Name: collection and identification of pollen from honey bee colonies
Uploaded: 2021-01-19T14:00:00
Duration: 8 min 11 s
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Ringraziamo la dott.ssa Gretchen Jones (USDA-ARS, APMRU, College Station, TX) per l'assistenza nella selezione dei colori e nell'analisi dell'acetolisi. Questa ricerca è stata sostenuta da fondi di ricerca forniti a R.R.S. dall'Oregon State Beekeepers Association.

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

L'ape mellifera occidentale (Apis mellifera L.) è un importante impollinatore di molte colture agricole che dipendono dall'impollinazione delle api1. Per più di un decennio, sono state segnalate significative perdite di colonie di apida miele 2,3,4,5,6,7,8,9. Diversi fattori, tra cui parassiti e malattie, cattiva alimentazione e pesticidi, sono stati implicati in questi declini delle colonie10. La cattiva alimentazione può essere attribuita all'intensificazione agricola e alla perdita dell'habitat di foraggiamento11. È imperativo comprendere le risorse floreali utilizzate dalle api in diversi paesaggi per migliorare la nutrizione delle api e aiutare negli sforzi di conservazione delle api. Il polline è la fonte primaria di proteine, lipidi, vitamine e minerali per le api ed è stato utilizzato in molti studi agricoli ed ecologici per comprendere le preferenze di foraggiamento a livello di colonia delle api mellifere, valutare l'impatto della cattura del polline sulle colonie di api da miele e determinare l'esposizione dei pesticidi alle api12,13,14.
Le api mellifere raccolgono il polline dai fiori, lo impacchettano in pellet sulla loro corbicula - un cesto di polline tibiale sulla zampa posteriore - e tornano alla colonia per lo stoccaggio. Il polline corbicolare può essere rimosso dai raccoglitori catturandoli all'ingresso dell'alveare o sui fiori, raffreddandoli brevemente per immobilizzarli e quindi rimuovendo i pellet di polline dalle zampe posteriori con una pinza. Il laborioso processo di raccolta manuale del polline corbicolare dai raccoglitori catturati individualmente è lento e inefficiente se si richiede una notevole quantità di polline. Un metodo più semplice ed efficiente per raccogliere grandi volumi di polline è intrappolare pellet di polline corbicolare dalle api mellifere agli ingressi degli alveari. Le trappole per pollini sono progettate per rimuovere il polline corbicolare dalle zampe dei raccoglitori di polline di ritorno quando entrano nell'alveare15. I raccoglitori devono spremere attraverso fori di rete che sono dimensionati per consentire il passaggio di un corpo operaio di api mellifere.
Mentre l'ape passa attraverso uno di questi fori, i pallini di polline più grandi vengono raschiati dalle sue gambe e cadono in un vassoio di raccolta16. Gli studi hanno dimostrato che l'intrappolamento del polline stimola i raccoglitori a raccogliere più polline, aumentando così l'efficienza di impollinazione delle colture e della vegetazione circostanti17,18,19,20. Le metodologie di raccolta del polline possono anche essere utilizzate per comprendere il foraggio utilizzato dalle api mellifere nel paesaggio come primo passo per determinare la quantità, la qualità e i taxa delle specie di piante da fiore. Efficaci metodologie di cattura del polline facilitano quindi sia l'impollinazione che la ricerca nutrizionale delle api. Un confronto tra questi metodi di raccolta del polline è illustrato nella tabella 1. Il comportamento di foraggiamento del polline cambierà in base alla necessità della colonia di polline immagazzinato rispetto ai livelli di popolazione di uova e larve21,22. Poiché questi cambiamenti includono intensità di raccolta variabili, è spesso prevista un'elevata variazione nella quantità di polline tra colonie nella stessa posizione e tra diverse posizioni dello stesso sistema di coltivazione o tipo di paesaggio23,24. Aumentare il numero di colonie e luoghi per intrappolare il polline aiuterà ad accogliere questa variazione.
Le trappole per pollini variano in efficienza25,26. La dimensione dei pellet di polline raccolti dalle api mellifere varia tra le specie vegetali e può cambiare in base ai livelli di depositi di polline nella colonia27,28. Ciò comporta la possibilità che i pellet di polline più piccoli siano sottorappresentati e i pellet più grandi siano sovrarappresentati nei campioni raccolti tramite trappole per pollini. Le api adulte variano nelle dimensioni del corpo, il che può anche influenzare la rappresentazione del polline raccolto nelle trappole. Ci sono anche specie vegetali che producono prevalentemente nettare che non verrà rilevato se solo si valuta il polline raccolto in alcuni paesaggi. L'efficienza di cattura è influenzata anche dalla deriva del raccoglitore e dal disorientamento, che è influenzato dal tipo di trappola del polline e dalle condizioni dell'attrezzatura dell'alveare. Questo problema può essere mitigato utilizzando le tecniche specificate in questo documento. I ricercatori possono prendere in considerazione ulteriori tecniche di ricerca, come il conteggio delle visite ai fiori da parte dei raccoglitori, per integrare i risultati delle preferenze di foraggiamento a livello di colonia. Un metodo utile per valutare la diversità del polline è ordinare il polline corbicolare per colore. Sebbene le api mellifere siano raccoglitrici generaliste, mostrano anche fedeltà ai fiori, dove raccolgono polline dalle stesse specie vegetali nella stessa posizione durante un determinato viaggio di raccolta. Sulla base di questo comportamento di foraggiamento, si presume che ogni dato pellet di polline corbicolare sia prevalentemente rappresentato da una singola specie vegetale 27,29,30,31. Quindi, gli scienziati possono descrivere la diversità del polline ordinando il polline corbicolare per colore del pellet e riportando il numero totale di colori rilevati o la proporzione del totale rappresentato da ciascun gruppo di colori 12,32,33,34. Ciò può essere ottenuto misurando la massa o il conteggio dei pellet di ciascun gruppo di colori. La misurazione del numero di pellet di ciascun gruppo di colori è suggerita se ci sono differenze sistematiche note o sospette nel peso dei pellet di diversi taxa. Le differenze sistematiche potrebbero essere causate dalle dimensioni del pellet o dalla quantità di nettare che i raccoglitori aggiungono al polline quando formano un pellet.
La selezione dei colori è un processo semplice ed efficiente in termini di tempo, ma potrebbe non avere un'accuratezza accettabile per alcuni studi di ricerca sull'impollinazione perché diversi taxa vegetali possono avere colori simili di pellet di polline35,36. Inoltre, esiste un limite logistico al numero di gruppi di colori distinti in cui è possibile separare le palline di polline. Pertanto, la separazione di ogni singolo polline del taxon vegetale nel proprio gruppo di colori del pellet distinto potrebbe non essere sempre possibile negli studi sull'impollinazione. La caratterizzazione morfologica dei granuli di polline tramite microscopia ottica spesso integra la separazione dei colori dei pellet distinguendo il polline di due o più taxa in pellet dello stesso gruppo di colori. Sebbene sia comune trovare granuli di polline di più taxa in un dato gruppo di colori di pellet di polline, i singoli pellet di polline raccolti da un'ape mellifera generalmente comprendono un taxon predominante, possibilmente con altri taxa in quantità minori. Pertanto, è comune assumere la fedeltà tassonomica nei pellet di polline corbicolare delle api mellifere. I pellet di polline di altri impollinatori che non mostrano un comportamento di fedeltà dei fiori, come i bombi, spesso contengono molte specie di piante e potrebbero non possedere un taxon predominante. Nei casi in cui sono richieste stime quantitative delle proporzioni dei taxa in pellet di polline polifloreale, sono inoltre necessari metodi microscopici che includono l'acetolisi per una corretta analisi.
La valutazione delle caratteristiche morfologiche dei grani di polline acetolizzati è il metodo più comune per l'identificazione tassonomica16. La procedura di acetolisi rimuove il protoplasma del granello di polline per esporre le caratteristiche diagnostiche che possono essere osservate al microscopio ottico37,38. Utilizzando questo metodo, i ricercatori possono riportare diversi taxa, frequenza di taxa trovati in specifici sistemi di coltivazione e taxa predominanti di colori pellet33,36. L'acetolisi è la migliore tecnica analitica per rivelare la morfologia del polline28. Tuttavia, alcuni grani di polline acetolizzati, come molti tipi di Rosaceae, non possono essere identificati a livello di genere o specie attraverso l'acetolisi e la microscopia ottica da soli. I ricercatori considerano la microscopia elettronica a scansione o il metabarcoding come metodi alternativi per ottenere l'identificazione a livello di genere o specie. Questi metodi alternativi, tuttavia, forniscono solo l'identificazione qualitativa dei taxon e non riescono a stimare le proporzioni dei diversi taxa di granelli di polline nei pellet di polline polifloreale36,39. Inoltre, la spesa e le competenze necessarie sono considerevolmente più elevate per questi metodi. Un confronto di questi metodi di identificazione è illustrato nella tabella 1.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td>Metodi</td>
			<td>Ore</td>
			<td>Spesa</td>
			<td>Risoluzione</td>
			<td>Competenza</td>
		</tr><tr><td>Raccolta pollini</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr><tr><td>Intrappolamento del polline</td>
			<td>Basso</td>
			<td>Moderato</td>
			<td>Variabile</td>
			<td>Moderato</td>
		</tr><tr><td>Raccolta raccoglitrice di pollini</td>
			<td>Alto</td>
			<td>Moderato</td>
			<td>Alto</td>
			<td>Basso</td>
		</tr><tr><td>Identificazione del polline</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr><tr><td>Visivo (solo ordinamento dei colori)</td>
			<td>Moderato</td>
			<td>Basso</td>
			<td>Basso</td>
			<td>Basso</td>
		</tr><tr><td>Acetolisi</td>
			<td>Moderato</td>
			<td>Moderato</td>
			<td>Moderato</td>
			<td>Moderato</td>
		</tr><tr><td>Microscopia elettronica a scansione</td>
			<td>Alto</td>
			<td>Alto</td>
			<td>Alto</td>
			<td>Alto</td>
		</tr><tr><td>Metabarcoding</td>
			<td>Variabile</td>
			<td>Alto</td>
			<td>Alto</td>
			<td>Alto</td>
		</tr></tbody></table>
Tabella 1: Confronto tra diversi metodi di raccolta e identificazione del polline in base a tempi, spese, risoluzione e competenza. I metodi visivi (solo ordinamento dei colori) riportano il numero totale di colori rilevati o la proporzione del totale rappresentata da ciascun gruppo di colori come metrica per determinare le fonti di polline, ma non forniscono l'identificazione del taxon.
Le informazioni disponibili sulla cattura e la selezione del polline e sull'acetolisi dei granuli di polline sono diverse e spesso diffuse su più fonti, diverse per i ricercatori in diversi campi. Questo documento offre approfondimenti dettagliati sui diversi tipi di trappole per pollini che possono essere utilizzate sia dai ricercatori che dagli apicoltori per raccogliere efficacemente grandi volumi di polline corbicolare. Vengono inoltre forniti protocolli per la preparazione di campioni di polline - mediante acetolisi, colorazione e montaggio su vetrino - per l'identificazione dei taxa vegetali. Le metodologie qui descritte sono complete e servono come risorsa unica per identificare le specie vegetali predominanti su cui le api mellifere si nutrono in un determinato paesaggio, in particolare nei sistemi di coltivazione. I risultati basati su questi metodi di uno studio precedente sono stati presentati e documentano la diversità dei colori dei pellet di polline e dei taxa vegetali dal polline corbicolare raccolto dalle api mellifere in cinque sistemi di coltivazione14.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>#8 hardware cloth</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>2.7 mm aperture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 mL graduated cylinder</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1000 uL micropipette tips</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1250 mL filter micropipette tips</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>15 x 75 mm glass slides</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Thickness: 0.93 mm - 1.05 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2 mL microcentrifuge tubes</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>250 mL graduated Borosilicate glass beakers (x3)</td>
			<td>VWR</td>
			<td>10754-952</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50 mL graduated Borosilicate glass beakers (x6)</td>
			<td>VWR</td>
			<td>10754-946</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>95% EtOH</td>
			<td>Pharmco AAPER</td>
			<td>111000200DM55</td>
			<td>ACS/USP/Kosher grade</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Butyl vinyl gloves</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Centrifuge</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>1060 x g maximum speed; horizontal swing preferred</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chemical safety goggles</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Color guide</td>
			<td>Pantone</td>
			<td>SKU: GP1601A</td>
			<td>Solid coated</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Coverslip of 1 or 1.5</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Thickness: 0.13 mm - 0.19 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Distilled water</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fume hood</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glacial acetic acid</td>
			<td>BDH Chemicals</td>
			<td>BDH3092</td>
			<td>ACS grade</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass funnel</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glycerin</td>
			<td>Humco</td>
			<td>103196001_1</td>
			<td>USP grade, 99.5%, anhydrous</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hazardous waste containers</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hive tool</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hot block</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Must reach 80 degree C</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lab coat with long sleeves</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Latex or polyurethane foam</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nailpolish, clear</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nitrile gloves</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>P1000 pipette</td>
			<td>VWR</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petri dish</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic spoon</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Safranin</td>
			<td>Ward&#39;s Science</td>
			<td>470302-322</td>
			<td>Lab grade</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Smoker</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>For pollen trap installation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium bicarbonate</td>
			<td>EMD Millipore</td>
			<td>SX0320</td>
			<td>ACS grade, powder</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Squirt bottles (x2)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sulfuric acid</td>
			<td>EMD Millipore</td>
			<td>SX1244</td>
			<td>ACS grade</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sundance Bottom Mount Pollen Trap</td>
			<td>Betterbee Beekeeping Supply</td>
			<td>PTRAPB</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tape</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wooden stir sticks</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wooden tooth picks</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

collection and identification of pollen from honey bee colonies

I ricercatori spesso raccolgono e analizzano il polline corbicolare dalle api mellifere per identificare le fonti vegetali su cui si nutrono di polline o per stimare l'esposizione ai pesticidi delle api attraverso il polline. Qui descritto è un efficace metodo di intrappolamento del polline per raccogliere il polline corbicolare dalle api mellifere che ritornano ai loro alveari. Questo metodo di raccolta si traduce in grandi quantità di polline corbicolare che può essere utilizzato per scopi di ricerca. Le api mellifere raccolgono il polline da molte specie vegetali, ma in genere visitano una specie durante ogni viaggio di raccolta. Pertanto, ogni pellet di polline corbicolare rappresenta prevalentemente una specie vegetale e ogni pellet di polline può essere descritto per colore. Ciò consente la selezione di campioni di polline corbicolare per colore per separare le fonti vegetali. I ricercatori possono classificare ulteriormente il polline corbicolare analizzando la morfologia dei grani di polline acetolizzati per l'identificazione tassonomica. Questi metodi sono comunemente usati negli studi relativi agli impollinatori come l'efficienza dell'impollinazione, le dinamiche di foraggiamento degli impollinatori, la qualità della dieta e la diversità. Vengono presentate metodologie dettagliate per la raccolta del polline corbicolare utilizzando trappole per pollini, la selezione del polline per colore e l'acetolisi dei grani di polline. Vengono inoltre presentati i risultati relativi alla frequenza dei colori del pellet e dei taxa di polline corbicolare raccolti dalle api mellifere in cinque diversi sistemi di coltivazione.

Uno studio precedente ha riportato la valutazione della diversità del polline raccolto dalle api mellifere nelle seguenti colture agricole: mandorla, ciliegia, mirtillo highbush, carota ibrida e meadowfoam14. Utilizzando i metodi descritti, è stato raccolto il polline corbicolare, ordinato per colore e identificate le fonti vegetali di ciascun gruppo di colori del pellet per valutare la diversità del polline. Le trappole per pollini montate sul fondo sono state installate su colonie in più siti per ogni coltura (Figura 1A). La quantità di polline raccolta da ciascun sito era sufficiente per soddisfare i requisiti di peso del campione dei metodi di selezione del colore e analisi dell'acetolisi. Ogni campione di raccolta di polline aveva più gruppi di colori distinguibili (Figura 2 e Figura 3). In alcuni campioni, i gruppi di colore del polline contenevano solo 4-5 pellet; tuttavia, la maggior parte dei gruppi aveva significativamente più di questo e quindi serviva come proprio gruppo di colori etichettato per l'acetolisi (Figura 4 e Figura 5). Dopo l'acetolisi (Figura 6), è stata utilizzata la microscopia a luce a campo chiaro per identificare efficacemente ciascun gruppo di colori al suo rango tassonomico più basso possibile, confermando le caratteristiche morfologiche con quelle dei campioni di voucher raccolti dall'area circostante ciascun sito di studio (Figura 7). 
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62064/62064fig01.jpg"> Figura 1: Trappole per pollini installate su una colonia di api mellifere per raccogliere il polline corbicolare. (A) Trappole montate sul fondo poste sopra la tavola inferiore dell'alveare e direttamente sopra la scatola dell'alveare più bassa. Altri stili di trappole per pollini includono (B) trappole per montaggio frontale e (C) per montaggio all'ingresso con foro a coclea. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62064/62064fig01large.jpg" target="_blank">Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62064/62064fig02.jpg"> Figura 2: Meccanismo di intrappolamento e vassoio di raccolta della trappola per pollini. I raccoglitori di polline di ritorno devono spremere attraverso il meccanismo di intrappolamento della rete prima di raggiungere il loro alveare. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62064/62064fig02large.jpg" target="_blank">Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62064/62064fig03.jpg"> Figura 3: Vassoio di raccolta della trappola per pollini. Il polline corbicolare viene raschiato dalle zampe dei raccoglitori di polline di ritorno dalla trappola del polline e cade nel vassoio di raccolta. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62064/62064fig03large.jpg" target="_blank">Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62064/62064fig04.jpg"> Figura 4: Ordinamento di un campione di polline corbicolare in gruppi di colori. Il polline corbicolare può essere essiccato e pesato dopo essere stato ordinato in gruppi di colori per segnalare le proporzioni di diversi pellet di colore raccolti. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62064/62064fig04large.jpg" target="_blank">Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62064/62064fig05.jpg"> Figura 5: Quattro gruppi di pellet di polline ordinati per colore utilizzando la guida cromatica Pantone. I gruppi di colori sono etichettati come (A) grigio, Pantone 5855C, (B) marrone, Pantone 7557C, (C) giallo, Pantone 458C e (D) marrone chiaro, Pantone 3547C. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62064/62064fig05large.jpg" target="_blank">Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62064/62064fig06.jpg"> Figura 6: Configurazione dell'apparecchiatura di acetolisi all'interno della cappa aspirante. Il blocco termico, i reagenti, i contenitori dei rifiuti solventi e dei rifiuti acidi, i becher etichettati, le pipette, le punte delle pipette, i bastoncini di agitazione e i tubi della microcentrifuga situati all'interno della cappa aspirante. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62064/62064fig06large.jpg" target="_blank">Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62064/62064fig07.jpg"> Figura 7: Micrografia dei grani di polline colorati e acetolizzati. Molte sfaccettature di senape acetolizzata (Brassicaceae) grani di polline con ingrandimento 40x. Barra di scala = 50,398 μm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62064/62064fig07large.jpg" target="_blank">Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.</a>
Il polline raccolto dai luoghi di coltivazione delle mandorle aveva una diversità di polline relativamente inferiore rispetto al polline raccolto da altre colture, con una media di 3,0 ± 0,5 colori di pellet e 3,2 ± 1,2 taxa vegetali per sito (Tabella 2) 14. I restanti quattro sistemi di coltivazione avevano livelli di diversità del polline più elevati con una media di 6,0 ± 2,0 colori del pellet e 8,0 ± 1,5 taxa di piante per sito in ciliegio, 8,8 ± 1,4 colori di pellet e 13,5 ± 2,0 taxa di piante per sito in mirtillo highbush, 7,0 ± 1,0 colori di pellet e 11,0 ± 0,0 taxa di piante per sito in carota ibrida e 10,0 ± colori di pellet e 13,0 ± 1,5 taxa di piante per sito in meadowfoam14.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td>Raccolto</td>
			<td>Numero medio di colori/sito di pellet di polline (SE)</td>
			<td>Numero medio di taxa/siti vegetali (SE)</td>
			<td colspan="3">Totale taxa identificati</td>
		</tr><tr><td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Famiglia</td>
			<td>Genere</td>
			<td>Specie</td>
		</tr><tr><td>Mandorla</td>
			<td>3.0 (0.5)</td>
			<td>3.2 (1.2)</td>
			<td>4</td>
			<td>3</td>
			<td>4</td>
		</tr><tr><td>Mirtillo</td>
			<td>8.8 (1.4)</td>
			<td>13.5 (2.0)</td>
			<td>5</td>
			<td>10</td>
			<td>13</td>
		</tr><tr><td>Carota</td>
			<td>7.0 (1.0)</td>
			<td>11.0 (0.0)</td>
			<td>3</td>
			<td>5</td>
			<td>6</td>
		</tr><tr><td>Ciliegia</td>
			<td>6.0 (2.0)</td>
			<td>8.0 (1.5)</td>
			<td>4</td>
			<td>7</td>
			<td>5</td>
		</tr><tr><td>Schiuma di prato</td>
			<td>10.0 (0.0)</td>
			<td>13.0 (1.5)</td>
			<td>5</td>
			<td>4</td>
			<td>14</td>
		</tr></tbody></table>
Tabella 2: Diversità del polline corbicolare raccolto dalle api mellifere in cinque sistemi colturali. Le metriche di diversità includono il numero medio di colori del pellet (± SE), il numero medio di taxa vegetali (± SE) e i taxa totali identificati. Questa tabella è stata modificata da14. Abbreviazione: SE = errore standard.

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Collection and Identification of Pollen from Honey Bee Colonies

Descriviamo i metodi per la raccolta del polline corbicolare dalle api mellifere e i protocolli per la selezione dei colori, l'acetolisi e la preparazione del vetrino da microscopio del polline per l'identificazione tassonomica. Inoltre, presentiamo il colore del pellet e la diversità tassonomica del polline corbicolare raccolto da cinque sistemi di coltivazione utilizzando trappole per pollini.

Raccolta e identificazione del polline dalle colonie di api da miele

Researchers often collect and analyze corbicular pollen from honey bees to identify the plant sources on which they forage for pollen or to estimate ...

Tre metodi sono descritti in questo protocollo: raccolta del polline corbicolare usando trappole di polline, ordinamento del polline per colore e acetolisi. Questi metodi sono comunemente usati negli studi relativi agli impollinatori, come l'efficienza dell'impollinazione, le dinamiche di foraggiamento degli impollinatori e la qualità e la diversità della dieta. L'intrappolamento del polline è un modo semplice per raccogliere grandi quantità di polline dalle colonie di api.Ordinare i pellet di polline per colore è un metodo economico per classificare il polline che richiede una bassa esperienza e l'acetolisi consente di identificare il taxon vegetale associato a ciascun colore del pellet. A dimostrare la procedura saranno Ellen Topitzhofer, assistente di ricerca di facoltà, ed Emily Carson, assistente di ricerca laureata del mio laboratorio. Per iniziare, determinare quando intrappolare il polline dalla posizione desiderata dell'apiario e selezionare le colonie di api ottimali per intrappolare il polline.Valuta la forza della colonia contando le bottinatrici che ritornano all'ingresso della colonia per due minuti e quindi seleziona le colonie con il maggior numero totale di raccoglitrici di ritorno. Seleziona alveari con stoviglie in buone condizioni, preferibilmente senza ingressi extra e coperchi deformati. Usa colonie con meno ingressi alternativi, poiché le api bottinatrici che ritornano a tali colonie hanno maggiori probabilità di riorientarsi verso l'ingresso della trappola.Seleziona gli ingressi dell'alveare rivolti a sud quando possibile. Se gli alveari sono pallettizzati, installare trappole di polline su ogni colonia rivolta nella stessa direzione su un determinato pallet per evitare la deriva dei raccoglitori negli ingressi degli alveari vicini. Se lo si desidera, valutare il nido di covata della colonia ispezionando i telai per la presenza di larve e selezionare colonie con quantità relativamente grandi di larve.Quindi, installare trappole per pollini sulle colonie di api selezionate. Per le trappole frontali, attaccare la trappola davanti all'ingresso con graffette, viti e nastro adesivo, oppure collegare la trappola alle corde elastiche avvolte attorno all'alveare. Sigillare tutti gli altri possibili ingressi nella colonia con un materiale non adesivo e modellabile, come lattice o schiuma di poliuretano o un panno hardware numero otto per fori a coclea.Utilizzare nastro adesivo per piccole crepe. Se si utilizzano trappole a montaggio frontale che si trovano su alveari a livello del suolo, posizionare una barriera come un tappetino di gomma tra il cestello di raccolta e l'erba per evitare danni da umidità dalla rugiada. Attivare il meccanismo di intrappolamento della trappola di polline 24 ore dopo l'installazione e prima che inizi il volo di foraggiamento del giorno.Raccogliere il polline corbicolare particolare dal vassoio di raccolta e metterlo in sacchetti di plastica o provette da centrifuga, quindi conservarlo in un refrigeratore con ghiaccio. Usa lo scooper o un cucchiaio grande per raccogliere 10 grammi di polline come sottocampione rappresentativo. Rimuovere tutte le parti e i detriti delle api dal sottocampione, quindi ordinare ogni pellet di polline dal sottocampione di 10 grammi in un gruppo di colori utilizzando sia il colore del polline che la consistenza per differenziare tra i gruppi.Per garantire almeno 0,25 grammi di ciascun gruppo di colori per le fasi a valle, posizionare eventuali pellet che non sono abbastanza abbondanti da formare un gruppo di colori di almeno 0,25 grammi in un gruppo miscellaneo. Assegna un nome a ogni singolo gruppo di colori utilizzando la Guida ai colori Pantone. Pesare 0,25 grammi di pellet di polline da ciascun gruppo di colori.Indossare i DPI appropriati. Quindi, aggiungere lentamente 500 microlitri di acido acido glaciale a ciascuna provetta di microcentrifuga contenente 0,25 grammi di polline del gruppo di colori. Durante l'ispezione visiva del tubo, mescolare il polline con uno stuzzicadenti pulito per 10-15 secondi.Centrifugare il campione per tre minuti a 1.100 volte G, quindi decantare il surnatante nel becher di scarico acido. Per preparare la miscela di acetolisi, aggiungere 10,8 millilitri di acido acido acido glaciale alla miscela di acetolisi etichettata con becher. Quindi, aggiungere lentamente 1.200 microlitri di acido solforico concentrato dalla soluzione madre.Aggiungere lentamente 1.000 microlitri di miscela di acetolisi a ciascun tubo e mescolare con uno stuzzicadenti pulito per 10-15 secondi. Posizionare i campioni su un blocco termico preriscaldato a 80 gradi Celsius. Incubare i tubi per cinque minuti, mescolando accuratamente ogni tubo con uno stuzzicadenti pulito a metà dell'incubazione.Dopo l'incubazione, aggiungere lentamente 500 microlitri di acido acetico glaciale a ciascun tubo e mescolare con uno stuzzicadenti pulito per 10-15 secondi. Centrifugare i campioni, quindi decantare il surnatante da ciascun tubo nel becher di scarico acido. Risciacquare ogni campione tre volte con acqua aggiungendo 1.000 microlitri di acqua distillata a ciascun tubo e mescolando con uno stuzzicadenti pulito.Centrifugare i campioni e decantare il surnatante dalle provette nel becher di bicarbonato di sodio. Quindi, ripetere i risciacqui con acqua altre due volte. Aggiungere 1.000 microlitri di etanolo al 95% dal becher di etanolo a ciascun tubo e mescolare con uno stuzzicadenti pulito.Quindi, centrifugare i campioni e decantare il surnatante dai tubi nel becher di scarico dell'etanolo. Mescolare la soluzione madre di safranina-O e aggiungere da 5 a 10 gocce a ciascun tubo. Mescolare con uno stuzzicadenti per 10-15 secondi e lasciare lo stuzzicadenti nel tubo.Aggiungere 1.000 microlitri di etanolo al 95% dal becher di etanolo a ciascun tubo e mescolare. Dopo aver centrifugato i campioni, decantare il surnatante nel becher di scarico dell'etanolo. Aggiungere da 10 a 15 gocce di glicerina in ogni tubo e mescolare il contenuto per 10-15 secondi.Lasciare i tubi aperti nella cappa aspirante per far evaporare l'etanolo per almeno due ore a temperatura ambiente. Vetrini per microscopio per etichette per l'identificazione del polline. Rimuovere una goccia di residui di polline da un tubo e posizionarla al centro del vetrino del microscopio etichettato, consentendo alla goccia di diffondersi leggermente.Posizionare una linguetta di copertura pulita sopra la goccia sul vetrino e sigillare la sottoveste di copertura sulla diapositiva con smalto trasparente. Utilizzando i metodi descritti, è stato raccolto il polline corbicolare, ordinato per colore e sono state identificate le fonti vegetali di ciascun gruppo di colori del pellet per valutare la diversità del polline. Ogni campione di raccolta di polline aveva più gruppi di colori distinguibili.In alcuni campioni, i gruppi di colore del polline contenevano da quattro a cinque pellet. Tuttavia, la maggior parte dei gruppi aveva significativamente di più e serviva come proprio gruppo di colori etichettati per l'acetelisi. Dopo l'acetolisi, la microscopia a luce a campo chiaro è stata utilizzata per identificare efficacemente ciascun gruppo di colori al suo rango tassonomico più basso possibile, confermando le caratteristiche morfologiche con quelle dei campioni voucher raccolti dall'area circostante ciascun sito di studio.Il polline raccolto dalle sedi delle colture di mandorle aveva una diversità di polline relativamente inferiore rispetto al polline raccolto da altre colture, con una media di tre colori di pellet in 3,2 taxa di piante per sito Il polline selezionato può essere testato per i pesticidi per chiarire i prodotti agrochimici presenti sulle piante da foraggio delle api o analizzato per la composizione chimica per determinare il suo valore nutrizionale per le api. I risultati di questa ricerca hanno fornito preziose informazioni sulla diversità delle specie osservata nel polline raccolto dalle colonie, evidenziando la diversità sostanzialmente bassa del polline raccolto nei sistemi di coltivazione delle mandorle.

Research

JoVE Journal

Biology

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