Name: stepwise cell seeding on tessellated scaffolds to study sprouting blood vessels
Uploaded: 2021-01-14T15:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Stepwise Cell Seeding on Tessellated Scaffolds to Study Sprouting Blood Vessels at JoVE.com

Cette recherche a été financée par le Partenariat Université du Michigan - Israël pour la recherche. Les auteurs tiennent à remercier Uri Merdler, Lior Debbi et Galia Ben David pour leur aide et leur soutien, Nadine Wang, Ph.D. et Pilar Herrera-Fierro, Ph.D. de l’installation de nanofabrication Lurie de l’Université du Michigan, ainsi que Luis Solorio, Ph.D. pour des discussions éclairantes sur les techniques de photolithographie.

1. Fabrication d’échafaudages tessellés
REMARQUE : La photolithographie est une technique répandue qui nécessite un équipement spécialisé généralement logé dans une installation ou un laboratoire de nanofabrication. La méthode exposée dans ce protocole a été généralisée autant que possible pour le public; toutefois, de légers changements aux procédures peuvent être nécessaires selon l’équipement dont dispose le lecteur. Nous vous recommandons d’effectuer ces procédur...

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	<li>Novosel, E. C., Kleinhans, C., Kluger, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vascularization+is+the+key+challenge+in+tissue+engineering.">Vascularization is the key challenge in tissue engineering.</a> Advanced Drug Delivery Reviews. 63 (4), 300-311 (2011).</li><li>Landau, S., Guo, S., Levenberg, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Localization+of+Engineered+Vasculature+within+3D+Tissue+Constructs.">Localization of Engineered Vasculature within 3D Tissue Constructs.</a> Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 6, 2 (2018).</li><li>Griffith, C. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diffusion+Limits+of+an+in+Vitro+Thick+Prevascularized+Tissue.">Diffusion Limits of an in Vitro Thick Prevascularized Tissue.</a> Tissue Engineering. 11 (12), (2005).</li><li>Potente, M., Gerhardt, H., Carmeliet, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Basic+and+therapeutic+aspects+of+angiogenesis.">Basic and therapeutic aspects of angiogenesis.</a> Cell. 146 (6), 873-887 (2011).</li><li>Landau, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tropoelastin+coated+PLLA-PLGA+scaffolds+promote+vascular+network+formation.">Tropoelastin coated PLLA-PLGA scaffolds promote vascular network formation.</a> Biomaterials. 122, 72-82 (2017).</li><li>Lesman, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Engineering+vessel-like+networks+within+multicellular+fibrin-based+constructs.">Engineering vessel-like networks within multicellular fibrin-based constructs.</a> Biomaterials. 32 (31), 7856-7869 (2011).</li><li>Richards, D., Jia, J., Yost, M., Markwald, R., Mei, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=3D+Bioprinting+for+Vascularized+Tissue+Fabrication.">3D Bioprinting for Vascularized Tissue Fabrication.</a> Annals of Biomedical Engineering. 45 (1), 132-147 (2017).</li><li>Levenberg, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Engineering+vascularized+skeletal+muscle+tissue.">Engineering vascularized skeletal muscle tissue.</a> Nature Biotechnology. 23 (7), 879-884 (2005).</li><li>Rouwkema, J., Khademhosseini, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vascularization+and+Angiogenesis+in+Tissue+Engineering:+Beyond+Creating+Static+Networks.">Vascularization and Angiogenesis in Tissue Engineering: Beyond Creating Static Networks.</a> Trends in Biotechnology. 34 (9), 733-745 (2016).</li><li>Miller, J. 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La nécessité d’une vascularisation riche dans les tissus incorporés dans les tissus artificiels est essentielle pour la survie de la construction et la bonne fonction1. Bien que l’ingénierie du système vasculaire ait fait l’objet d’une grande quantité de recherches, il reste beaucoup à étudier et à comprendre24. En particulier, lors de la recréation d’un tissu spécifique, la microvasculature doit se comporter et s’organiser en conséquence<sup class="...

Le domaine de l’ingénierie tissulaire progresse rapidement vers la fabrication de constructions techniques pour remplacer les organes et tissus manquants ou endommagés1. Cependant, des constructions entièrement fonctionnelles n’ont pas encore été réalisées, en partie, puisque la génération de réseaux vasculaires opérationnels pour la nourriture de tissu demeure un défi exceptionnel. Sans vascularisation appropriée, les tissus modifiés sont limités à un transport passif de diffusion de l’oxygène et des nutriments, limitant l’épaisseur maximale des tissus viables à la limite de diffusion, environ 200μm2. De telles épaisseurs ne sont pas adaptées à la réparation de grands défauts tissulaires ou à la fabrication d’organes complets, ce qui rend la présence d’un réseau vasculaire fonctionnel une caractéristique obligatoire pour les tissus fonctionnels et implantables3.
Le système vasculaire est composé d’une grande variété de vaisseaux sanguins, avec différentes tailles, phénotypes, et l’organisation, étroitement liés au tissu de l’hôte. Comprendre le comportement, la réponse et les décisions de migration prises par les vaisseaux en développement et en germination peut instruire leur intégration dans les tissus artificiels4. Actuellement, l’approche la plus courante pour créer des réseaux vasculaires in vitro consiste à combiner des cellules endothéliales (CE) avec des cellules de soutien (SC, avec la capacité de se différencier en cellules murales), ensemencées dans un microenchantement tridimensionnel. Cet environnement fournit des indices chimiques et physiques pour permettre aux cellules de se fixer, de proliférer et de s’auto-assembler en réseaux de vaisseaux2,5,6,7,8. Lorsqu’ils sont en co-culture, les SC sécrètent des protéines de matrice extracellulaire (ECM) tout en fournissant un soutien mécanique aux CE, qui forment les structures tubulaires. En outre, une interaction croisée entre les deux types de cellules favorise la tubulogenèse, la germination des vaisseaux et la migration, en plus de la maturation et de la différenciation des SC en cellules murales exprimant l’actine α-lisse (αSMA)4. Le développement de réseaux de vaisseaux est le plus souvent étudié dans des environnements 3D créés à l’aide d’hydrogels, d’échafaudages polymères poreux ou d’une combinaison de ceux-ci. Cette dernière option fournit également un environnement convivial pour les cellules et le support mécanique requis pour les cellules et l’ECM9.
Un grand nombre de travaux ont été réalisés pour étudier le développement vasculaire, notamment la co-culture des cellules sur les hydrogels10,les combinaisons hydrogels-échafaudages11,12,les plateformes 2D, et les dispositifs microfluidiques13. Cependant, les hydrogels peuvent être facilement déformés par les forces exercées par les cellules14,tandis que les systèmes 2D et microfluidiques ne parviennent pas à recréer un environnement plus proche de la nature pour obtenir une réponse plus extrapolable15,16. Comprendre comment les navires formants réagissent à leur environnement environnant peut fournir des informations essentielles qui pourraient permettre la fabrication d’environnements techniques ayant la capacité de guider le développement des navires de manière prévisible. La compréhension des phénomènes de formation vasculaire est particulièrement essentielle pour suivre le rythme de l’émergence rapide des techniques de fabrication à l’échelle submicron-micron, telles que la stéréolithographie, la lithographie par projection numérique, la production continue d’interfaces liquides, l’électroécriture 3D 3D, l’écriture électro jet 3D basée sur une solution et les techniques émergentes de bioimpression17,18,19,20,21. L’alignement du contrôle de ces techniques de microfabrication avec une compréhension approfondie de la biologie vasculaire est essentiel à la création d’une vascularisation artificielle appropriée pour un tissu cible.
Ici, nous présentons un système 3D pour étudier la réponse des nouveaux vaisseaux de formation et de germination à la géométrie de l’échafaudage environnant, en observant leur origine de germination et la migration ultérieure22. En utilisant des échafaudages 3D avec des géométries de compartiments pavés et une technique d’ensemencement en deux étapes, nous avons réussi à créer des réseaux vasculaires hautement organisés d’une manière claire et facile à analyser. Les géométries pavées fournissent un système à haut débit avec des unités individuelles contenant des navires qui répondent à leur environnement local. À l’aide de CE multicolores, nous avons suivi les origines de la formation des germes et les modèles de migration subséquents, corrélés à la géométrie du compartiment et à l’emplacement des SC22.
Bien que le protocole proposé ait été préparé pour analyser les effets des indices géométriques sur le comportement de vascularisation, cette approche peut être augmentée et appliquée à une série de nouvelles applications. L’échafaudage pavé et les réseaux facilement imageables permettent l’analyse simple de différentes interactions entre les CE et les SC, l’ajout de cellules d’organes spécifiques et leur interaction avec les réseaux vasculaires, l’effet médicamenteux sur les réseaux vasculaires, et plus encore. Nos résultats de système suggérés très polyvalents et de fabrication et de traitement simples.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Angiotool freeware</td>
			<td>NIH-CCR</td>
			<td></td>
			<td>Free download at https://ccrod.cancer.gov/confluence/display/ROB2/Home</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bovine albumin serum Probumin</td>
			<td>Millipore</td>
			<td>82-045-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dental pulp stem cells</td>
			<td>Lonza</td>
			<td>PT-5025</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ECM media + bullet kit</td>
			<td>Sciencell</td>
			<td>#1001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol 96%</td>
			<td>Gadot-Group</td>
			<td>64-17-5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Evicel fibrin sealant</td>
			<td>Johnson&#38;Johnson</td>
			<td>EVB05IL</td>
			<td>Provides both thrombin and fibrinogen (BAC2) solutions</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GlutaMAX</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>35050061</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Goat anti-mouse Cy3 antibody</td>
			<td>Jackson</td>
			<td>115-166-072</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Goat anti-rabbit Alexa-Fluor 488</td>
			<td>Thermo- Fisher Scientific</td>
			<td>A11034</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Human adipose microvascular cells</td>
			<td>Sciencell</td>
			<td>#7200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Human fibronectin</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>F0895-5MG</td>
			<td>Stock concentration: 1 mg/mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ImageJ</td>
			<td>NIH</td>
			<td></td>
			<td>Free download at https://imagej.nih.gov/ij/download.html</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isopropyl alcohol</td>
			<td>Gadot-Group</td>
			<td>67-63-0</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lift-off reagent</td>
			<td>Kayaku Advanced Materials, Inc</td>
			<td>G112850</td>
			<td>Commercial name Omnicoat</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Low-glucose DMEM</td>
			<td>Biological Industries</td>
			<td>01-050-1A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mouse anti-SMA antibody</td>
			<td>Dako</td>
			<td>M0851</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NEAA</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>11140068</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraformaldehyde solution 4% in PBS</td>
			<td>ChemCruz</td>
			<td>SC-281692</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin-Streptomycin-Nystatin Solution</td>
			<td>Biological Industries</td>
			<td>03-032-1B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phospate buffered saline (PBS)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P5368-10PAK</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rabbit anti-vWF antibody</td>
			<td>Abcam</td>
			<td>ab9378</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silicon wafer</td>
			<td>Silicon Valley Microelectronics (SVM)</td>
			<td></td>
			<td>Wafers 4&#34;, Type N-1-10, 500-550 microns thick</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SU-8 2050 photoresist</td>
			<td>Kayaku Advanced Materials, Inc</td>
			<td>Y11058</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SU-8 developer</td>
			<td>Kayaku Advanced Materials, Inc</td>
			<td>Y020100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tryton-X 100</td>
			<td>BioLab LTD</td>
			<td>57836</td>
		</tr>
	</tbody>
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stepwise cell seeding on tessellated scaffolds to study sprouting blood vessels

Le système cardiovasculaire est un acteur clé de la physiologie humaine, fournissant de la nourriture à la plupart des tissus du corps; Les vaisseaux sont présents dans différentes tailles, structures, phénotypes et performances en fonction de chaque tissu perfusé spécifique. Le domaine de l’ingénierie tissulaire, qui vise à réparer ou à remplacer les tissus corporels endommagés ou manquants, repose sur l’angiogenèse contrôlée pour créer une vascularisation appropriée dans les tissus modifiés. Sans système vasculaire, des constructions machinées épaisses ne peuvent pas être suffisamment nourries, qui peuvent avoir comme conséquence la mort cellulaire, la greffe pauvre, et finalement l’échec. Ainsi, comprendre et contrôler le comportement des vaisseaux sanguins modifiés est un défi de taille dans le domaine. Ce travail présente un système à haut débit qui permet la création de réseaux de navires organisés et reproductibles pour étudier le comportement des navires dans un environnement d’échafaudage 3D. Ce protocole d’ensemencement en deux étapes montre que les vaisseaux dans le système réagissent à la topographie de l’échafaudage, présentant des comportements de germination distinctifs en fonction de la géométrie du compartiment dans lequel résident les vaisseaux. Les résultats obtenus et la compréhension de ce système à haut débit peuvent être appliqués afin d’informer de meilleures conceptions de construction d’échafaudages bio-imprimés 3D, dans lesquelles la fabrication de diverses géométries 3D ne peut pas être rapidement évaluée lors de l’utilisation de l’impression 3D comme base pour les environnements biologiques cellulaires. En outre, la compréhension de ce système à haut débit peut être utilisée pour l’amélioration du dépistage rapide des médicaments, le développement rapide de modèles de co-cultures et l’étude des stimuli mécaniques sur la formation des vaisseaux sanguins afin d’approfondir les connaissances sur le système vasculaire.

Le protocole présenté, utilisant des techniques de stéréolithographie, permet la fabrication d’échafaudages pavés faits de photorésine SU-8. Des échafaudages avec des géométries de compartiment distinctes (carrés, hexagones et cercles) et des caractéristiques très précises et reproductibles ont été obtenus(Figure 1).
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Stepwise Cell Seeding on Tessellated Scaffolds to Study Sprouting Blood Vessels

Les tissus modifiés s’appuient fortement sur des réseaux vasculaires appropriés pour fournir des nutriments et des gaz vitaux et éliminer les déchets métaboliques. Dans ce travail, un protocole d’ensemencement par étapes de cellules endothéliales et de cellules de soutien crée des réseaux vasculaires hautement organisés dans une plate-forme à haut débit pour étudier le développement du comportement des vaisseaux dans un environnement 3D contrôlé.

Ensemencement de cellules par étapes sur des échafaudages tessellés pour étudier les vaisseaux sanguins en germination

The cardiovascular system is a key player in human physiology, providing nourishment to most tissues in the body; vessels are present in different sizes, ...

Notre protocole permet aux chercheurs d’étudier le processus de formation du réseau de vaisseaux d’une manière claire et facilement traçable, ouvrant les portes à de nouvelles études et faisant la lumière sur le comportement des vaisseaux sanguins. Cette technique présente la possibilité de créer des réseaux vasculaires hautement organisés et reproductibles avec une réponse à l’environnement environnant. Les cellules endothéliales de patients souffrant d’une maladie vasculaire peuvent être récupérées en utilisant ce système, ce qui permet de recréer la maladie vasculaire et de trouver un traitement approprié.La méthode proposée peut être étendue pour étudier le comportement du réseau vasculaire lorsqu’il est associé à différents types de cellules, permettant d’observer l’interaction des vaisseaux en développement avec un type de tissu spécifique. Commencez par submerger les échafaudages dans de l’éthanol à 70% pendant au moins 15 minutes, puis lavez-les deux fois dans du PBS. Mélanger 1,5 microlitres de solution mère de fibronectine avec 28,5 microlitres de PBS par échafaudage à ensemencer.Préparer une dilution de fibronectine à utiliser pour tous les échafaudages afin d’éviter les erreurs de pipetage. Placez les échafaudages épars sur une surface hydrophobe et couvrez chaque échafaudage de 30 microlitres de dilution de la fibronectine. Remplacez le couvercle de la plaque et placez les échafaudages recouverts de fibronectine dans un incubateur réglé à 37 degrés Celsius et 100% d’humidité pendant au moins une heure.Après incubation, rincez légèrement les échafaudages dans du PBS pour éliminer les restes de fibronectine. Les échafaudages peuvent être conservés en PBS à quatre degrés Celsius jusqu’à une semaine. Préparer la cellule endothéliale ou le milieu EC en mélangeant le milieu basal avec les composants du kit de milieu correspondant, y compris une solution antibiotique, fbs, et suppléments de croissance de cellules endothéliales comme indiqué par le fabricant.Rendre la suspension de cellules endothéliales microvasculaires adipeuses humaines en milieu EC avec une concentration de quatre millions de cellules par millilitre. À l’aide de pinces, placez un échafaudage enduit de fibronectine par puits dans une plaque de 24 puits non TC. Couvrez chaque échafaudage avec 25 gouttelettes de microlittre de la suspension cellulaire, en vous assurant de ne pas laisser la suspension s’écouler loin de l’échafaudage.Mettez le couvercle sur l’assiette et placez-le dans un incubateur à 37 degrés Celsius, 5% de dioxyde de carbone et 100% d’humidité pendant 60 à 90 minutes. Après l’incubation, remplissez chaque puits de 700 microlitres de milieu EC. Incuber les échafaudages endothélialisés jusqu’à ce que la confluence EC puisse être observée en utilisant la microscopie fluorescente ou pendant trois jours.Changez le support tous les deux jours. Préparer le milieu DPSC en mélangeant 500 millilitres de DMEM à faible teneur en glucose, 57,5 millilitres de FBS, 5,75 millilitres d’acides aminés non essentiels, 5,75 millilitres de GlutaMAX et 5,75 millilitres de solution pénicilline-streptomycine-nystatine. Transférer les échafaudages endothélialisés dans une nouvelle plaque de 24 puits non TC.Jetez tous les supports de la plaque de courant à l’aide d’une pipette ou d’une aspiration sous vide, en prenant soin de ne pas appliquer de vide directement sur l’échafaudage. Placez un échafaudage au centre de chaque puits, puis séchez la zone environnante avec un vide lumineux. Diluer les solutions de stock de thrombine et de fibrinogène avec pbs à une concentration finale de cinq unités par millilitre et de 15 milligrammes par millilitre respectivement.Préparer une suspension de huit millions de DPSC par millilitre dans la dilution de thrombine et distribuer 12,5 microlitres de la suspension dans des microtubes individuels par échafaudage à ensemencer. Réglez une pipette de cinq à 50 microlitres sur 12,5 microlitres et remplissez-la avec une solution de fibrinogène. Sans enlever la pointe, réglez la pipette sur 25 microlitres.Le matériau dans la pointe doit se lever et laisser un volume vide. Appuyez lentement sur le bouton du piston jusqu’à ce que le liquide atteigne l’ouverture de la pointe, mais ne fuit pas. Maintenez le piston dans cette position et mettez la pointe dans l’un des tubes microcentrifuge contenant les cellules en suspension de thrombine, en vous assurant que la pointe est en contact avec le liquide.Relâchez doucement le bouton du piston et tirez la suspension de la cellule dans la pointe. Mélangez soigneusement les deux matériaux, en évitant la formation de bulles. Distribuez rapidement les matériaux mélangés sur un échafaudage endothélialisé.Répétez les étapes précédentes pour chaque échafaudage, en vous assurant de changer les conseils entre les utilisations pour éviter la formation inattendue de gel de fibrine dans la pointe. Remplacez le couvercle de la plaque et incuber les échafaudages à 37 degrés Celsius, 5% de dioxyde de carbone et 100% d’humidité pendant 30 minutes. Après l’incubation, remplissez chaque puits d’un millilitre de DPSC un à un et de milieu EC.Culture pendant une semaine, en changeant le médium tous les deux jours. À différents moments de la culture, retirez le milieu du puits et imagez les constructions à l’aide d’un microscope confocal pour étudier le développement vasculaire ou tout autre paramètre d’intérêt. Ce protocole permet la fabrication d’échafaudages pavés en photorésine SU-8.Des échafaudages avec des géométries de compartiment distinctes et des caractéristiques très précises et reproductibles ont été obtenus. Avec l’ensemencement simultané traditionnel des cellules endothéliales et des cellules de support, les cellules ont été homogènement distribuées au-dessus de l’échafaudage ayant pour résultat des réseaux vasculaires imprévisibles et désorganisés. À l’inverse, l’ensemencement progressif de cellules a eu comme conséquence des réseaux vasculaires fortement organisés.Lors de l’utilisation de cellules endothéliales fluorescentes, les vaisseaux peuvent être esthétiés en temps réel. La protéine fluorescente rouge exprimant les cellules endothéliales ont été cultivées sur des échafaudages hexagonaux et essouppiées. Les cellules de soutien ont été ajoutées au premier jour et les réseaux vasculaires ont été entifiés tous les deux jours pour quantifier le développement de navire.Pour chaque point temporel, de larges images de l’ensemble de l’échafaudage ont été prises. La croissance des navires a été quantifiée en tant que longueur et superficie totales des navires. Un time-lapse confocal de formation image a été exécuté pour permettre le suivi simple de navire utilisant les cellules endothéliales multicolores.La trajectoire du navire a été générée à partir du laps de temps, ce qui a permis d’observer la migration du navire. On a observé la maturation de navire par la présence de l’actine de muscle lisse et des cellules de support. Pour les compartiments circulaires, hexagonaux et carrés, les cellules se multiplient et s’organisent en structures.Par jour sept, toutes les formes ont montré un réseau vasculaire riche et complexe. Des images plus élevées de grossissement ont indiqué une actine plus dense de muscle lisse et une présence de cellules de support Co-localisée avec les navires formés, démontrant le recrutement et la différentiation de cellules d’appui entourant les structures vasculaires. Cette technique peut être utilisée pour étudier le comportement des réseaux vasculaires tridimensionnels lorsqu’ils sont exposés à différentes conditions, telles que des inhibiteurs cellulaires spécifiques ou en présence de types cellulaires supplémentaires.

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Design of a Cyclic Pressure Bioreactor for the Ex Vivo Study of Aortic Heart Valves

Design of a Cyclic Pressure Bioreactor for the Ex Vivo Study of Aortic Heart Valves

Conception d&#39;un bioréacteur pour la pression cyclique Ex Vivo Étude des valves cardiaques aortiques

The aortic valve, located between the left ventricle and the aorta, allows for unidirectional blood flow, preventing backflow into the ventricle. Aortic ...

Recherche

Bio-ingénierie

Preparation of 3D Fibrin Scaffolds for Stem Cell Culture Applications

Préparation de la 3D pour les applications de fibrine Échafaudages CULTURE DE CELLULES SOUCHES

Stem cells are found in naturally occurring 3D microenvironments in vivo, which are often referred to as the stem cell niche 1. Culturing stem cells ...

Self-reporting Scaffolds for 3-Dimensional Cell Culture

Les échafaudages auto-déclaration pour les 3-Dimensional Culture cellulaire

Culturing cells in 3D on appropriate scaffolds is thought to better mimic the in vivo microenvironment and increase cell-cell interactions. The resulting ...

Improved Method for the Preparation of a Human Cell-based, Contact Model of the Blood-Brain Barrier

Amélioration de la méthode pour la préparation d&#39;une base de cellules humaines, Contactez modèle de la barrière hémato-encéphalique

The blood-brain barrier (BBB) comprises impermeable but adaptable brain capillaries which tightly control the brain environment. Failure of the BBB has ...

Helical Organization of Blood Coagulation Factor VIII on Lipid Nanotubes

Organisation hélicoïdale de facteur VIII de coagulation du sang sur les lipides nanotubes

Cryo-electron microscopy (Cryo-EM)1 is a powerful approach to investigate the functional structure of proteins and complexes in a hydrated state and ...

Concentric Gel System to Study the Biophysical Role of Matrix Microenvironment on 3D Cell Migration

Système de Gel concentrique à étudier le rôle biophysique de Matrix microenvironnement sur 3D migration cellulaire

The ability of cells to migrate is crucial in a wide variety of cell functions throughout life&#160;from embryonic development and wound healing&#160;to ...

Imaging Cell Viability on Non-transparent Scaffolds &#8212; Using the Example of a Novel Knitted Titanium Implant

Imaging Cell Viability on Non-transparent Scaffolds ÃƒÂ¢Ã¢â€šÂ¬Ã¢â‚¬Â Using the Example of a Novel Knitted Titanium Implant

Imagerie cellulaire Viabilité sur Echafaudages non transparents - Utilisation de l&#39;exemple d&#39;un roman en maille de titane Implant

Intervertebral disc degeneration and disc herniation is one of the major causes of lower back pain. Depletion of extracellular matrix, culminating in ...

Melt Electrospinning Writing of Three-dimensional Poly(&#949;-caprolactone) Scaffolds with Controllable Morphologies for Tissue Engineering Applications

Melt Electrospinning Writing of Three-dimensional PolyÃƒÆ’Ã…Â½Ãƒâ€šÃ‚Âµ-caprolactone Scaffolds with Controllable Morphologies for Tissue Engineering Applications

Faire fondre électrofilage écrit d’échafaudages Poly(ε-caprolactone) en trois dimensions avec des Morphologies contrôlables pour les Applications de génie tissulaire

This tutorial reflects on the fundamental principles and guidelines for electrospinning writing with polymer melts, an additive manufacturing technology ...

Standardized and Scalable Assay to Study Perfused 3D Angiogenic Sprouting of iPSC-derived Endothelial Cells In Vitro

Test standardisé et évolutif pour étudier perfused 3D Angiogenic Sprouting of iPSC-derived Endothelial Cells In Vitro

Pre-clinical drug research of vascular diseases requires in vitro models of vasculature that are amendable to high-throughput screening. However, current ...

Labeling of Blood Vessels in the Teleost Brain and Pituitary Using Cardiac Perfusion with a DiI-fixative

Étiquetage des vaisseaux sanguins dans le cerveau de Teleost et l’hypophyse utilisant la perfusion cardiaque avec un DiI-fixatif

Blood vessels innervate all tissues in vertebrates, enabling their survival by providing the necessary nutrients, oxygen, and hormonal signals. It is one ...