Name: blood circuit reconstruction in an abdominal mouse heart transplantation model
Uploaded: 2021-06-03T13:00:00
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Nous remercions la Dre Yun Xu pour son aide en tant qu’actrice de doublage, la Dre med Jianhua Peng pour son aide au montage vidéo et la Dre Annika Kuckhahn pour ses commentaires et son soutien. Ce travail a été soutenu en partie par la Fondation allemande pour la recherche (DFG) pour promouvoir les collaborations internationales (HO2581/4-1 à AH), et la Fondation nationale de la science de Chine (NSFC; #81760291 à FJ).

Toutes les expérimentations animales ont été menées conformément aux lignes directrices de la directive 2010/63/UE du Parlement européen sur la protection des animaux utilisés à des fins scientifiques (approbation du comité éthique, #G1071/09).
NOTE: La préparation préliminaire, l’anesthésie, les soins postopératoires et le travail de surveillance sont les mêmes que ceux effectués dans les méthodes chirurgicales traditionnelles1,<sup class=...

<ol>
	<li>Corry, R., Winn, H., Russell, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Primarily+vascularized+allografts+of+heart+in+mice.">Primarily vascularized allografts of heart in mice.</a> Transplantation. 16, 343-350 (1973).</li><li>Habertheuer, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Donor+tissue-specific+exosome+profiling+enables+noninvasive+monitoring+of+acute+rejection+in+mouse+allogeneic+heart+transplantation.">Donor tissue-specific exosome profiling enables noninvasive monitoring of acute rejection in mouse allogeneic heart transplantation.</a> Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 155 (6), 2479-2489 (2018).</li><li>Plenter, R. J., Zamora, M. R., Grazia, T. 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D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Potential+of+Heterotopic+Cardiac+Transplantation+in+Mice+as+a+Model+for+Elucidating+Mechanisms+of+Graft+Rejection.">Potential of Heterotopic Cardiac Transplantation in Mice as a Model for Elucidating Mechanisms of Graft Rejection.</a> Cardiac Transplantation. , (2012).</li><li>Westhofen, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+heterotopic+heart+transplantation+in+mice+as+a+small+animal+model+to+study+mechanical+unloading+-+Establishment+of+the+procedure,+perioperative+management+and+postoperative+scoring.">The heterotopic heart transplantation in mice as a small animal model to study mechanical unloading - Establishment of the procedure, perioperative management and postoperative scoring.</a> PLoS One. 14 (4), 0214513 (2019).</li><li>Wang, C., Wang, Z., Allen, R., Bishop, G. 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R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reduction+of+chronic+graft+injury+with+a+new+HTK-based+preservation+solution+in+a+murine+heart+transplantation+model.">Reduction of chronic graft injury with a new HTK-based preservation solution in a murine heart transplantation model.</a> Cryobiology. 64 (3), 273-278 (2012).</li></ol>

La technique chirurgicale de la transplantation abdominale hétérotopique de coeur chez la souris est très provocante et ceci implique une restriction à l’utilisation répandue de ce modèle.
L’un des inconvénients de la technique conventionnelle est la longueur limite de l’artère pulmonaire (PA) du donneur. Il est généralement d’environ 2 mm de longueur, alors que la longueur de l’IIVC du cœur donneur utilisé dans notre modèle est généralement d’environ 1 cm<strong cla...

La technique chirurgicale de transplantation cardiaque abdominale hétérotopique chez la souris représente un modèle standard pour la recherche en immunologie de transplantation1,2,3. Cependant, il est très difficile à réaliser et cela implique une restriction à l’utilisation généralisée de ce modèle4,5.
Dans la transplantation cardiaque traditionnelle de souris (THTx), l’aorte donneuse et l’aorte abdominale réceptrée sont anastomosées tandis que l’artère pulmonaire est anastomosée à la veine cave inférieure réceptible6,7,8.
Dans cette technique modifiée de transplantation cardiaque de souris, l’aorte donneuse est anastomosée à l’aorte abdominale récepteur et le donneur IIVC est anastomosé à la veine cave inférieure récepteur(3,4,6) (figure 2 et figure 3).

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>30G-needles</td>
			<td>Braun</td>
			<td>456300</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>acepromazine</td>
			<td>CP Pharma</td>
			<td>Tranquisol P</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BALB/c AnNCrl mice</td>
			<td>Charles River. Germany</td>
			<td>no catalog number</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bepanthen eye ointment</td>
			<td>Haus-Apotheke</td>
			<td>PZN 01578675</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bonn Micro Forceps</td>
			<td>FST</td>
			<td>11083-07</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Box for insulation and oxygen supply device</td>
			<td>RUSKINN</td>
			<td>INVIV</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C57BL/6J&#160; mice</td>
			<td>Charles River. Germany</td>
			<td>no catalog number</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Carprofen</td>
			<td>Zoetis</td>
			<td>Rimadyl 50 mg/ml</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CATHETER-FEP 26G</td>
			<td>TERUMO</td>
			<td>Surflo-W</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clip Applicator Forceps Style</td>
			<td>FST</td>
			<td>18057-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved forceps</td>
			<td>WPI</td>
			<td>14114-G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>custodiol/HTK</td>
			<td>Dr. Franz K&#246;hler Chemie</td>
			<td>no catalog numer</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cutasept skin disinfection</td>
			<td>VWR</td>
			<td>BODL980365</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>electrosurgical pen</td>
			<td>Bovie</td>
			<td>CHANGE-A-TIP</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>gauze pads, cotton swabs</td>
			<td>Lohmann-Rauscher</td>
			<td>13353</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heating mat</td>
			<td>THERMO MAT PRO 30W</td>
			<td>HTP-30</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hemostatic sponge</td>
			<td>CuraSpon</td>
			<td>J1276A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>heparine-solution</td>
			<td>Haus-Apotheke</td>
			<td>PZN 03029820</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ice box</td>
			<td>PETZ</td>
			<td>No Catalog Number available</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Inhalation anesthesia device</td>
			<td>GROPPLER</td>
			<td>BKGM 0616</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>insulation and oxygen supply device</td>
			<td>RUSKINN</td>
			<td>INVIV</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>isoflurane</td>
			<td>CP Pharma</td>
			<td>Isofluran CP 1 ml/ml</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ketamine</td>
			<td>Zoetis</td>
			<td>no catalog numer</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>metamizole</td>
			<td>WDT</td>
			<td>no catalog numer</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro scissors</td>
			<td>FST</td>
			<td>15000-00,15000-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Serrefine ( Clamp ) Angled / 16 mm</td>
			<td>FST</td>
			<td>18055-06</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope</td>
			<td>Leica</td>
			<td>LEICAMZ6</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope light</td>
			<td>SCHOTT</td>
			<td>KL2500LED</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Saline solution (NaCl 0.9%)</td>
			<td>Haus-Apotheke</td>
			<td>PZN 06178437</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scissors</td>
			<td>Peha Instruments</td>
			<td>991083/4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>small Petri dish</td>
			<td>Sarstedt</td>
			<td>833900</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight forceps</td>
			<td>WPI</td>
			<td>14113-G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>surgical tape</td>
			<td>BSN</td>
			<td>4120</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suture Tying Forceps - 10 cm</td>
			<td>FST</td>
			<td>18025-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sutures(10-0)</td>
			<td>Medtronic</td>
			<td>N2540</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sutures(4-0)</td>
			<td>ETHILON</td>
			<td>V4940H</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sutures(7-0)</td>
			<td>ETHILON</td>
			<td>1647H</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe (0.3 mL)</td>
			<td>BD</td>
			<td>324826</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe (1 mL)</td>
			<td>BD</td>
			<td>320801</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>xylazine</td>
			<td>Bayer</td>
			<td>Rompun</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

blood circuit reconstruction in an abdominal mouse heart transplantation model

La technique chirurgicale de transplantation cardiaque abdominale hétérotopique chez la souris est un modèle standard pour la recherche en immunologie de transplantation. Ici, la technique établie pour une reconstruction modifiée de circuit de sang dans un modèle abdominal heterotopic de transplantation de coeur est présentée. Cette méthode utilise la veine cave inférieure intrathoracique (IIVC) au lieu de l’artère pulmonaire du cœur donneur pour l’anastomose à la veine cave inférieure du receveur. Il facilite et améliore les taux de réussite de la transplantation cardiaque abdominale chez la souris.

Ici, une technique modifiée de transplantation abdominale heterotopic de coeur chez les souris qui a été précédemment développée dans notre laboratoire et s’est avérée utile pour les 16 dernières années est présentée. Précédemment, on l’a rapporté que dans l’ensemble 40 cas de veine cave à veine cave (groupe V-V) comparé à 40 cas de l’artère pulmonaire traditionnelle à la veine cave (groupe P-V) procédure d’anastomose4 (tableau 1)l’anastomose de n...

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Blood Circuit Reconstruction in an Abdominal Mouse Heart Transplantation Model

Une technique originale pour la reconstruction de circuit de sang dans un modèle abdominal heterotopic de transplantation de coeur de souris est démontrée.

Reconstruction de circuit sanguin dans un modèle de transplantation de cœur de souris abdominale

The surgical technique of heterotopic abdominal heart transplantation in mice is a standard model for research in transplantation immunology. Here, the ...

La transplantation cardiaque chez la souris est un modèle précieux pour l’étude de la réponse alloimmune Ici, nous introduisons une nouvelle technique chirurgicale de transplantation cardiaque abdominale hétérotopique chez la souris. Dans la transplantation traditionnelle de coeur de souris l’aorte de distributeur et l’aorte abdominale réceptrée sont anastomosed. L’artère pulmonaire est anastomosed à la veine cave inférieure réceptrée.Dans cette nouvelle transplantation cardiaque de souris. L’aorte de distributeur est anastomosed à l’aorte abdominale réceptrice et la veine cave inférieure intrathoracique de distributeur est anastomosed à la veine cave inférieure réceptrice. Maintenant, nous commençons la démonstration expérimentale.Après avoir mis la souris dans la boîte pour l’inhalation d’isoflurane et l’anesthésie, peser la souris. Selon le poids de la souris, pour donner une injection intrapéritonéale de kétamine xylazine acépromacine pour anesthésier la souris. Fixer et désinfecter la souris sur la table d’opération lorsque l’anesthésie a effectué.Coupez la peau du cou au bas-ventre. Coupez les muscles de la paroi abdominale et retirez doucement les viscères vers la gauche. Ensuite, exposez la veine cave inférieure.Injectez 0,4 millilitre de la solution d’héparine lentement dans la veine cave inférieure et attendez une minute avant de retirer l’aiguille. Retirez l’aiguille et coupez à la fois la veine cave inférieure et l’aorte abdominale avec des ciseaux pour accélérer l’exsanguination. Ouvrez la cavité thoracique en effectuant une coupe en forme de U.Exposez complètement le cœur, les poumons et tous les vaisseaux sanguins de la poitrine. Exposer l’aorte thoracique. Couper la moitié de la lumière.Insérez le tube d’irrigation dans l’ouverture de l’aorte thoracique. Couper la veine pulmonaire pour faciliter l’irrigation et le drainage. Injecter au moins deux millimètres de solution HTK à quatre degrés.Le cœur cesse complètement de battre jusqu’à ce que l’écoulement de la veine pulmonaire soit complètement clair. Retirez le tube d’irrigation et détachez le sternum. Retirez le thymus.Dépouillez légèrement la graisse autour de l’arc aortique. Exposez et lilassez le tronc d’arteria pulmonalis avec une suture zéro 10. Séparez le fait et le tissu conjonctif attachés sur la veine cave inférieure intrathoracique Exposez et liguez la veine cave supérieure avec sept sutures nulles et coupez-la derrière la ligature.Faites une suture à sept zéro autour de la base du cœur sous l’arc aortique. Veine cave inférieure et les deux oreillettes, puis ligate les branches de l’artère pulmonaire et les vaisseaux pulmonaires veineux. Transectez l’arc aortique aussi distal que possible, mais assurez-vous d’avoir une lumière claire sans les ouvertures des branches latérales.Les vaisseaux de poumon sous la ligature et la veine cave inférieure intrathoracique près du diaphragme. Maintenant, retirez le cœur de la poitrine. Placer le cœur du donneur explanté dans une solution de HDK froide à 4 degrés et conserver temporairement.Assurez-vous de ne pas prolonger un temps d’ischémie froide de plus de 60 minutes. Maintenant, nous commençons à démontrer le fonctionnement des récepteurs. Les étapes initiales de l’opération sont similaires à celles précédemment montrées pour la souris donneuse, y compris l’anesthésie et la stérilisation.Peau abdominale coupée de manière transversale. Après la dissection intestinale, couvrir les organes abdominaux avec une gaze humide en utilisant une solution saline. Exposez la veine cave inférieure et l’aorte abdominale et libérez-les du tissu adipeux environnant.Si nécessaire, ligatez ou électrocautériser les vaisseaux de branche latérale sous les vaisseaux rénaux. Insérez la première pince micro hémostatique de la droite dans la partie supérieure du cerveau et de l’aorte sous les vaisseaux rénaux. Insérez la deuxième pince micro hémostatique à partir de la droite dans la partie inférieure du cerveau et de l’aorte.Il y a plus d’un centimètre pour l’aorte et l’espace veineux pour l’anastomose entre deux pinces hémostatiques. Faites une incision dans l’aorte, un peu plus près de la pince inférieure que de la pince supérieure. En outre, vous pouvez utiliser une aiguille 30G pour faire un petit trou et l’ouvrir avec des micro ciseaux.Placez le cœur dans la cavité abdominale. L’aorte en vision et la veine cave de l’autre côté et la recouvrir d’un petit tampon de gaze humide. Adaptez et cousez l’aorte donneuse à l’aorte réceptreuse, en commençant caudalement.Faites un nœud et procédez à une suture courante au sommet de cette incision, environ quatre à cinq points de suture. Ensuite, retournez le cœur vers la droite, couvrez-le à nouveau et continuez la suture sur le côté gauche jusqu’à atteindre l’extrémité caudale et nouez-la. Utilisez des micro-ciseaux pour couper un trou rond sur la veine cave inférieure abdominale du receveur, qui devrait avoir la même taille de la lumière intrathoracique de la veine cave inférieure du donneur.L’incision devrait être située crânienne à l’anastomose aortique prévue. Rendre l’incision veineuse plus grande que l’incision aortique. Flush donor' veine cave inférieure intrathoracique de s.Coudre la veine cave inférieure intrathoracique de distributeur à la veine cave réceptrice commençant caudalement. Attachez un nœud et effectuez une suture courante jusqu’à ce que le sommet de l’incision soit atteint. Utilisez cinq points de suture et continuez la suture sur la gauche.Enfin, attachez un nœud dans un coin arrière et serrez soigneusement. Veillez à ne pas tirer trop serré. Posez de petites parties de l’éponge hémostatique autour de la veine et de l’anastomose aortique.Retirez d’abord les pinces micro-hémostatiques inférieures puis supérieures et rincez la cavité abdominale avec du chlorure de sodium chaud à 0,9%. Enlevez l’éponge hémostatique. Observez le rythme cardiaque du cœur transplanté.Si tout est correct, le cœur recommencera à se contracter. Remettez les intestins dans la cavité abdominale et fermez-la avec quatre sutures nulles. Fournir un environnement chaud et riche en oxygène pour que les souris transplantées se rétablissent.Dans nos travaux de recherche précédents, nous avons rendu compte d’une comparaison de 40 cas globaux de veine cave à la veine cave contre 40 cas de l’artère pulmonaire traditionnelle au procédé d’anastomose de veine cave. Le temps d’opération pour l’anastomose de navire dans une veine cave au groupe de veine cave était sensiblement plus court comparé à l’artère pulmonaire conventionnelle au groupe de veine cave. La technique chirurgicale de transplantation cardiaque abdominale hétérotopique chez la souris représente un modèle standard pour la recherche en immunologie de transplantation.Cette technique originale pour la reconstruction de circuit de sang présentée ici facilite la transplantation abdominale de coeur chez la souris. Et cela s’appelle concomitant à une réduction de l’ischémie chaude et du temps de réapparition du cœur greffé, améliorant ainsi le taux de réussite de ce modèle.

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