Name: cardiac response to &#946;-adrenergic stimulation determined by pressure-volume loop analysis
Uploaded: 2021-05-19T14:00:00
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Nous remercions Manuela Ritzal, Hans-Peter Gensheimer, Christin Richter et l’équipe de l’Interfakultäre Biomedizinische Forschungseinrichtung (IBF) de l’Université de Heidelberg pour leur assistance technique experte.
Ce travail a été soutenu par le DZHK (Centre allemand pour la recherche cardiovasculaire), le BMBF (ministère allemand de l’Éducation et de la Recherche), un fonds d’innovation de l’État fédéral du Bade-Wurtemberg et la Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG, Fondation allemande pour la recherche) Project-ID 239283807 - TRR 152, FOR 2289 et le Centre de recherche collaborative (SFB) 1118.

Toutes les expériences sur les animaux ont été approuvées et réalisées conformément aux règlements du Conseil régional de Karlsruhe et de l’Université de Heidelberg (AZ 35-9185.82/A-2/15, AZ 35-9185.82/A-18/15, AZ 35-9185.81/G131/15, AZ 35-9185.81/G121/17) conformément aux directives de la directive 2010/63/UE du Parlement européen sur la protection des animaux utilisés à des fins scientifiques. Les données présentées dans ce protocole proviennent de souris mâles sauvages de type C57Bl6/N (âgées de ...

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	<li>Bacmeister, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inflammation+and+fibrosis+in+murine+models+of+heart+failure.">Inflammation and fibrosis in murine models of heart failure.</a> Basic Research in Cardiology. 114 (3), 19 (2019).</li><li>Hartupee, J., Mann, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurohormonal+activation+in+heart+failure+with+reduced+ejection+fraction.">Neurohormonal activation in heart failure with reduced ejection fraction.</a> Nature Reviews Cardiology. 14 (1), 30-38 (2017).</li><li>Hasenfuss, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+human+cardiovascular+disease,+heart+failure+and+hypertrophy.">Animal models of human cardiovascular disease, heart failure and hypertrophy.</a> Cardiovascular Research. 39 (1), 60-76 (1998).</li><li>Lefkowitz, R. J., Rockman, H. A., Koch, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Catecholamines,+cardiac+beta-adrenergic+receptors,+and+heart+failure.">Catecholamines, cardiac beta-adrenergic receptors, and heart failure.</a> Circulation. 101 (14), 1634-1637 (2000).</li><li>Cingolani, O. H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pressure-volume+relation+analysis+of+mouse+ventricular+function.">Pressure-volume relation analysis of mouse ventricular function.</a> The American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 301, 2198-2206 (2011).</li><li>Bacmeister, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+PEEP-Ventilation+and+the+Time+Point+of+Parallel-Conductance+Determination+for+Pressure-Volume+Analysis+Under+beta-Adrenergic+Stimulation+in+Mice.">Assessment of PEEP-Ventilation and the Time Point of Parallel-Conductance Determination for Pressure-Volume Analysis Under beta-Adrenergic Stimulation in Mice.</a> Frontiers in Cardiovascular Medicine. 6, 36 (2019).</li><li>Segin, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiomyocyte-Specific+Deletion+of+Orai1+Reveals+Its+Protective+Role+in+Angiotensin-II-Induced+Pathological+Cardiac+Remodeling.">Cardiomyocyte-Specific Deletion of Orai1 Reveals Its Protective Role in Angiotensin-II-Induced Pathological Cardiac Remodeling.</a> Cells. 9 (5), (2020).</li><li>Clark, J. E., Marber, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Advancements+in+pressure-volume+catheter+technology+-+stress+remodelling+after+infarction.">Advancements in pressure-volume catheter technology - stress remodelling after infarction.</a> Experimental Physiology. 98 (3), 614-621 (2013).</li><li>Glower, D. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Linearity+of+the+Frank-Starling+relationship+in+the+intact+heart:+the+concept+of+preload+recruitable+stroke+work.">Linearity of the Frank-Starling relationship in the intact heart: the concept of preload recruitable stroke work.</a> Circulation. 71 (5), 994-1009 (1985).</li><li>Winter, E. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Left+ventricular+function+in+the+post-infarct+failing+mouse+heart+by+magnetic+resonance+imaging+and+conductance+catheter:+a+comparative+analysis.">Left ventricular function in the post-infarct failing mouse heart by magnetic resonance imaging and conductance catheter: a comparative analysis.</a> Acta Physiologica. 194 (2), 111-122 (2008).</li><li>Krenz, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conductance,+admittance,+and+hypertonic+saline:+should+we+take+ventricular+volume+measurements+with+a+grain+of+salt.">Conductance, admittance, and hypertonic saline: should we take ventricular volume measurements with a grain of salt.</a> Journal of Applied Physiology. 107 (6), 1683-1684 (2009).</li><li>Pacher, P., Nagayama, T., Mukhopadhyay, P., Batkai, S., Kass, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Measurement+of+cardiac+function+using+pressure-volume+conductance+catheter+technique+in+mice+and+rats.">Measurement of cardiac function using pressure-volume conductance catheter technique in mice and rats.</a> Nature Protocols. 3 (9), 1422-1434 (2008).</li><li>Wei, A. E., Maslov, M. Y., Pezone, M. J., Edelman, E. R., Lovich, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+pressure-volume+conductance+catheters+in+real-time+cardiovascular+experimentation.">Use of pressure-volume conductance catheters in real-time cardiovascular experimentation.</a> Heart, Lung and Circulation. 23 (11), 1059-1069 (2014).</li><li>van Hout, G. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Admittance-based+Pressure-Volume+Loops+versus+gold+standard+cardiac+magnetic+resonance+imaging+in+a+porcine+model+of+myocardial+infarction.">Admittance-based Pressure-Volume Loops versus gold standard cardiac magnetic resonance imaging in a porcine model of myocardial infarction.</a> Physiological Reports. 2 (4), 00287 (2014).</li><li>Wei, C. L., Shih, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Calibration+Capacity+of+the+Conductance-to-Volume+Conversion+Equations+for+the+Mouse+Conductance+Catheter+Measurement+System.">Calibration Capacity of the Conductance-to-Volume Conversion Equations for the Mouse Conductance Catheter Measurement System.</a> IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 56 (6), 1627-1634 (2009).</li><li>Das, S., MacDonald, K., Chang, H. Y., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+simple+method+of+mouse+lung+intubation.">A simple method of mouse lung intubation.</a> Journal of Visualized Experiments. (73), e50318 (2013).</li><li>Faul, F., Erdfelder, E., Lang, A. G., Buchner, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=G*Power+3:+a+flexible+statistical+power+analysis+program+for+the+social,+behavioral,+and+biomedical+sciences.">G*Power 3: a flexible statistical power analysis program for the social, behavioral, and biomedical sciences.</a> Behavior Research Methods. 39 (2), 175-191 (2007).</li><li>Weiss, J. L., Frederiksen, J. W., Weisfeldt, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hemodynamic+determinants+of+the+time-course+of+fall+in+canine+left+ventricular+pressure.">Hemodynamic determinants of the time-course of fall in canine left ventricular pressure.</a> Journal of Clinical Investigation. 58 (3), 751-760 (1976).</li><li>Faul, F., Erdfelder, E., Lang, A. G., Buchner, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=G*Power+3:+a+flexible+statistical+power+analysis+program+for+the+social,+behavioral,+and+biomedical+sciences.">G*Power 3: a flexible statistical power analysis program for the social, behavioral, and biomedical sciences.</a> Behavioral Research Methods. 39 (2), 175-191 (2007).</li><li>Jacoby, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+comparison+of+magnetic+resonance+imaging+and+conductance+microcatheter+in+the+evaluation+of+left+ventricular+function+in+mice.">Direct comparison of magnetic resonance imaging and conductance microcatheter in the evaluation of left ventricular function in mice.</a> Basic Research in Cardiology. 101 (1), 87-95 (2006).</li><li>Georgakopoulos, D., Kass, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Estimation+of+parallel+conductance+by+dual-frequency+conductance+catheter+in+mice.">Estimation of parallel conductance by dual-frequency conductance catheter in mice.</a> The American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 279 (1), 443-450 (2000).</li><li>Calligaris, S. D., Ricca, M., Conget, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiac+stress+test+induced+by+dobutamine+and+monitored+by+cardiac+catheterization+in+mice.">Cardiac stress test induced by dobutamine and monitored by cardiac catheterization in mice.</a> Journal of Visualized Experiments. (72), e50050 (2013).</li><li>Abraham, D., Mao, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiac+Pressure-Volume+Loop+Analysis+Using+Conductance+Catheters+in+Mice.">Cardiac Pressure-Volume Loop Analysis Using Conductance Catheters in Mice.</a> Journal of Visualized Experiments. (103), e52942 (2015).</li><li>Pearce, J. A., Porterfield, J. E., Larson, E. R., Valvano, J. W., Feldman, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Accuracy+considerations+in+catheter+based+estimation+of+left+ventricular+volume.">Accuracy considerations in catheter based estimation of left ventricular volume.</a> Conference proceedings - IEEE engineering in medicine and biology society. 2010, 3556-3558 (2010).</li><li>Nielsen, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Left+ventricular+volume+measurement+in+mice+by+conductance+catheter:+evaluation+and+optimization+of+calibration.">Left ventricular volume measurement in mice by conductance catheter: evaluation and optimization of calibration.</a> The American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 293 (1), 534-540 (2007).</li><li>Townsend, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Measuring+Pressure+Volume+Loops+in+the+Mouse.">Measuring Pressure Volume Loops in the Mouse.</a> Journal of Visualized Experiments. (111), e53810 (2016).</li><li>Barnabei, M. S., Palpant, N. J., Metzger, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Influence+of+genetic+background+on+ex+vivo+and+in+vivo+cardiac+function+in+several+commonly+used+inbred+mouse+strains.">Influence of genetic background on ex vivo and in vivo cardiac function in several commonly used inbred mouse strains.</a> Physiological Genomics. 42 (2), 103-113 (2010).</li><li>Oosterlinck, W., Vanderper, A., Flameng, W., Herijgers, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Glucose+tolerance+and+left+ventricular+pressure-volume+relationships+in+frequently+used+mouse+strains.">Glucose tolerance and left ventricular pressure-volume relationships in frequently used mouse strains.</a> Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 281312 (2011).</li><li>Guo, X., Kono, Y., Mattrey, R., Kassab, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Morphometry+and+strain+distribution+of+the+C57BL/6+mouse+aorta.">Morphometry and strain distribution of the C57BL/6 mouse aorta.</a> The American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 283 (5), 1829-1837 (2002).</li><li>Weiss, R. M., Ohashi, M., Miller, J. D., Young, S. G., Heistad, D. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Calcific+aortic+valve+stenosis+in+old+hypercholesterolemic+mice.">Calcific aortic valve stenosis in old hypercholesterolemic mice.</a> Circulation. 114 (19), 2065-2069 (2006).</li></ol>

Ici, nous fournissons un protocole pour analyser la fonction cardiaque in vivo chez les souris sous stimulation β-adrénergique croissante. La procédure peut être utilisée pour traiter à la fois les paramètres de base de la fonction cardiaque et la réserve adrénergique (par exemple, l’inotropie et la chronotropie) chez les souris génétiquement modifiées ou lors d’interventions. L’avantage le plus important des mesures en boucle pression-volume (PVL) par rapport à d’autres moyens de déterminer la fonc...

Les maladies cardiovasculaires affectent généralement la fonction cardiaque. Ce numéro souligne l’importance d’évaluer in vivo la fonction cardiaque détaillée dans les modèles de maladies animales. L’expérimentation animale est entourée d’un cadre des trois principes directeurs Rs (3R) (Réduire/Affiner/Remplacer). En cas de compréhension de pathologies complexes impliquant des réponses systémiques (c’est-à-dire des maladies cardiovasculaires) au niveau de développement actuel, l’option principale consiste à affiner les méthodes disponibles. Le raffinage entraînera également une réduction du nombre d’animaux requis en raison de moins de variabilité, ce qui améliorera la puissance de l’analyse et des conclusions. En outre, la combinaison de mesures de contractilité cardiaque avec des modèles animaux de maladies cardiaques, y compris ceux induits par la stimulation neurohumorale ou par une surcharge de pression comme la bande aortique, qui imite par exemple les niveaux altérés de catécholamine / β-adrénergiques1,2,3,4,fournit une méthode puissante pour les études précliniques. Compte tenu du fait que la méthode par cathéter reste l’approche la plus largement utilisée pour l’évaluation approfondie de la contractilité cardiaque5,nous avons cherché à présenter ici une mesure affinée de la fonction cardiaque in vivo chez la souris par des mesures de boucle pression-volume (PVL) lors d’une stimulation β-adrénergique basée sur l’expérience antérieure incluant l’évaluation de paramètres spécifiques de cette approche6, 7.
Pour déterminer les paramètres hémodynamiques cardiaques, des approches comprenant des techniques d’imagerie ou de cathéter sont disponibles. Les deux options s’accompagnent d’avantages et d’inconvénients qui doivent être soigneusement pris en compte pour la question scientifique respective. Les approches d’imagerie comprennent l’échocardiographie et l’imagerie par résonance magnétique (IRM); les deux ont été utilisés avec succès chez la souris. Les mesures échocardiographiques impliquent des coûts initiaux élevés d’une sonde à grande vitesse nécessaire à la fréquence cardiaque élevée des souris; il s’agit d’une approche non invasive relativement simple, mais elle est variable parmi les opérateurs qui, idéalement, devraient être expérimentés dans la reconnaissance et la visualisation des structures cardiaques. De plus, aucune mesure de pression ne peut être effectuée directement et les calculs sont obtenus à partir d’une combinaison de grandeurs de taille et de mesures de débit. D’autre part, il présente l’avantage que plusieurs mesures peuvent être effectuées sur le même animal et que la fonction cardiaque peut être surveillée par exemple pendant la progression de la maladie. En ce qui concerne la mesure du volume, l’IRM est la procédure de référence, mais comme pour l’échocardiographie, aucune mesure de pression directe n’est possible et seuls les paramètres dépendants de la précharge peuvent être obtenus8. Les facteurs limitatifs sont également la disponibilité, l’effort d’analyse et les coûts d’exploitation. Ici, les méthodes basées sur des cathéters pour mesurer la fonction cardiaque sont une bonne alternative qui permet en outre la surveillance directe de la pression intracardiaque et la détermination de paramètres de contractilité indépendants de la charge comme le travail d’AVC recrutable précharge (PRSW)9. Cependant, les volumes ventriculaires mesurés par un cathéter pression-conductance (par détermination de la conductivité) sont plus petits que ceux de l’IRM mais les différences de groupe sont maintenues dans la même plage10. Afin de déterminer des valeurs de volume fiables, l’étalonnage correspondant est nécessaire, ce qui est une étape critique lors des mesures PVL. Il combine des mesures ex vivo de la conductivité sanguine dans des cuvettes étalonnées en volume (conversion de la conductance en volume) avec l’analyse in vivo de la conductance parallèle du myocarde lors de l’injection en bolus de la solution saline hypertonique11,12. Au-delà de cela, le positionnement du cathéter à l’intérieur du ventricule et l’orientation correcte des électrodes le long de l’axe longitudinal du ventricule sont essentiels pour la capacité de détection du champ électrique environnant produit par celles-ci. Toujours avec la taille réduite du cœur de la souris, il est possible d’éviter les artefacts produits par les changements d’orientation intraventriculaire du cathéter, même dans les ventricules dilatés5,10, mais les artefacts peuvent évoluer sous stimulation β-adrénergique6,13. En plus des méthodes de conductance, le développement de la méthode basée sur l’admission semblait éviter les étapes d’étalonnage, mais ici les valeurs de volume sont plutôt surestimées14,15.
Étant donné que la souris est l’un des modèles précliniques les plus importants de la recherche cardiovasculaire et que la réserve β-adrénergique du cœur est d’un intérêt central en physiologie et pathologie cardiaques, nous présentons ici un protocole affiné pour déterminer la fonction cardiaque in vivo chez la souris par des mesures PVL lors de la stimulation β-adrénergique.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>1.4F SPR-839 catheter</td>
			<td>Millar Instruments, USA</td>
			<td>840-8111</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 ml syringes</td>
			<td>Beckton Dickinson, USA</td>
			<td>REF303172</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bio Amplifier</td>
			<td>ADInstruments, USA</td>
			<td>FE231</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bridge-Amplifier</td>
			<td>ADInstruments, USA</td>
			<td>FE221</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bovine Serum Albumin</td>
			<td>Roth, Germany</td>
			<td>8076.2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine hydrochloride</td>
			<td>Bayer, Germany</td>
			<td>4007221026402</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Calibration cuvette</td>
			<td>Millar, USA</td>
			<td>910-1049</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Differential pressure transducer MPX</td>
			<td>Hugo Sachs Elektronik- Harvard Apparatus, Germany</td>
			<td>Type 39912</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont Forceps #5/45</td>
			<td>Fine Science tools Inc.</td>
			<td>11251-35</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont Forceps #7B</td>
			<td>Fine Science tools Inc.</td>
			<td>11270-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Graefe Forceps</td>
			<td>Fine Science tools Inc.</td>
			<td>11051-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GraphPad Prism</td>
			<td>GraphPad Software</td>
			<td>Ver. 8.3.0</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EcoLab-PE-Micotube</td>
			<td>Smiths, USA</td>
			<td>004/310/168-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Etomidate Lipuro</td>
			<td>Braun, Germany</td>
			<td>2064006</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Excel</td>
			<td>Microsoft</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin</td>
			<td>Ratiopharm, Germany</td>
			<td>R26881</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hot plate and control unit</td>
			<td>Labotec, Germany</td>
			<td>Hot Plate 062</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isofluran</td>
			<td>Baxter, Germany</td>
			<td>HDG9623</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isofluran Vaporizer</td>
			<td>Abbot</td>
			<td>Vapor 19.3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoprenalinhydrochloride</td>
			<td>Sigma-Aldrich, USA</td>
			<td>I5627</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine Bore Polythene tubing 0.61 mm OD, 0.28 mm ID</td>
			<td>Smiths Medical International Ltd, UK</td>
			<td>Ref. 800/100/100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MiniVent ventilator for mice</td>
			<td>Hugo Sachs Elektronik- Harvard Apparatus, Germany</td>
			<td>Type 845</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MPVS Ultra PVL System</td>
			<td>Millar Instruments, USA</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl</td>
			<td>AppliChem, Germany</td>
			<td>A3597</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl 0.9% isotonic</td>
			<td>Braun, Germany</td>
			<td>2350748</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pancuronium-bromide</td>
			<td>Sigma-Aldrich, USA</td>
			<td>BCBQ8230V</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Perfusor 11 Plus</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>Nr. 70-2209</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Powerlab 4/35 control unit</td>
			<td>ADInstruments, USA</td>
			<td>PL3504</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rechargeable cautery-Set</td>
			<td>Faromed, Germany</td>
			<td>09-605</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scissors</td>
			<td>Fine Science tools Inc.</td>
			<td>140094-11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Software LabChart 7 Pro</td>
			<td>ADInstruments, USA</td>
			<td>LabChart 7.3 Pro</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Standard mouse food</td>
			<td>LASvendi GmbH, Germany</td>
			<td>Rod18</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereo microscope</td>
			<td>Zeiss, Germany</td>
			<td>Stemi 508</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical suture 8/0</td>
			<td>Suprama, Germany</td>
			<td>Ch.B.03120X</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Venipuncture-cannula Venflon Pro Safty 20-gauge</td>
			<td>Beckton Dickinson, USA</td>
			<td>393224</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vessel Cannulation Forceps</td>
			<td>Fine Science tools Inc.</td>
			<td>00574-11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Water bath</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific, USA</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe filter (Filtropur S 0.45)</td>
			<td>Sarstedt, Germany</td>
			<td>Ref. 83.1826</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

cardiac response to &#946;-adrenergic stimulation determined by pressure-volume loop analysis

La détermination de la fonction cardiaque est une analyse de critères d’évaluation robuste dans des modèles animaux de maladies cardiovasculaires afin de caractériser les effets de traitements spécifiques sur le cœur. En raison de la faisabilité des manipulations génétiques, la souris est devenue le modèle animal mammifère le plus courant pour étudier la fonction cardiaque et rechercher de nouvelles cibles thérapeutiques potentielles. Nous décrivons ici un protocole pour déterminer la fonction cardiaque in vivo en utilisant des mesures et des analyses de boucle pression-volume dans des conditions basales et sous stimulation β-adrénergique par perfusion intraveineuse de concentrations croissantes d’isoprotérénol. Nous fournissons un protocole affiné comprenant un support de ventilation prenant en compte la pression expiratoire finale positive pour améliorer les effets négatifs lors des mesures thoraciques ouvertes, et une analgésie puissante (buprénorphine) pour éviter un stress myocardique incontrôlable évoqué par la douleur pendant la procédure. Ensemble, la description détaillée de la procédure et la discussion sur les pièges possibles permettent une analyse hautement standardisée et reproductible de la boucle pression-volume, réduisant l’exclusion des animaux de la cohorte expérimentale en prévenant d’éventuels biais méthodologiques.

La mesure de la boucle volumique de pression (PVL) est un outil puissant pour analyser la pharmacodynamique cardiaque des médicaments et pour étudier le phénotype cardiaque de modèles murins génétiquement modifiés dans des conditions normales et pathologiques. Le protocole permet l’évaluation de la réserve cardiaque β-adrénergique dans le modèle murin adulte. Nous décrivons ici une méthode à poitrine ouverte sous anesthésie isoflurane combinée à la buprénorphine (analgésique) et au pancuronium (rela...

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Cardiac Response to ÃƒÅ½Ã‚Â²-Adrenergic Stimulation Determined by Pressure-Volume Loop Analysis

Nous décrivons ici une analyse de la boucle pression-volume cardiaque sous des doses croissantes d’isoprotérénol perfusé par voie intraveineuse pour déterminer la fonction cardiaque intrinsèque et la réserve β-adrénergique chez la souris. Nous utilisons une approche à poitrine ouverte modifiée pour les mesures de boucle pression-volume, dans laquelle nous incluons la ventilation avec une pression expiratoire positive.

Réponse cardiaque à la stimulation β-adrénergique déterminée par l’analyse de la boucle pression-volume

Determination of the cardiac function is a robust endpoint analysis in animal models of cardiovascular diseases in order to characterize effects of ...

Notre approche à poitrine ouverte, dans laquelle nous incluons la ventilation avec une pression expiratoire positive, est importante pour évaluer et analyser la fonction cardiaque in vivo et l’augmentation de la stimulation bêta-adrénergique. La procédure peut être utilisée pour traiter à la fois les paramètres de base de la fonction cardiaque indépendante de la charge et la réserve bêta-adrénergique chez les souris génétiquement modifiées ou lors d’interventions. Après avoir confirmé un manque de réponse au réflexe de pédale, désinfectez le membre postérieur gauche de la souris anesthésiée avec 70% d’éthanol et faites une incision pour exposer la veine fémorale gauche.Souffler l’artère épigastrique et la veine avec une cautérisation. Pour mieux voir la veine fémorale, le champ de vision est enjambé par une suture à travers l’abdomen. Ensuite, une suture est placée distale à l’accès au cathéter, pour ligaturer la veine fémorale.Passez une suture sous la veine fémorale et préparez un nœud crânien au site de ponction. Perforez la veine fémorale avec un microtube préparé attaché à une seringue de 1 millilitre et fixez le tube à l’intérieur du vaisseau avec la suture nouée. Pour contrer toute perte de liquide, utilisez une pompe à seringue automatique pour infuser du chlorure de sodium à 0,9%, complété par 12,5% d’albumine, à un débit de perfusion de 15 microlitres, et hydrater les tissus exposés avec du chlorure de sodium préchauffé à 0,9%.Pour accéder au thorax, rincez le thorax avec de l’éthanol à 70% et incissez la peau juste sous le processus xiphoïde. Séparez brutalement les muscles pectoraux de la paroi thoracique et utilisez une pince pour soulever le processus xiphoïde afin de permettre à la paroi thoracique d’être coupée, jusqu’à ce que le diaphragme soit entièrement visible. Inciser le diaphragme par le bas pour exposer l’apex cardiaque et utiliser une pince pour retirer soigneusement le péricarde.Effectuez une costotomie limitée sur le côté gauche et passez une suture sous la veine cavale inférieure pour permettre une réduction de la précharge en aval. À l’aide d’une canule de calibre 25, perforez doucement l’apex cardiaque et remplacez la canule par un cathéter pression-volume, jusqu’à ce que toutes les électrodes soient dans le ventricule. Ensuite, ajustez doucement la position du cathéter jusqu’à l’obtention de boucles de forme rectangulaire.Pour acquérir des mesures de boucle pression-volume, effectuez une analyse en ligne des paramètres de la fonction cardiaque d’intérêt et attendez qu’une fonction cardiaque à l’état d’équilibre soit obtenue. Arrêtez le respirateur à l’extrémité expiratoire et enregistrez les paramètres de base. Après 3 à 5 secondes, utilisez une pince pour soulever la suture sous la veine cavale inférieure afin d’obtenir des paramètres indépendants de la précharge et allumez le ventilateur.Attendez au moins 30 secondes pour la deuxième occlusion jusqu’à ce que les paramètres hémodynamiques soient stabilisés. Après avoir obtenu la mesure dans des conditions basales, montez une seringue chargée d’isoprotérénol sur la pompe à seringue. Attendez au moins deux minutes jusqu’à ce qu’une nouvelle fonction cardiaque à l’état d’équilibre soit observée.Avant d’arrêter le respirateur en position expiratoire et d’enregistrer les paramètres de base. Après 3 à 5 secondes, soulevez la suture sous la veine cavale inférieure pour obtenir des paramètres indépendants de la précharge et attendez au moins 30 secondes la deuxième occlusion. Montez ensuite la seringue contenant la prochaine concentration d’isoprotérénol, répétez la ligne de base et préchargez les enregistrements de paramètres indépendants.Pour effectuer un étalonnage de conductance parallèle, après la dernière mesure dose-réponse d’isoprotérénol, connectez une seringue chargée de la solution de chlorure de sodium à 15% à la canule fémorale et infusez soigneusement 5 microlitres de la solution hypertonique jusqu’à ce que la boucle pression-volume se déplace légèrement vers la droite. Attendez que les boucles reviennent à l’état d’équilibre, avant d’arrêter le respirateur à la fin de l’expiration et d’injecter immédiatement un bolus de 10 microlitres de chlorure de sodium à 15%. Vérifiez ensuite si la boucle pression-volume s’est largement élargie et déplacée vers la droite.Pour effectuer un rapport conductance/volume, attendez 5 minutes jusqu’à ce que le bolus salin hypertonique soit complètement dilué avant de retirer le cathéter, et à l’aide d’une seringue de 1 millilitre, équipée d’une canule de calibre 21 pour retirer au moins 600 microlitres de sang du ventricule gauche du cœur battant. Ensuite, transférez le sang dans une cuvette d’étalonnage préchauffée dans un bain-marie à 37 degrés Celsius, avec des cylindres d’un volume connu, et placez le cathéter pression-volume au centre de chaque cylindre pour permettre l’enregistrement de la conductance. En utilisant cette méthode de mesure de la pression thoracique ouverte, du volume et de la boucle, si le cathéter est correctement placé dans le ventricule, un cycle cardiaque complet sera représenté par une boucle pression-volume de forme rectangulaire.Comme illustré, la systole commence par une phase de contraction isovolumétrique, au cours de laquelle les deux valves cardiaques sont fermées. Lorsque la pression ventriculaire dépasse la pression aortique, la valve aortique s’ouvre et le sang est pompé dans l’aorte pendant la phase d’éjection. Par la suite, lorsque la pression aortique dépasse la pression ventriculaire, la valve aortique se ferme et la diastole commence.Pendant la relaxation isovolumétrique, la pression ventriculaire diminue, jusqu’à ce que la pression auriculaire dépasse la pression ventriculaire et que la valve mitrale s’ouvre. Le remplissage diastolique passif, caractérisé par la relation pression-volume diastolique terminale, a ensuite lieu jusqu’au début du prochain cycle cardiaque. Comme il est capable de déterminer la fonction cardiaque indépendamment de la précharge, l’analyse pression-volume peut fournir un aperçu détaillé de la fonction cardiaque, de la contractilité cardiaque.Par exemple, dans cette analyse, l’isoprotérénol a induit un effet significatif sur chaque fonction cardiaque mesurée et paramètre de contractilité cardiaque. En revanche, une réduction des paramètres diastoliques a été observée en réponse à l’augmentation des concentrations d’isoprotérénol. La mise en place précise du cathéter dans le ventricule gauche est cruciale pour obtenir des boucles reproductibles sans artefacts.Pour optimiser le placement du cathéter, nous préférons l’approche de la poitrine ouverte. Après des mesures de boucle PV, l’endyse allométrique peut être déterminée, et les tissus peuvent être isolés, pour identifier les altérations moléculaires et histopathologiques, causées par des traitements, et / ou des modifications génétiques. Cette technique ouvre la voie à l’analyse de la réserve bêta-adrénergique dans des modèles murins dans des conditions normales et pathologiques et peut être utilisée comme modèle pour tester d’autres stimuli.

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Cardiac Response to &#946;-Adrenergic Stimulation Determined by Pressure-Volume Loop Analysis

Drugs Acting on Autonomic Nervous System: Adrenergic Agonists and Antagonists Agents

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Médecine

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Biventricular Assessment of Cardiac Function and Pressure-Volume Loops by Closed-Chest Catheterization in Mice

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