Name: blood circuit reconstruction in an abdominal mouse heart transplantation model
Uploaded: 2021-06-03T13:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Blood Circuit Reconstruction in an Abdominal Mouse Heart Transplantation Model at JoVE.com

Agradecemos a la Dra. Yun Xu por su ayuda como actriz de voz, a la Dra. med. Jianhua Peng por su ayuda en la edición de video y a la Dra. Annika Kuckhahn por sus comentarios y apoyo. Este trabajo fue apoyado en parte por la Fundación Alemana de Investigación (DFG) para promover colaboraciones internacionales (HO2581/4-1 a AH), y la Fundación Nacional de Ciencia de China (NSFC; #81760291 a FJ).

Todos los experimentos con animales se llevaron a cabo siguiendo las directrices de la Directiva 2010/63/UE del Parlamento Europeo sobre la protección de los animales utilizados para fines científicos (comité ético aprobado, #G1071/09).
NOTA: La preparación preliminar, la anestesia, la atención postoperatoria y el trabajo de monitoreo son los mismos que se realizan en los métodos quirúrgicos tradicionales1,2,<sup cla...

<ol>
	<li>Corry, R., Winn, H., Russell, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Primarily+vascularized+allografts+of+heart+in+mice.">Primarily vascularized allografts of heart in mice.</a> Transplantation. 16, 343-350 (1973).</li><li>Habertheuer, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Donor+tissue-specific+exosome+profiling+enables+noninvasive+monitoring+of+acute+rejection+in+mouse+allogeneic+heart+transplantation.">Donor tissue-specific exosome profiling enables noninvasive monitoring of acute rejection in mouse allogeneic heart transplantation.</a> Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 155 (6), 2479-2489 (2018).</li><li>Plenter, R. J., Zamora, M. R., Grazia, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Four+decades+of+vascularized+heterotopic+cardiac+transplantation+in+the+mouse.">Four decades of vascularized heterotopic cardiac transplantation in the mouse.</a> Journal of Investigative Surgery. 26, 223-228 (2013).</li><li>Wu, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Novel+technique+for+blood+circuit+reconstruction+in+mouse+heart+transplantation+model.">Novel technique for blood circuit reconstruction in mouse heart transplantation model.</a> Microsurgery. 26, 594-598 (2006).</li><li>Alamran, F. G., Shahkolahi, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Total+arterial+anastomosis+heterotopic+heart+transplantation+model.">Total arterial anastomosis heterotopic heart transplantation model.</a> Transplantation Proceedings. 45, 625-629 (2013).</li><li>Melanie, L., et al., Moffatt-Bruce, S. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Potential+of+Heterotopic+Cardiac+Transplantation+in+Mice+as+a+Model+for+Elucidating+Mechanisms+of+Graft+Rejection.">Potential of Heterotopic Cardiac Transplantation in Mice as a Model for Elucidating Mechanisms of Graft Rejection.</a> Cardiac Transplantation. , (2012).</li><li>Westhofen, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+heterotopic+heart+transplantation+in+mice+as+a+small+animal+model+to+study+mechanical+unloading+-+Establishment+of+the+procedure,+perioperative+management+and+postoperative+scoring.">The heterotopic heart transplantation in mice as a small animal model to study mechanical unloading - Establishment of the procedure, perioperative management and postoperative scoring.</a> PLoS One. 14 (4), 0214513 (2019).</li><li>Wang, C., Wang, Z., Allen, R., Bishop, G. A., Sharland, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Modified+Method+for+Heterotopic+Mouse+Heart+Transplantion.">A Modified Method for Heterotopic Mouse Heart Transplantion.</a> Journal of Visualized Experiments. (88), e51423 (2014).</li><li>Mokbel, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Histidine-Tryptophan-Ketoglutarate+Solution+for+Donor+Heart+Preservation+Is+Safe+for+Transplantation.">Histidine-Tryptophan-Ketoglutarate Solution for Donor Heart Preservation Is Safe for Transplantation.</a> Annals of Thoracic Surgery. 109 (3), 763-770 (2020).</li><li>Song, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modified+Suture+Technique+in+a+Mouse+Heart+Transplant+Model.">Modified Suture Technique in a Mouse Heart Transplant Model.</a> Asian Journal of Surgery. 34 (2), 86-91 (2011).</li><li>Martins, P. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+graft+function+in+rodent+models+of+heart+transplantation.">Assessment of graft function in rodent models of heart transplantation.</a> Microsurgery. 28 (7), 565-570 (2008).</li><li>Wu, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=cold+storage+using+a+new+histidine-tryptophan-ketoglutarate-based+preservation+solution+in+isogeneic+cardiac+mouse+grafts.">cold storage using a new histidine-tryptophan-ketoglutarate-based preservation solution in isogeneic cardiac mouse grafts.</a> European Heart Journal. 32 (4), 509-516 (2011).</li><li>T&#252;rk, T. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reduction+of+chronic+graft+injury+with+a+new+HTK-based+preservation+solution+in+a+murine+heart+transplantation+model.">Reduction of chronic graft injury with a new HTK-based preservation solution in a murine heart transplantation model.</a> Cryobiology. 64 (3), 273-278 (2012).</li></ol>

La técnica quirúrgica del trasplante abdominal heterotopic del corazón en ratones es muy desafiadora y esto implica una restricción al uso extenso de este modelo.
Una de las desventajas de la técnica convencional es la longitud limitante de la arteria pulmonar del donante (AF). Suele ser de unos 2 mm de longitud, mientras que la longitud del IIVC del corazón donante utilizado en nuestro modelo suele ser de unos 1 cm(Figura 2). Esto significa que en el modelo...

La técnica quirúrgica de trasplante de corazón abdominal heterotópico en ratones representa un modelo estándar para la investigación en inmunología detrasplantes 1,2,3. Sin embargo, es muy difícil de realizar y esto implica una restricción al uso generalizado de este modelo4,5.
En el trasplante tradicional de corazón de ratón (THTx), la aorta donante y la aorta abdominal receptora se anastomómosis mientras que la arteria pulmonar se anastomó al receptor de la vena cava inferior6,7,8.
En esta técnica modificada de trasplante de corazón de ratón, la aorta del donante se anastomó a la aorta abdominal receptora y el IIVC donante se anastomó a la vena cava inferior receptora(3,4,6) (Figura 2 y Figura 3).

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>30G-needles</td>
			<td>Braun</td>
			<td>456300</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>acepromazine</td>
			<td>CP Pharma</td>
			<td>Tranquisol P</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BALB/c AnNCrl mice</td>
			<td>Charles River. Germany</td>
			<td>no catalog number</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bepanthen eye ointment</td>
			<td>Haus-Apotheke</td>
			<td>PZN 01578675</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bonn Micro Forceps</td>
			<td>FST</td>
			<td>11083-07</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Box for insulation and oxygen supply device</td>
			<td>RUSKINN</td>
			<td>INVIV</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C57BL/6J&#160; mice</td>
			<td>Charles River. Germany</td>
			<td>no catalog number</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Carprofen</td>
			<td>Zoetis</td>
			<td>Rimadyl 50 mg/ml</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CATHETER-FEP 26G</td>
			<td>TERUMO</td>
			<td>Surflo-W</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clip Applicator Forceps Style</td>
			<td>FST</td>
			<td>18057-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved forceps</td>
			<td>WPI</td>
			<td>14114-G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>custodiol/HTK</td>
			<td>Dr. Franz K&#246;hler Chemie</td>
			<td>no catalog numer</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cutasept skin disinfection</td>
			<td>VWR</td>
			<td>BODL980365</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>electrosurgical pen</td>
			<td>Bovie</td>
			<td>CHANGE-A-TIP</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>gauze pads, cotton swabs</td>
			<td>Lohmann-Rauscher</td>
			<td>13353</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heating mat</td>
			<td>THERMO MAT PRO 30W</td>
			<td>HTP-30</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hemostatic sponge</td>
			<td>CuraSpon</td>
			<td>J1276A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>heparine-solution</td>
			<td>Haus-Apotheke</td>
			<td>PZN 03029820</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ice box</td>
			<td>PETZ</td>
			<td>No Catalog Number available</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Inhalation anesthesia device</td>
			<td>GROPPLER</td>
			<td>BKGM 0616</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>insulation and oxygen supply device</td>
			<td>RUSKINN</td>
			<td>INVIV</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>isoflurane</td>
			<td>CP Pharma</td>
			<td>Isofluran CP 1 ml/ml</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ketamine</td>
			<td>Zoetis</td>
			<td>no catalog numer</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>metamizole</td>
			<td>WDT</td>
			<td>no catalog numer</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro scissors</td>
			<td>FST</td>
			<td>15000-00,15000-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Serrefine ( Clamp ) Angled / 16 mm</td>
			<td>FST</td>
			<td>18055-06</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope</td>
			<td>Leica</td>
			<td>LEICAMZ6</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope light</td>
			<td>SCHOTT</td>
			<td>KL2500LED</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Saline solution (NaCl 0.9%)</td>
			<td>Haus-Apotheke</td>
			<td>PZN 06178437</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scissors</td>
			<td>Peha Instruments</td>
			<td>991083/4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>small Petri dish</td>
			<td>Sarstedt</td>
			<td>833900</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight forceps</td>
			<td>WPI</td>
			<td>14113-G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>surgical tape</td>
			<td>BSN</td>
			<td>4120</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suture Tying Forceps - 10 cm</td>
			<td>FST</td>
			<td>18025-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sutures(10-0)</td>
			<td>Medtronic</td>
			<td>N2540</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sutures(4-0)</td>
			<td>ETHILON</td>
			<td>V4940H</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sutures(7-0)</td>
			<td>ETHILON</td>
			<td>1647H</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe (0.3 mL)</td>
			<td>BD</td>
			<td>324826</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe (1 mL)</td>
			<td>BD</td>
			<td>320801</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>xylazine</td>
			<td>Bayer</td>
			<td>Rompun</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

blood circuit reconstruction in an abdominal mouse heart transplantation model

La técnica quirúrgica del trasplante abdominal heterotopic del corazón en ratones es un modelo estándar para la investigación en inmunología del trasplante. Aquí, la técnica establecida para una reconstrucción modificada del circuito de sangre en un modelo abdominal heterotopic del trasplante del corazón se presenta. Este método utiliza la vena cava inferior intratorácica (IIVC) en vez de la arteria pulmonar del corazón dispensador de aceite para la anastomosis a la vena cava inferior del recipiente. Está facilitando y mejorando las tasas de éxito para el trasplante de corazón abdominal en ratones.

Aquí, una técnica modificada del trasplante abdominal heterotopic del corazón en ratones que se ha desarrollado previamente en nuestro laboratorio y ha probado útil por los 16 años pasados se presenta. Previamente, se informó que en total 40 casos de vena cava a vena cava (grupo V-V) en comparación con 40 casos del procedimiento tradicional de anastomosis de arteria pulmonar a vena cava (grupo P-V)4 (Tabla 1)la anastomosis del vaso tomó 20,8±1,3 min en el grupo V-V, que f...

Watch this Scientific Journal Video about Blood Circuit Reconstruction in an Abdominal Mouse Heart Transplantation Model at JoVE.com

Blood Circuit Reconstruction in an Abdominal Mouse Heart Transplantation Model

Una técnica nueva para la reconstrucción del circuito de sangre en un modelo abdominal heterotopic del trasplante del corazón del ratón se demuestra.

Reconstrucción Del Circuito Sanguíneo En Un Modelo De Trasplante De Corazón De Ratón Abdominal

The surgical technique of heterotopic abdominal heart transplantation in mice is a standard model for research in transplantation immunology. Here, the ...

El trasplante de corazón en ratón es un modelo valioso para estudiar la respuesta aloinmune Aquí, presentamos una nueva técnica quirúrgica de trasplante de corazón abdominal heterotópico en ratón. En el trasplante tradicional de corazón de ratón, la aorta donante y la aorta abdominal receptora se anastomó. La arteria pulmonar se anastomosed a la vena cava inferior receptora.En este nuevo trasplante de corazón de ratón. La aorta donante se anastomosed a la aorta abdominal receptora y la vena cava inferior intratorácica donante se anastomosed a la vena cava inferior receptora. Ahora comenzamos la demostración experimental.Después de poner el ratón en la caja para la inhalación de isoflurano y la anestesia, pesar el ratón. Según el peso del ratón, para dar inyección intraperitoneal de ketamina xilazina acepromacina para anestesiar el ratón. Fijar y desinfectar el ratón en la mesa de operaciones cuando la anestesia haya afectado.Corte la piel desde el cuello hasta la parte inferior del abdomen. Corte los músculos de la pared abdominal y retire suavemente las vísceras a la izquierda. A continuación, exponga la vena cava inferior.Inyecte 0.4 mililitro de la solución de heparina lentamente en la vena cava inferior y espere un minuto antes de sacar la aguja. Saque la aguja y corte tanto la vena cava inferior como la aorta abdominal con tijeras para acelerar la exsanguinación. Abra la cavidad torácica realizando un corte en forma de U.Exponer completamente el corazón, los pulmones y todos los vasos sanguíneos del tórax. Exponer la aorta torácica. Cortar la mitad de la luz.Inserte el tubo de irrigación en la abertura de la aorta torácica. Corte la vena pulmonar para facilitar el riego y el drenaje. Inyecte al menos dos milímetros de solución HTK de cuatro grados.El corazón deja de latir por completo hasta que el flujo de salida de la vena pulmonar está completamente claro. Saque el tubo de riego y suelte el esternón. Retire el timo.Despoje ligeramente la grasa alrededor del arco aórtico. Exponer y ligar el tronco de la arteria pulmonalis con una sutura de 10 cero. Separar el hecho y el tejido conectivo unido en la vena cava inferior intratorácica Exponer y ligar la vena cava superior con siete sutura cero y cortarlo detrás de la ligadura.Haga una sutura de siete ceros alrededor de la base del corazón debajo del arco aórtico. Vena cava inferior y la aurícula abilica, entonces ligar las ramas de la arteria pulmonar y los recipientes venosos del pulmón. Transecto el arco aórtico lo más distal posible, pero asegúrese de tener una luz clara sin las aberturas de las ramas laterales.Los vasos pulmonares bajo la ligadura y la vena cava inferior intratorácica cerca del diafragma. Ahora, retire el corazón del pecho. Coloque el corazón del donante explantado en una solución hdk fría de 4 grados y para preservar temporalmente.Asegúrese de no extender un tiempo de isquemia fría más de 60 minutos. Ahora, comenzamos a demostrar el funcionamiento del receptor. Los pasos iniciales de la operación son similares a los mostrados previamente para el ratón donante, incluyendo anestesia y esterilización.Corte de piel abdominal de manera transversal. Después de la disección intestinal, cubra los órganos abdominales con una gasa húmeda con solución salina. Exponga la vena cava inferior y la aorta abdominal y libere del tejido graso circundante.Si es necesario, ligar o electrocauterizar los vasos de la rama lateral debajo de los vasos renales. Inserte las primeras micro- subapas hemostáticas desde la derecha en la parte superior del cerebro y la aorta debajo de los vasos renales. Inserte el segundo micro- denóscer hemostático de la derecha en la parte inferior del cerebro y de la aorta.Hay más de un centímetro para la aorta y el espacio venoso para la anastomosis entre dos espérceps hemostáticos. Haga una incisión en la aorta, un poco más cerca de la abrazadera inferior que de la abrazadera superior. Además, puede usar una aguja 30G para hacer un pequeño agujero y abrirlo con micro tijeras.Coloque el corazón en la cavidad abdominal. La aorta en visión y la vena cava en el otro lado y cubrirlo con una pequeña gasa húmeda. Adaptar y coser la aorta donante a la aorta receptora, comenzando caudalmente.Haga un nudo y proceda con una sutura corriente a la parte superior de esta incisión, alrededor de cuatro a cinco puntos de sutura. A continuación, voltear el corazón hacia la derecha, cubrirlo de nuevo, y continuar la sutura en el lado izquierdo hasta llegar al extremo caudal y anudarlo. Use micro tijeras para cortar un agujero redondo en la vena cava inferior abdominal del receptor, que debe tener el mismo tamaño de la luz de la vena cava inferior intratorácica del donante.La incisión debe estar localizada craneal a la anastomosis aórtica planificada. Haga que la incisión venosa sea más grande que la incisión aórtica. Rubor donor' vena cava inferior intratorácica de s.Coser la vena cava inferior intratorácica donante a la vena cava receptora comenzando caudalmente. Ate un nudo y realice una sutura corriente hasta que se alcance la parte superior de la incisión. Use cinco puntos de sutura y continúe la sutura a la izquierda.Finalmente, ate un nudo en una esquina de la cola y apriete cuidadosamente. Tenga cuidado de no tirar demasiado apretado. Establecer pequeñas partes de la esponja hemostática alrededor de la vena y la anastomosis aórtica.Retire primero las abrazaderas micro hemostáticas inferiores y luego las superiores y enjuague la cavidad abdominal con cloruro de sodio caliente al 0,9%. Quite la esponja hemostática. Observe los latidos del corazón trasplantado.Si todo es correcto, el corazón comenzará a contraerse de nuevo. Vuelva a colocar los intestinos en la cavidad abdominal y ciérrelo con cuatro suturas cero. Proporcionar un ambiente cálido y rico en oxígeno para que los ratones trasplantados se recuperen.En nuestro trabajo de investigación anterior, divulgamos sobre una comparación de 40 casos totales de vena cava a la vena cava contra 40 casos de la arteria pulmonar tradicional al procedimiento de la anastomosis de la vena cava. El tiempo de la operación para la anastomosis del recipiente en una vena cava a un grupo de la vena cava era perceptiblemente más corto comparado a la arteria pulmonar convencional al grupo de la vena cava. La técnica quirúrgica del trasplante abdominal heterotopic del corazón en ratones representa un modelo estándar para la investigación en inmunología del trasplante.Esta técnica nueva para la reconstrucción del circuito de sangre presentada aquí está facilitando el trasplante abdominal del corazón en ratones. Y esto se llama concomitante con la reducción de la isquemia caliente y el tiempo de rebeating del corazón injertado, mejorando así la tasa de éxito de este modelo.

Research

JoVE Journal

Medicine

A Mouse Model of in Utero Transplantation

A Mouse Model of in Utero Transplantation

Un modelo de ratón En el útero Trasplante

The transplantation of stem cells and viruses in utero has tremendous potential for treating congenital disorders in the human fetus.  For example, in ...

Investigación

Medicina

Orthotopic Liver Transplantation in Rats

Trasplante ortotópico de hígado en ratas

Clinical progress in the field of liver transplantation has been largely supported by animal models1,2. Since the publication of the first orthotopic rat ...

Using Quantitative Real-time PCR to Determine Donor Cell Engraftment in a Competitive Murine Bone Marrow Transplantation Model

Usando cuantitativa en tiempo real PCR para determinar quimerismo de células donantes en un modelo competitivo Trasplante de médula ósea murina

Murine bone marrow transplantation models provide an important tool in measuring hematopoietic stem cell (HSC) functions and determining genes/molecules ...

Transplantation of Pulmonary Valve Using a Mouse Model of Heterotopic Heart Transplantation

El trasplante de la válvula pulmonar Utilizando un modelo de ratón de heterotópico trasplante cardiaco

Tissue engineered heart valves, especially decellularized valves, are starting to gain momentum in clinical use of reconstructive surgery with mixed ...

Rat Heterotopic Abdominal Heart/Single-lung Transplantation in a Volume-loaded Configuration

Rata heterotópico abdominal Corazón / Trasplante de un solo pulmón en una configuración de volumen cargado

Herein, we describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The configuration of the transplant graft ...

Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice

Heterotópico cervical trasplante cardiaco en ratones

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies ...

Apical Resection Mouse Model to Study Early Mammalian Heart Regeneration

Modelo apical Resección ratón para el Estudio de la regeneración del corazón de mamíferos Temprana

Cardiovascular disease plagues the whole world due to intensive lifestyle changes. Heart regeneration holds great promise for repairing and restoring ...

Using the Sleeve Technique in a Mouse Model of Aortic Transplantation - An Instructional Video

Utilizando la técnica de la manga en un modelo murino de trasplante aórtico - un Video instructivo

Orthotopic aortic transplantation using the sleeve technique reduces injury to the aorta with failure rate of only 10-20%. The time to anastomose the ...

A Chronic Cardiac Ischemia Model in Swine Using an Ameroid Constrictor

Un modelo de isquemia cardíaca crónica en cerdos usando un Constrictor Ameroid

Cardiovascular disease remains the number one cause of mortality in the United States. There are numerous approaches to treating these diseases, but ...

Balloon-based Injury to Induce Myointimal Hyperplasia in the Mouse Abdominal Aorta

Lesión basada en globo para inducir la hiperplasia Myointimal de la Aorta Abdominal de ratón

The use of animal models is essential for a better understanding of MH, one major cause for arterial stenosis.In this article, we demonstrate a murine ...