Name: collection and identification of pollen from honey bee colonies
Uploaded: 2021-01-19T14:00:00
Duration: 8 min 11 s
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Nous remercions le Dr Gretchen Jones (USDA-ARS, APMRU, College Station, TX) pour son aide au tri des couleurs et à l’analyse de l’acétolyse. Cette recherche a été financée par des fonds de recherche fournis à R.R.S. par l’Oregon State Beekeepers Association.

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

L’abeille mellifère de l’Ouest (Apis mellifera L.) est un pollinisateur important de nombreuses cultures agricoles qui dépendent de la pollinisation des abeilles1. Depuis plus d’une décennie, d’importantes pertes de colonies d’abeilles mellifères ont été signalées 2,3,4,5,6,7,8,9. Plusieurs facteurs, dont les parasites et les maladies, la mauvaise alimentation et les pesticides, ont été impliqués dans le déclin de ces colonies10. La mauvaise nutrition peut être attribuée à l’intensification de l’agriculture et à la perte d’habitat d’alimentation11. Il est impératif de comprendre les ressources florales utilisées par les abeilles dans différents paysages pour améliorer la nutrition des abeilles et contribuer aux efforts de conservation des abeilles. Le pollen est la principale source de protéines, de lipides, de vitamines et de minéraux pour les abeilles et a été utilisé dans de nombreuses études agricoles et écologiques pour comprendre les préférences des abeilles mellifères en matière de recherche de nourriture au niveau des colonies, évaluer l’impact du piégeage du pollen sur les colonies d’abeilles mellifères et déterminer l’exposition des abeilles aux pesticides12,13,14.
Les abeilles mellifères recueillent le pollen des fleurs, emballent le pollen en granulés sur leur corbicula - un panier de pollen tibial sur leur patte arrière - et retournent à la colonie pour le stockage. Le pollen corbiculaire peut être retiré des butineuses en les capturant à l’entrée de la ruche ou sur les fleurs, en les refroidissant brièvement pour les immobiliser, puis en retirant les pastilles de pollen de leurs pattes arrière avec des pinces. Le processus laborieux de collecte manuelle du pollen corbiculaire des butineuses capturées individuellement est lent et inefficace si l’on a besoin d’une quantité considérable de pollen. Une méthode plus simple et plus efficace pour collecter de grands volumes de pollen consiste à piéger les granulés de pollen corbiculaire des abeilles mellifères à l’entrée des ruches. Les pièges à pollen sont conçus pour déloger le pollen corbiculaire des pattes des butineuses de pollen qui reviennent lorsqu’elles entrent dans la ruche15. Les butineuses doivent se faufiler à travers des trous de maille dimensionnés pour permettre étroitement le passage d’un corps d’abeille mellifère.
Lorsque l’abeille passe à travers l’un de ces trous, les plus grosses pastilles de pollen sont grattées de ses pattes et tombent dans un bac de collecte16. Des études ont montré que le piégeage du pollen stimule les butineuses à collecter plus de pollen, augmentant ainsi l’efficacité de la pollinisation des cultures et de la végétation environnantes17,18,19,20. Les méthodologies de collecte de pollen peuvent également être utilisées pour comprendre le fourrage utilisé par les abeilles mellifères dans le paysage comme première étape pour déterminer la quantité, la qualité et les taxons des espèces de plantes à fleurs. Des méthodologies efficaces de piégeage du pollen facilitent ainsi à la fois la pollinisation et la recherche sur la nutrition des abeilles mellifères. Une comparaison de ces méthodes de collecte du pollen est illustrée dans le tableau 1. Le comportement de recherche de nourriture du pollen changera en fonction des besoins de la colonie en pollen stocké par rapport aux niveaux de population d’œufs et de larves21,22. Comme ces changements comprennent une intensité de collecte variable, on s’attend souvent à une forte variation de la quantité de pollen entre les colonies du même endroit et entre différents endroits du même système de culture ou du même type de paysage23,24. L’augmentation du nombre de colonies et d’emplacements pour piéger le pollen aidera à tenir compte de cette variation.
L’efficacité des pièges à pollen varie de25,26. La taille des granulés de pollen recueillis par les abeilles mellifères varie selon les espèces végétales et peut changer en fonction des niveaux de pollen stockés dans la colonie27,28. Il est donc possible que les granulés de pollen plus petits soient sous-représentés et que les granulés plus gros soient surreprésentés dans les échantillons prélevés au moyen de pièges à pollen. La taille des abeilles adultes varie, ce qui peut également affecter la représentation du pollen recueilli dans les pièges. Il existe également des espèces végétales qui produisent principalement du nectar qui ne sera pas détecté si seulement on évalue le pollen collecté dans certains paysages. L’efficacité du piégeage est également influencée par la dérive et la désorientation de la butineuse, qui sont influencées par le type de piège à pollen et l’état de l’équipement de la ruche. Ce problème peut être atténué en utilisant les techniques spécifiées dans le présent document. Les chercheurs peuvent envisager d’autres techniques de recherche, comme le comptage des visites de fleurs par les butineuses, pour compléter les résultats des préférences de recherche de nourriture au niveau de la colonie. Une méthode utile pour évaluer la diversité du pollen est le tri du pollen corbiculaire par couleur. Bien que les abeilles mellifères soient des butineuses généralistes, elles présentent également une fidélité aux fleurs, où elles recueillent le pollen des mêmes espèces végétales au même endroit au cours d’un voyage de collecte donné. Sur la base de ce comportement de recherche de nourriture, on suppose que toute pastille de pollen corbiculaire donnée est principalement représentée par une seule espèce végétale 27,29,30,31. Par conséquent, les scientifiques peuvent décrire la diversité du pollen en triant le pollen corbiculaire par couleur de pastille et en indiquant le nombre total de couleurs détectées ou la proportion du total représentée par chaque groupe de couleurs 12,32,33,34. Cela peut être accompli en mesurant la masse ou le nombre de granulés de chaque groupe de couleurs. Il est suggéré de mesurer le nombre de granulés de chaque groupe de couleurs s’il existe des différences systématiques connues ou soupçonnées dans le poids des granulés de différents taxons. Les différences systématiques pourraient être causées par la taille des granulés ou la quantité de nectar que les butineuses ajoutent au pollen lors de la formation d’une pastille.
Le tri des couleurs est un processus simple et rapide, mais peut ne pas avoir une précision acceptable pour certaines études de recherche sur la pollinisation parce que différents taxons végétaux peuvent avoir des couleurs de granulés de pollen similaires35,36. De plus, il existe une limite logistique au nombre de groupes de couleurs distincts dans lesquels les granulés de pollen peuvent être séparés. Ainsi, la séparation du pollen de chaque taxon végétal en son propre groupe de couleur de granulés distinct n’est pas toujours possible dans les études de pollinisation. La caractérisation morphologique des grains de pollen par microscopie optique complète souvent la séparation des couleurs des granulés en distinguant le pollen de deux taxons ou plus dans des granulés du même groupe de couleurs. Bien qu’il soit courant de trouver des grains de pollen de plusieurs taxons dans un groupe de couleur de pastilles de pollen donné, les granulés de pollen individuels collectés par une abeille mellifère comprennent généralement un taxon prédominant, éventuellement avec d’autres taxons en petites quantités. Ainsi, il est courant de supposer la fidélité taxonomique dans les granulés de pollen corbiculaire des abeilles mellifères. Les granulés de pollen d’autres pollinisateurs qui ne présentent pas de comportement de fidélité des fleurs, tels que les bourdons, contiennent souvent de nombreuses espèces végétales et peuvent ne pas posséder de taxon prédominant. Dans les cas où des estimations quantitatives des proportions de taxons dans les granulés de pollen polyfloral sont souhaitées, des méthodes microscopiques qui incluent l’acétolyse sont en outre nécessaires pour une analyse appropriée.
L’évaluation des caractéristiques morphologiques des grains de pollen acétolysés est la méthode la plus courante d’identification taxonomique16. La procédure d’acétolyse élimine le protoplasme du grain de pollen pour exposer les caractéristiques diagnostiques qui peuvent être observées en microscopie optique37,38. En utilisant cette méthode, les chercheurs peuvent rapporter différents taxons, la fréquence des taxons trouvés dans des systèmes de culture spécifiques et les taxons prédominants de couleurs de granulés33,36. L’acétolyse est la meilleure technique analytique pour révéler la morphologie du pollen28. Cependant, certains grains de pollen acétolysés, tels que de nombreux types de rosacées, ne peuvent pas être identifiés au niveau du genre ou de l’espèce par l’acétolyse et la microscopie optique seules. Les chercheurs considèrent la microscopie électronique à balayage ou le métacodage à barres comme des méthodes alternatives pour obtenir une identification au niveau du genre ou de l’espèce. Ces méthodes alternatives, cependant, ne fournissent qu’une identification qualitative des taxons et ne parviennent pas à estimer les proportions de différents taxons de grains de pollen dans les granulés de pollen polyfloraux36,39. De plus, le coût et l’expertise nécessaire sont considérablement plus élevés pour ces méthodes. Une comparaison de ces méthodes d’identification est illustrée au tableau 1.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td>Méthode</td>
			<td>Heure</td>
			<td>Dépense</td>
			<td>Résolution</td>
			<td>Expertise</td>
		</tr><tr><td>Collecte de pollen</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr><tr><td>Piégeage du pollen</td>
			<td>Bas</td>
			<td>Modéré</td>
			<td>Variable</td>
			<td>Modéré</td>
		</tr><tr><td>Collecte de pollen butineuse</td>
			<td>Haut</td>
			<td>Modéré</td>
			<td>Haut</td>
			<td>Bas</td>
		</tr><tr><td>Pollen Identification</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr><tr><td>Visuel (tri des couleurs uniquement)</td>
			<td>Modéré</td>
			<td>Bas</td>
			<td>Bas</td>
			<td>Bas</td>
		</tr><tr><td>Acétolyse</td>
			<td>Modéré</td>
			<td>Modéré</td>
			<td>Modéré</td>
			<td>Modéré</td>
		</tr><tr><td>Microscopie électronique à balayage</td>
			<td>Haut</td>
			<td>Haut</td>
			<td>Haut</td>
			<td>Haut</td>
		</tr><tr><td>Métacode-barres</td>
			<td>Variable</td>
			<td>Haut</td>
			<td>Haut</td>
			<td>Haut</td>
		</tr></tbody></table>
Tableau 1 : Comparaison des différentes méthodes de collecte et d’identification du pollen en fonction du temps, des dépenses, de la résolution et de l’expertise. Les méthodes visuelles (tri des couleurs uniquement) indiquent le nombre total de couleurs détectées ou la proportion du total représentée par chaque groupe de couleurs comme mesure pour déterminer les sources de pollen, mais ne fournissent pas d’identification du taxon.
L’information disponible sur le piégeage et le tri du pollen et l’acétolyse des grains de pollen est diversifiée et souvent répartie sur de multiples sources, ce qui varie pour les chercheurs dans différents domaines. Cet article offre des informations détaillées sur les différents types de pièges à pollen qui peuvent être utilisés par les chercheurs et les apiculteurs pour collecter efficacement de grands volumes de pollen corbiculaire. Des protocoles sont également fournis pour la préparation des échantillons de pollen - par acétolyse, coloration et montage sur lame - pour l’identification des taxons végétaux. Les méthodologies détaillées ici sont complètes et constituent une ressource unique pour identifier les espèces végétales prédominantes sur lesquelles les abeilles se nourrissent dans un paysage donné, en particulier dans les systèmes de culture. Les résultats basés sur ces méthodes d’une étude précédente ont été présentés et documentent la diversité des couleurs des pastilles de pollen et des taxons végétaux du pollen corbiculaire collecté par les abeilles mellifères dans cinq systèmes de culture14.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>#8 hardware cloth</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>2.7 mm aperture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 mL graduated cylinder</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1000 uL micropipette tips</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1250 mL filter micropipette tips</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>15 x 75 mm glass slides</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Thickness: 0.93 mm - 1.05 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2 mL microcentrifuge tubes</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>250 mL graduated Borosilicate glass beakers (x3)</td>
			<td>VWR</td>
			<td>10754-952</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50 mL graduated Borosilicate glass beakers (x6)</td>
			<td>VWR</td>
			<td>10754-946</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>95% EtOH</td>
			<td>Pharmco AAPER</td>
			<td>111000200DM55</td>
			<td>ACS/USP/Kosher grade</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Butyl vinyl gloves</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Centrifuge</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>1060 x g maximum speed; horizontal swing preferred</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chemical safety goggles</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Color guide</td>
			<td>Pantone</td>
			<td>SKU: GP1601A</td>
			<td>Solid coated</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Coverslip of 1 or 1.5</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Thickness: 0.13 mm - 0.19 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Distilled water</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fume hood</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glacial acetic acid</td>
			<td>BDH Chemicals</td>
			<td>BDH3092</td>
			<td>ACS grade</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass funnel</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glycerin</td>
			<td>Humco</td>
			<td>103196001_1</td>
			<td>USP grade, 99.5%, anhydrous</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hazardous waste containers</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hive tool</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hot block</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Must reach 80 degree C</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lab coat with long sleeves</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Latex or polyurethane foam</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nailpolish, clear</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nitrile gloves</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>P1000 pipette</td>
			<td>VWR</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petri dish</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic spoon</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Safranin</td>
			<td>Ward&#39;s Science</td>
			<td>470302-322</td>
			<td>Lab grade</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Smoker</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>For pollen trap installation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium bicarbonate</td>
			<td>EMD Millipore</td>
			<td>SX0320</td>
			<td>ACS grade, powder</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Squirt bottles (x2)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sulfuric acid</td>
			<td>EMD Millipore</td>
			<td>SX1244</td>
			<td>ACS grade</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sundance Bottom Mount Pollen Trap</td>
			<td>Betterbee Beekeeping Supply</td>
			<td>PTRAPB</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tape</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wooden stir sticks</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wooden tooth picks</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

collection and identification of pollen from honey bee colonies

Les chercheurs recueillent et analysent souvent le pollen corbiculaire des abeilles mellifères pour identifier les sources végétales sur lesquelles elles se nourrissent de pollen ou pour estimer l’exposition des abeilles aux pesticides via le pollen. La présente est décrite comme une méthode efficace de piégeage du pollen pour recueillir le pollen corbiculaire des abeilles mellifères qui retournent dans leurs ruches. Cette méthode de collecte permet d’obtenir de grandes quantités de pollen corbiculaire qui peuvent être utilisées à des fins de recherche. Les abeilles recueillent le pollen de nombreuses espèces végétales, mais visitent généralement une espèce lors de chaque voyage de collecte. Par conséquent, chaque pastille de pollen corbiculaire représente principalement une espèce végétale, et chaque pastille de pollen peut être décrite par couleur. Cela permet de trier les échantillons de pollen corbiculaire par couleur pour séparer les sources végétales. Les chercheurs peuvent classer davantage le pollen corbiculaire en analysant la morphologie des grains de pollen acétolysés pour l’identification taxonomique. Ces méthodes sont couramment utilisées dans les études liées aux pollinisateurs telles que l’efficacité de la pollinisation, la dynamique de recherche de nourriture des pollinisateurs, la qualité de l’alimentation et la diversité. Des méthodologies détaillées sont présentées pour la collecte du pollen corbiculaire à l’aide de pièges à pollen, le tri du pollen par couleur et l’acétolyse des grains de pollen. Les résultats relatifs à la fréquence des couleurs des granulés et des taxons de pollen corbiculaire prélevés sur les abeilles mellifères dans cinq systèmes de culture différents sont également présentés.

Une étude antérieure a rapporté l’évaluation de la diversité du pollen recueilli par les abeilles mellifères dans les cultures agricoles suivantes: amande, cerise, bleuets en corymbe, carotte hybride et limnanthe14. À l’aide des méthodes décrites, le pollen corbiculaire a été recueilli, trié par couleur, et les sources végétales de chaque groupe de couleur de granulés ont été identifiées pour évaluer la diversité pollinique. Des pièges à pollen montés sur le fond ont été installés sur des colonies dans plusieurs sites pour chaque culture (figure 1A). La quantité de pollen recueillie sur chaque site était suffisante pour répondre aux exigences de poids de l’échantillon des méthodes de tri des couleurs et d’analyse de l’acétolyse. Chaque échantillon de pollen de collecte avait plusieurs groupes de couleurs distincts (Figure 2 et Figure 3). Dans certains échantillons, les groupes de couleur pollinique contenaient aussi peu que 4-5 pastilles; cependant, la plupart des groupes avaient beaucoup plus que cela et ont donc servi de leur propre groupe de couleur étiqueté pour l’acétolyse (Figure 4 et Figure 5). Après l’acétolyse (figure 6), la microscopie optique à fond clair a été utilisée pour identifier efficacement chaque groupe de couleurs à son rang taxonomique le plus bas possible en confirmant les caractéristiques morphologiques avec celles des spécimens de référence prélevés dans la zone entourant chaque site d’étude (figure 7). 
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62064/62064fig01.jpg"> Figure 1 : Pièges à pollen installés sur une colonie d’abeilles mellifères pour recueillir le pollen corbiculaire. (A) Pièges montés sur le fond placés au-dessus du panneau inférieur de la ruche et directement au-dessus de la boîte de ruche la plus basse. D’autres styles de pièges à pollen comprennent (B) des pièges à montage frontal et (C) des pièges à montage d’entrée de trou de tarière. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62064/62064fig01large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62064/62064fig02.jpg"> Figure 2 : Mécanisme de piégeage et plateau de collecte du piège à pollen. Les butineuses de pollen qui reviennent doivent se faufiler à travers le mécanisme de piégeage des mailles avant d’atteindre leur ruche. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62064/62064fig02large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62064/62064fig03.jpg"> Figure 3 : Plateau de collecte du piège à pollen. Le pollen corbiculaire est gratté des pattes des butineuses de pollen de retour par le piège à pollen et tombe dans le bac de collecte. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62064/62064fig03large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62064/62064fig04.jpg"> Figure 4 : Tri d’un échantillon de pollen corbiculaire en groupes de couleurs. Le pollen corbiculaire peut être séché et pesé après avoir été trié en groupes de couleurs pour signaler les proportions de granulés de différentes couleurs collectés. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62064/62064fig04large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62064/62064fig05.jpg"> Figure 5: Quatre groupes de pastilles de pollen triées par couleur à l’aide du guide des couleurs Pantone. Les groupes de couleurs sont étiquetés comme (A) gris, Pantone 5855C, (B) marron, Pantone 7557C, (C) jaune, Pantone 458C et (D) brun clair, Pantone 3547C. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62064/62064fig05large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62064/62064fig06.jpg"> Figure 6 : Configuration de l’équipement d’acétolyse à l’intérieur de la hotte. Le bloc thermique, les réactifs, les déchets de solvants et les conteneurs de déchets acides, les béchers étiquetés, les pipettes, les embouts de pipettes, les bâtonnets d’agitation et les tubes de microcentrifugation situés à l’intérieur de la hotte. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62064/62064fig06large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62064/62064fig07.jpg"> Figure 7 : Micrographie des grains de pollen colorés et acétolysés. De nombreuses facettes de grains de pollen de moutarde acétolysée (Brassicaceae) à un grossissement de 40x. Barre d’échelle = 50,398 μm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62064/62064fig07large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
Le pollen prélevé dans les sites de culture d’amandes présentait une diversité pollinique relativement plus faible que le pollen prélevé sur d’autres cultures, avec une moyenne de 3,0 ± 0,5 couleur de granulés et de 3,2 ± 1,2 taxon de plantes par site (tableau 2)14. Les quatre autres systèmes de culture présentaient des niveaux de diversité pollinique plus élevés avec une moyenne de 6,0 ± 2,0 couleurs de granulés et 8,0 ± 1,5 taxons de plantes par site chez les cerises, 8,8 ± 1,4 couleurs de granulés et 13,5 ± 2,0 taxons végétaux par site chez le bleuet en corymbe, 7,0 ± 1,0 colorants de granulés et 11,0 ± 0,0 taxons végétaux par site chez la carotte hybride, et 10,0 ± 0,0 colorants de granulés et 13,0 ± 1,5 taxons végétaux par site chez la limnanthe14.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td>Jabot</td>
			<td>Nombre moyen de couleurs/site de pastilles de pollen (SE)</td>
			<td>Nombre moyen de taxons/sites végétaux (SE)</td>
			<td colspan="3">Total des taxons identifiés</td>
		</tr><tr><td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Famille</td>
			<td>Genre</td>
			<td>Espèce</td>
		</tr><tr><td>Amande</td>
			<td>3.0 (0.5)</td>
			<td>3.2 (1.2)</td>
			<td>4</td>
			<td>3</td>
			<td>4</td>
		</tr><tr><td>Myrtille</td>
			<td>8.8 (1.4)</td>
			<td>13.5 (2.0)</td>
			<td>5</td>
			<td>10</td>
			<td>13</td>
		</tr><tr><td>Carotte</td>
			<td>7.0 (1.0)</td>
			<td>11.0 (0.0)</td>
			<td>3</td>
			<td>5</td>
			<td>6</td>
		</tr><tr><td>Cerise</td>
			<td>6.0 (2.0)</td>
			<td>8.0 (1.5)</td>
			<td>4</td>
			<td>7</td>
			<td>5</td>
		</tr><tr><td>Limnanthe</td>
			<td>10.0 (0.0)</td>
			<td>13.0 (1.5)</td>
			<td>5</td>
			<td>4</td>
			<td>14</td>
		</tr></tbody></table>
Tableau 2 : Diversité du pollen corbiculaire prélevé sur les abeilles mellifères dans cinq systèmes de culture. Les mesures de diversité comprennent le nombre moyen de couleurs de granulés (± SE), le nombre moyen de taxons végétaux (± SE) et le nombre total de taxons identifiés. Ce tableau a été modifié à partir de14. Abréviation : SE = erreur-type.

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Collection and Identification of Pollen from Honey Bee Colonies

Nous décrivons des méthodes de collecte du pollen corbiculaire des abeilles mellifères ainsi que des protocoles de tri des couleurs, d’acétolyse et de préparation du pollen sur lame de microscope pour l’identification taxonomique. En outre, nous présentons la couleur des granulés et la diversité taxonomique du pollen corbiculaire collecté à partir de cinq systèmes de culture utilisant des pièges à pollen.

Collecte et identification du pollen des colonies d’abeilles mellifères

Researchers often collect and analyze corbicular pollen from honey bees to identify the plant sources on which they forage for pollen or to estimate ...

Trois méthodes sont décrites dans ce protocole : la collecte du pollen corbiculaire à l’aide de pièges à pollen, le tri du pollen par couleur et l’acétolyse. Ces méthodes sont couramment utilisées dans les études liées aux pollinisateurs, telles que l’efficacité de la pollinisation, la dynamique de recherche de nourriture des pollinisateurs et la qualité et la diversité de l’alimentation. Le piégeage du pollen est un moyen facile de collecter des quantités massives de pollen dans les colonies d’abeilles mellifères.Le tri des granulés de pollen par couleur est une méthode abordable pour classer le pollen qui nécessite une faible expertise, et l’acétolyse permet d’identifier le taxon végétal associé à chaque couleur de granulés. Ellen Topitzhofer, assistante de recherche à la faculté, et Emily Carson, assistante de recherche diplômée de mon laboratoire, feront la démonstration de la procédure. Pour commencer, déterminez quand piéger le pollen à partir de l’emplacement rucher souhaité et sélectionnez les colonies d’abeilles optimales pour piéger le pollen.Évaluez la force de la colonie en comptant les butineuses qui retournent à l’entrée de la colonie pendant deux minutes, puis sélectionnez les colonies avec le plus grand nombre total de butineuses qui reviennent. Choisissez des ruches en bois en bon état, de préférence sans entrées supplémentaires ni couvercles déformés. Utilisez des colonies avec moins d’entrées alternatives, car les abeilles butineuses qui retournent dans ces colonies sont plus susceptibles de se réorienter vers l’entrée du piège.Choisissez des entrées de ruche orientées au sud dans la mesure du possible. Si les ruches sont palettisées, installez des pièges à pollen sur chaque colonie orientée dans la même direction sur une palette donnée pour éviter la dérive des butineuses dans les entrées de ruches voisines. Si vous le souhaitez, évaluez le nid de couvain de la colonie en inspectant les cadres pour détecter la présence de larves et sélectionnez des colonies avec des quantités relativement importantes de larves.Ensuite, installez des pièges à pollen sur les colonies d’abeilles sélectionnées. Pour les pièges montés à l’avant, fixez le piège devant l’entrée avec des agrafes, des vis et du ruban adhésif, ou connectez le piège à des cordons élastiques enroulés autour de la ruche. Scellez toutes les autres entrées possibles dans la colonie avec un matériau non adhésif et moulable, tel que de la mousse de latex ou de polyuréthane ou un tissu de quincaillerie numéro huit pour les trous de tarière.Utilisez du ruban adhésif pour les petites fissures. Si vous utilisez des pièges montés à l’avant qui se trouvent sur des ruches au niveau du sol, placez une barrière telle qu’un tapis de caoutchouc entre le panier de collecte et l’herbe pour éviter les dommages causés par l’humidité par la rosée. Enclenchez le mécanisme de piégeage du piège à pollen 24 heures après l’installation et avant le début du vol de recherche de nourriture de la journée.Recueillez le pollen particulier corbiculaire du plateau de collecte et placez-le dans des sacs en plastique ou des tubes à centrifuger, puis conservez-le dans une glacière avec de la glace. Utilisez la cuillère ou une grande cuillère pour prélever 10 grammes de pollen comme sous-échantillon représentatif. Retirez toutes les parties et les débris d’abeilles du sous-échantillon, puis triez chaque pastille de pollen du sous-échantillon de 10 grammes dans un groupe de couleurs en utilisant à la fois la couleur et la texture du pollen pour différencier les groupes.Pour assurer au moins 0,25 gramme de chaque groupe de couleurs pour les étapes en aval, placez les granulés qui ne sont pas assez abondants pour former un groupe de couleur d’au moins 0,25 gramme dans un groupe divers. Nommez chaque groupe de couleurs à l’aide du Guide des couleurs Pantone. Pesez 0,25 gramme de pastilles de pollen de chaque groupe de couleurs.Enfilez l’EPI approprié. Ensuite, ajoutez lentement 500 microlitres d’acide glacial à chaque tube de microcentrifugation contenant 0,25 gramme de pollen de groupe de couleur. Tout en inspectant visuellement le tube, remuez le pollen avec un cure-dent propre pendant 10 à 15 secondes.Centrifuger l’échantillon pendant trois minutes à 1 100 fois G, puis décanter le surnageant dans le bécher de déchets acides. Pour préparer le mélange d’acétolyse, ajoutez 10,8 millilitres d’acide glacial au mélange d’acétolyse marqué du bécher. Ensuite, ajoutez lentement 1 200 microlitres d’acide sulfurique concentré à partir de la solution mère.Ajouter lentement 1 000 microlitres de mélange d’acétolyse à chaque tube et remuer avec un cure-dent propre pendant 10 à 15 secondes. Placez les échantillons sur un bloc de chaleur préchauffé à 80 degrés Celsius. Incuber les tubes pendant cinq minutes, en remuant soigneusement chaque tube avec un cure-dent propre à mi-chemin de l’incubation.Après l’incubation, ajoutez lentement 500 microlitres d’acide acétique glacial à chaque tube et remuez avec un cure-dent propre pendant 10 à 15 secondes. Centrifuger les échantillons, puis décanter le surnageant de chaque tube dans le bécher de déchets acides. Rincer chaque échantillon trois fois avec de l’eau en ajoutant 1 000 microlitres d’eau distillée à chaque tube et en remuant avec un cure-dent propre.Centrifuger les échantillons et décanter le surnageant des tubes dans le bécher de bicarbonate de sodium. Ensuite, répétez les rinçages à l’eau deux fois de plus. Ajouter 1 000 microlitres d’éthanol à 95% du bécher à éthanol à chaque tube et remuer avec un cure-dent propre.Ensuite, centrifuger les échantillons et décanter le surnageant des tubes dans le bécher à déchets d’éthanol. Mélanger la solution de teinture safranin-O et ajouter 5 à 10 gouttes dans chaque tube. Remuer avec un cure-dent pendant 10 à 15 secondes et laisser le cure-dent dans le tube.Ajouter 1 000 microlitres d’éthanol à 95% du bécher d’éthanol à chaque tube et remuer. Après avoir centrifugé les échantillons, décanter le surnageant dans le bécher à déchets d’éthanol. Ajouter 10 à 15 gouttes de glycérine dans chaque tube et remuer le contenu pendant 10 à 15 secondes.Laissez les tubes ouverts dans la hotte pour évaporer l’éthanol pendant au moins deux heures à température ambiante. Étiqueter les lames de microscope pour l’identification du pollen. Retirez une goutte de résidu de pollen d’un tube et placez-la au centre de sa lame de microscope étiquetée, permettant à la goutte de se propager légèrement.Placez un couvercle propre sur la goutte sur la lame et scellez le bordereau de couverture sur la lame avec du vernis à ongles transparent. À l’aide des méthodes décrites, le pollen corbiculaire a été recueilli, trié par couleur, et les sources végétales de chaque groupe de couleur de granulés ont été identifiées pour évaluer la diversité du pollen. Chaque échantillon de collecte de pollen avait plusieurs groupes de couleurs distincts.Dans certains échantillons, les groupes de couleur du pollen contenaient aussi peu que quatre à cinq pastilles. Cependant, la plupart des groupes en avaient beaucoup plus et servaient de leur propre groupe de couleurs étiqueté pour l’acétolyse. Après l’acétolyse, la microscopie optique à fond clair a été utilisée pour identifier efficacement chaque groupe de couleurs à son rang taxonomique le plus bas possible en confirmant les caractéristiques morphologiques avec celles des spécimens de référence prélevés dans la zone entourant chaque site d’étude.Le pollen collecté dans les sites de culture d’amandes avait une diversité pollinique relativement inférieure à celle du pollen collecté sur d’autres cultures, avec une moyenne de trois couleurs de granulés dans 3,2 taxons végétaux par site Le pollen trié peut être testé pour les pesticides afin d’élucider les produits agrochimiques trouvés sur les plantes fourragères d’abeilles mellifères, ou analysé pour la composition chimique afin de déterminer sa valeur nutritive pour les abeilles mellifères. Les résultats de cette recherche ont fourni des informations précieuses sur la diversité des espèces observée dans le pollen collecté par les colonies, soulignant la diversité substantiellement faible du pollen collecté dans les systèmes de culture des amandes.

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Biology

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