ein PKD-Element am Koordinatenursprung (0,0) angezeigt. Die äußersten Konturen des unfokussierten Geräts sind relativ unempfindlich gegenüber Frequenz, aber die innere Struktur ist frequenzabhängig. Das sphärisch fokussierte Feld zieht sich mit zunehmender Frequenz zusammen, aber innerhalb der Konturen variieren die Felder sanft. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61989/61989fig02large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61989/61989fig03.jpg"> Abbildung 3: Instrumentierung für die Konditionierung und Aufzeichnung von Kavitationssignalen (blaue Pfeile), US-Quellenanregung (rote Linien) und Datenerfassungsauslösung. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61989/61989fig03large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61989/61989fig04.jpg"> Abbildung 4: Zeit (links) und Frequenz (rechts) Domänen-PCD-Antworten, die mit 5x in PBS verdünnten MBs aufgezeichnet wurden. Die einfallenden Spitzen-Unterdrücke waren (A, B) 0,2 MPa, (C, D) 0,4 MPa, (E, F) 0,7 MPa, alle bei 0,5 MHz. Signalaufzeichnungen beginnen 1,4 ms vor dem t=0-Beginn des 2,0-ms-Ultraschallimpulses. (A, C, E) Zeitbereichssignale (rot) werden auf einer festen vertikalen Skala angezeigt, die angibt, wie sich der Reaktionspegel mit dem einfallenden Druck ändert. Die Inset-Spuren zeigen das Signal als aufgezeichnet (rot) und mit einem 2-MHz-Hochpassfilter (blau) für ein Zeitfenster, das zum Zeitpunkt des Fluges von der Quelle zum Zellexpositionsfach zur PCD zentriert ist. (B, D, F) Die spektralen Rausch- und Signalleistungsdichten werden für t<0 bzw. t>0 berechnet. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61989/61989fig04large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61989/61989fig05.jpg"> Abbildung 5: Spektrumverläufe über eine 50-Sekunden-Exposition einer Suspension von MB, die 5x in PBS verdünnt wurden. (A) Volle Spektren und (B) Gesamt-, Oberschwingungs- und Breitbandsignalleistungen, alle als Funktion der Zeit. Die Antriebsbedingungen waren 0,5 MHz, 0,7 MPa Spitzennegpressdruck, 2,0 ms Pulsdauer, 200 ms Pulswiederholzeit. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61989/61989fig05large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61989/61989fig06.jpg"> Abbildung 6: Effekt der PKD-Fokussierungsgeometrie, die mit einer 20:1-Verdünnung von Mikroblasen in normalem PBS aufgezeichnet wurde. Antriebsbedingungen waren: 1,0 MHz, 0,50 MPa Spitzennegpressdruck, 3,0 ms Pulsdauer, 10 ms Pulswiederholperiode. (A) Vollständige Spektren, gemittelt über die Belichtungszeit und drei unabhängige Probenwiederholungen. (B) Leistung in Oberschwingungen von 3, 4 und 5 MHz und (C) Leistung in 2,5, 3,5 und 4,5 MHz Ultraharmonik. Dicke Linien sind Beispielmittel, schattierte Bereiche zeigen +/- 1 Standardabweichung an. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61989/61989fig06large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61989/61989fig07.jpg"> Abbildung 7: Wirkung von entgasten Medien, die mit PBS aufgezeichnet wurden. (A) Vollständige Spektren, gemittelt über die Belichtungszeit und fünf unabhängige Probenwiederholungen. (B) Leistung in Oberschwingungen von 3, 4 und 5 MHz und (C) Leistung in 2,5, 3,5 und 4,5 MHz Ultraharmonik. Dicke Linien sind Beispielmittel, schattierte Bereiche zeigen +/- 1 Standardabweichung an. Die Antriebsbedingungen waren 1,0 MHz, 0,50 MPa Spitzennegpressdruck, 1,0 ms Pulsdauer, 200 ms Pulswiederholzeit. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61989/61989fig07large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>Parameter</td>
			<td>Einheit</td>
			<td>Minimum</td>
			<td>Maximum</td>
		</tr>
<tr>
<td>Frequenz</td>
			<td>Mhz</td>
			<td>0.02</td>
			<td>15</td>
		</tr>
<tr>
<td>Druck (Peak Negativ)</td>
			<td>Mpa</td>
			<td>0.1</td>
			<td>20</td>
		</tr>
<tr>
<td>Pulslänge</td>
			<td>Zyklen</td>
			<td>1</td>
			<td>Cw</td>
		</tr>
<tr>
<td>Arbeitszyklus</td>
			<td>%</td>
			<td>1</td>
			<td>Cw</td>
		</tr>
<tr>
<td>Belichtungszeit</td>
			<td>s</td>
			<td>10</td>
			<td>1000</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabelle 1: Zusammenfassung der Bandbreite der berichteten Parameter, die die Sonoporation in vitroerleichtern.

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Studying Cavitation Enhanced Therapy

Das vorgestellte experimentelle Protokoll kann verwendet werden, um Echtzeitmessungen der Kavitationsaktivität in einem Zellkulturgerät durchzuführen, mit dem Ziel, die Untersuchung der Bedingungen zu ermöglichen, die für eine erfolgreiche Wirkstoffabgabe und / oder andere Bioeffekte erforderlich sind.

Untersuchung der Kavitationstherapie

Interest in the therapeutic applications of ultrasound is significant and growing, with potential clinical targets ranging from cancer to ...

Diese Prinzipien für das Design, die Datenerfassung und die Analyse von Bench-Top-Systemen können als rationale Grundlage für die In-vitro-Untersuchung von kavitationsverstärkten Therapien verwendet werden. Unsere Techniken ermöglichen Hochdurchsatztests unter Beibehaltung der kritischen experimentellen Attribute der Intervallkavitationsüberwachung, der wiederholbaren Probenausrichtung und der Kompatibilität mit gängigen zellulären Analysemethoden. Die kavitationsverstärkte Therapie hat mehrere potenzielle Anwendungen, einschließlich der Behandlung von Krankheiten wie Krebs und Schlaganfall.Durch ein besseres Verständnis der zugrunde liegenden Mechanismen können wir bessere Therapien entwickeln. Diese Arbeit bietet einen leicht reproduzierbaren Systemdesign- und Implementierungsrahmen, um die Erforschung einer Vielzahl von kavitationsinduzierten zellulären Bioeffekten zu ermöglichen. Einschließlich Medikamentenabgabe, Sonoporation und Sonoprinting.Um aussagekräftige Ergebnisse zu erzielen, müssen Reproduzierbarkeit und Kontrolle für alle Variablen im Experiment sichergestellt werden. Es ist unerlässlich, alle relevanten Kontrollen durchzuführen und das elektrische Rauschen zu messen. Zur Vorbereitung der Systeme für die akustische Transfektion entgasen Sie die Füllflüssigkeit unter einem Druck von 100kPa für mindestens zwei Stunden, um die Wahrscheinlichkeit einer Kavitation im Ausbreitungsweg zu minimieren.Es wird empfohlen, mit einer Sonde für gelösten Sauerstoff zu bestätigen, dass der Sauerstoffpartialdruck unter 10 kPa liegt. Füllen Sie die Prüfkammer langsam, um das Wiedereintreten von Luft in die entgaste Flüssigkeit zu minimieren und sofort Restblasen von den Oberflächen des Wandlers und des Mediumbehälters zu beseitigen. Lassen Sie den Leistungsverstärker der Ultraschallquelle gemäß der Empfehlung des Herstellers aufwärmen, damit die Verstärkung und der Ausgang in Bezug auf die Zeit stabil sind.Und verdünnen Sie das Kavitationsmittel unter sanftem und kontinuierlichem Rühren, um eine gleichmäßige Suspension zu bilden, ohne Makroblasen einzufangen oder das Mittel zu zerstören. Wenn Sie mit Mikroblasen arbeiten, achten Sie darauf, sie sorgfältig zu behandeln. Verwenden Sie für die SAT2-Vorbereitung vor Beginn des Experiments Ethanol, um den PDM-Deckel zu sterilisieren.Drücken Sie den sterilisierten Deckel auf die Kulturschale, um das Zellfach zu bilden, und laden Sie eine 10-Milliliter-Spritze, die mit einer stumpfen 18-Gauge-Nadel ausgestattet ist, mit 10 Millilitern der Füllflüssigkeit. Führen Sie die Nadel durch eines der PDMs-Fülllöcher ein und füllen Sie die Kammer langsam beim Kippen, so dass Makroblasen durch das offene Füllloch entweichen können. Wenn die Kammer gefüllt ist, führen Sie einen vier bis fünf Millimeter großen Polymerstab in das offene Loch ein und positionieren Sie die Baugruppe so, dass die Löcher horizontal sind.Entfernen Sie die Nadel, während Sie zusätzliche Flüssigkeit injizieren, damit keine Luft in die Kammer gezogen wird, und schließen Sie das Füllloch mit einem anderen Polymerstab. Überprüfen Sie das Fach visuell auf Anzeichen von eingefangenen Makroblasen und drücken Sie das Zellentlichtungsfach in den Fachhalter. Berücksichtigen Sie den Auftrieb der Partikel in Suspension und wie sich ihr Auftrieb auf ihren Kontakt mit Zellen auswirkt, wenn Sie die Ausrichtung des Zellexpositionskompartiments entscheiden.Dann senken Sie den Kammerdeckel in einem horizontalen Winkel, um zu verhindern, dass Makroblasen auf den untergetauchten Teilen des Geräts ruhen, und installieren Sie den Deckel auf der Oberseite der Kammer. Bevor Sie die experimentellen Messungen durchführen, lassen Sie die Suspension thermisch mit der Kammertemperatur ausgleichen. Verwendung eines Feinnadel-Thermoelements, um zu bestätigen, dass sich die Temperatur in der Kammer stabilisiert hat.Um die Experimente in Echtzeit sowohl im Zeit- als auch im Frequenzbereich zu überwachen, starten Sie den Datenerfassungsprozess und schalten Sie das Antriebssignal der Ultraschallquelle ein. Verwenden Sie eine Hochspannungssonde, um das Ausgangssignal des Verstärkers zu überwachen, das die Ultraschallquelle während des gesamten Experiments antreibt, um sicherzustellen, dass die Exposition wie erwartet verläuft. Und stellen Sie sicher, dass das Oszilloskop so eingestellt ist, dass es die Sondendämpfung kompensiert.Die Zeitbereichsüberwachung des passiven Kavitationsdetektors zeigt, ob die Signale für die aktuellen Instrumentierungseinstellungen angemessen dimensioniert sind und ob die Kavitationssignale früher als erwartet gesehen werden. Die Frequenzbereichsüberwachung ermöglicht die Analyse der Art des Blasenverhaltens und kann verwendet werden, um die Antriebspegel nach Bedarf anzupassen, um den gewünschten Zellreiz zu erreichen. In dieser Analyse bestand die passive Kavitationsdetektorantwort beim niedrigsten einfallenden Druck vollständig aus ganzzahligen Oberschwingungen der 0,5 MHz-Ultraschallgrundfrequenz.Die Erhöhung von 0,2 auf 0,3 MPa führte neben weiteren erhöhten ganzzahligen Oberschwingungen zu ausgeprägten Ultraharmonischen im Spektrum. Die Zeitbereichswellenformen bei diesen beiden Drücken sahen ähnlich aus, obwohl die 0,3MPa-Ergebnisse eine mehr Variabilität über die Pulsdauer zeigten. Beim höchsten Druck wuchs die Amplitude der Zeitbereichswellenform nichtlinear relativ zu den niedrigeren Drücken als Folge eines deutlich erhöhten Breitbandrauschens, wahrscheinlich aufgrund von Trägheitskavitation, die durch Mikroblasenzerstörung verursacht wurde.Hier werden vollständige Spektren über eine Belichtungszeit von 50 Sekunden gezeigt, bei der die Quelle alle 0,2 Sekunden zwei Millisekundenpulse aussendete. Wie in dieser Grafik beobachtet, die die entsprechenden Oberschwingungs- und Breitbandleistungen veranschaulicht, wurden Breitbandreaktionen mit großer Amplitude erzeugt, wobei die anfängliche Spitze als korrelierend mit der Zerstörung der größten Blasen angesehen wurde. Nach einigen Sekunden nimmt die Breitbandreaktion rapide ab, offenbar aufgrund der Blasenzerstörung.In dieser Analyse mit einer 20 zu 1-Verdünnung von Mikroblasen und normalem PBS zeigten die Zeit- und Probendurchschnittsspektren, dass der unfokussierte passive Kavitationsdetektor eine stärkere Breitbandantwort enthielt als der Fokusdetektor. Begleitet von einer reduzierten Sample-to-Sample-Variabilität sowohl in der harmonischen als auch in der ultraharmonischen Leistung. Kavitationsinduzierte Bioeffekte können mit Techniken wie Fluoreszenzmikroskopie, Durchflusszytometrie oder biologischen Assays bewertet werden.Dies ermöglicht die Herstellung eines robusten Zusammenhangs zwischen kavitationsaktivität und den biologischen Effekten. Diese Technik hat es uns ermöglicht, die Beziehungen zwischen Blasenverhalten und biologischen Effekten besser zu identifizieren, die einige potenzielle neue Mechanismen aufgedeckt haben, die die kavitationsvermittelte Medikamentenabgabe untermauern.

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Studying Cell Rolling Trajectories on Asymmetric Receptor Patterns

Studieren Zellrollen Trajectories auf Asymmetric Rezeptor Patterns

Lateral displacement of cells orthogonal to a flow stream by rolling on asymmetric receptor patterns presents an opportunity for development of new ...

Forschung

Biotechnik

Utilization of Plasmonic and Photonic Crystal Nanostructures for Enhanced Micro- and Nanoparticle Manipulation

Nutzung von Plasmonic und Photonic Crystal Nanostrukturen für verbesserte Mikro-und Nanopartikel-Manipulation

A method to manipulate the position and orientation of submicron particles nondestructively would be an incredibly useful tool for basic biological ...

Endothelialized Microfluidics for Studying Microvascular Interactions in Hematologic Diseases

Endothelialisierten Mikrofluidik für ein Studium Mikrovaskuläre Wechselwirkungen in Hämatologische Krankheiten

Advances in  microfabrication techniques have enabled the production of inexpensive and  reproducible microfluidic systems for conducting biological and ...

Microfluidic Mixers for Studying Protein Folding

Mikrofluidischen Mischern für ein Studium Proteinfaltung

The process by which a protein folds into its native conformation is highly relevant to biology and human health yet still poorly understood. One reason ...

A Microfluidic Device for Studying Multiple Distinct Strains

Einer mikrofluidischen Vorrichtung für ein Studium mehrere verschiedene Stämme

The study of cell responses to environmental changes poses many experimental challenges: cells need to be imaged under changing conditions, often in a ...

Diagnosis of Neoplasia in Barrett&#8217;s Esophagus using Vital-dye Enhanced Fluorescence Imaging

Diagnosis of Neoplasia in BarrettÃƒÂ¢Ã¢â€šÂ¬Ã¢â€žÂ¢s Esophagus using Vital-dye Enhanced Fluorescence Imaging

Diagnose von Neoplasien im Barrett-Ösophagus mit Vital-Farbstoff verstärktes Fluoreszenz-Imaging

The ability to differentiate benign metaplasia in Barrett&#8217;s Esophagus (BE) from neoplasia in vivo remains difficult as both tissue types can be flat ...

Synthesis of Gold Nanoparticle Integrated Photo-responsive Liposomes and Measurement of Their Microbubble Cavitation upon Pulse Laser Excitation

Synthese von Gold-Nanopartikeln Integrated Photo-responsive Liposomen und Messung ihrer Mikroblasen Kavitation auf Pulse Laseranregung

Photo-responsive nanoparticles (NPs) have received considerable attention because of their potential in providing spatial, temporal, and dosage control ...

Robotic Mirror Therapy System for Functional Recovery of Hemiplegic Arms

Roboter-Spiegel-Therapiesystem für die funktionelle Erholung von Hemiplegischen Arme

Mirror therapy has been performed as effective occupational therapy in a clinical setting for functional recovery of a hemiplegic arm after stroke. It is ...

A Microfluidic System with Surface Patterning for Investigating Cavitation Bubble(s)&#8211;Cell Interaction and the Resultant Bioeffects at the Single-cell Level

A Microfluidic System with Surface Patterning for Investigating Cavitation BubblesÃƒÆ’Ã‚Â¢ÃƒÂ¢Ã¢â‚¬Å¡Ã‚Â¬ÃƒÂ¢Ã¢â€šÂ¬Ã…â€œCell Interaction and the Resultant Bioeffects at the Single-cell Level

Einem mikrofluidischen System mit Oberflächenstrukturierung zur Untersuchung Kavitationsblase (e) -Cell Interaktion und die Resultierende Bioeffects auf der Ebene einzelner Zellen

In this manuscript, we first describe the fabrication protocol of a microfluidic chip, with gold dots and fibronectin-coated regions on the same glass ...