Name: collection and identification of pollen from honey bee colonies
Uploaded: 2021-01-19T14:00:00
Duration: 8 min 11 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Collection and Identification of Pollen from Honey Bee Colonies at JoVE.com

Agradecemos à Dra. Gretchen Jones (USDA-ARS, APMRU, College Station, TX) por ajudar na triagem de cores e análise de acetálise. Esta pesquisa foi apoiada por fundos de pesquisa fornecidos à R.R.S. pela Associação de Apicultores do Estado de Oregon.

Os autores não têm nada a revelar.

Diferentes estilos de armadilha de pólen têm suas próprias vantagens e consequências. Os benefícios e limitações de quatro estilos de armadilha comumente usados, (1) suporte frontal, (2) suporte inferior, (3) auger-hole e (4) armadilhas de pólen de montagem superior são discutidos abaixo. Armadilhas de montagem frontal são o estilo mais versátil (Figura 1B). A instalação é rápida e fácil; pode ser feito sem levantar caixas de colmeia, e essas armadilhas podem caber em qualquer estilo Langstroth de equipamento de colmeia. Como a bandeja de coleta fica em frente à colônia, ela recolhe detritos mínimos da colônia. No entanto, a bandeja de coleta também está mais exposta a elementos externos-umidade da irrigação do campo, tempo chuvoso ou úmido, ou orvalho pode entrar em contato com o pólen através da bandeja de coleta, potencialmente tornando o pólen inutilizável se as pelotas ficarem muito saturadas para se separarem. O risco de saturação do pólen pode ser reduzido evitando armadilhas durante eventos previstos de chuva ou alta umidade. Colocar um tapete de borracha sob a armadilha e material de cobertura extra (por exemplo, sentir cobertura) em cima da armadilha de pólen também pode proteger a bandeja de coleta do tempo.
Armadilhas de montagem inferior foram usadas para coletar pólen para os dados neste artigo (Figura 1A). Eles não são tão convenientes de instalar porque devem ser colocados sob o ninho de ninhadas da colônia. A instalação é demorada e resulta em um alto volume de detritos caindo na armadilha da colônia, como partes de abelhas e pequenos pedaços de cera. O piso da bandeja de coleta para a maioria das armadilhas de montagem inferior fabricada é feito de malha fina, que permite ventilação adequada para proteger o pólen coletado da umidade. Armadilhas de pólen de buracos de auger ajudam a minimizar a desorientação dos forasteiros se eles usam principalmente os orifícios auger como entradas de colmeia em vez da entrada feita pela placa inferior da colmeia (Figura 1C). Como a bandeja de coleta para armadilhas de pólen de buraco é muito pequena, ela deve ser esvaziada com frequência para evitar transbordamento da bandeja de coleta. Dada a sua colocação superior em uma colmeia, a armadilha de pólen de montagem superior é o estilo de armadilha mais fácil de instalar e remover, e a amostra de pólen coletada está livre de detritos de colmeia. No entanto, este estilo de armadilha é extrassensível aos equipamentos de colmeia danificados, pois a bandeja de coleta seria exposta à umidade se a tampa, a tampa interna e a caixa de colmeia superior não estiverem devidamente seladas.
Os protocolos aqui descritos pedem a seleção de colônias com grandes populações adultas e larvas (etapa 1.2). Este método de seleção destina-se a produzir grandes quantidades de pólen preso dessas colônias. Colônias com populações de forrageamento substanciais podem sofrer congestionamento severo na entrada após a instalação da armadilha. Selecionar uma grande entrada de colmeia aliviará o congestionamento. Grandes populações forrageiras também podem coletar grandes quantidades de pólen que podem exceder os limites da bandeja de coleta. Use bandejas de coleta volumosas, como visto com a maioria dos estilos de armadilha de montagem inferior ou superior, e bandejas vazias com frequência para acomodar grandes quantidades de pólen preso. Se o objetivo desejado da pesquisa é avaliar as quantidades de pólen coletadas pelas colônias em um apiário, selecione colônias representativas em vez de otimizar as populações adultas e larvas para seleção. Todos os estilos de armadilhas de pólen bloqueiam a entrada da colmeia e criam uma nova entrada que difere espacialmente da entradaoriginal 16. As armadilhas de pólen geralmente não conseguem coletar pólen quando os forasteiros são incapazes de reorientar para a nova entrada da armadilha de pólen após a instalação. Esses forasteiros prontamente se afastam para colmeias vizinhas, potencialmente contaminando outras amostras de coleta de pólen se entrarem em outra colmeia com uma armadilha de pólen. Assim, os forasteiros devem receber pelo menos 24 horas para se adaptarem à nova entrada, mantendo o mecanismo de captura desligado após a instalação. Selecionar colônias com poucas ou nenhuma entrada adicional de colmeia também reduz a confusão ao orientar para a nova entrada da armadilha do pólen.
Entradas adicionais de colmeia (por exemplo, buracos e tampas deformadas) devem ser seladas, mas o risco de intrusos à deriva para colmeias vizinhas aumentará com essas entradas presentes no início da instalação da armadilha. Os forasteiros também facilmente irão para outras entradas de colmeias se uma armadilha de pólen for instalada apenas em uma única colmeia em um aglomerado de colmeias paletizadas. Os forasteiros são menos propensos a deriva se todas as colmeias que estão enfrentando a mesma direção no palete tiverem armadilhas instaladas. Armadilhas de pólen de alto nível podem representar um risco maior de deriva de abelhas devido à distância substancial entre a entrada da armadilha do pólen e a entrada original da colmeia. Para este estudo, foram instaladas armadilhas de pólen em várias colônias de abelhas de mel em cada local experimental para explicar a variação da quantidade de pólen e da composição tributária entre cada colônia de abelhas de mel. Assim, as armadilhas de pólen devem ser instaladas em várias colônias para obter coleções robustas de pólen da paisagem, pois a coleta de pólen pode variar amplamente entre colônias baseadas no tipo de espécies vegetais e quantidade total coletada12,13. Cada amostra de pólen teve um período de coleta de 7 dias. Em estudos futuros, a coleta de pólen em dois ou três intervalos consecutivos de 72h aumentará a precisão da estimativa de forragem de pólen40.
Como há um alto grau de flutuação temporal na coleta de pólen, a precisão da estimativa de pólen poderia ser aumentada repetindo o processo de coleta de pólen nos períodos iniciais, de pico e de floração tardia dos sistemas de cultivodirecionados 24,27,39. O pólen deve ser coletado em vários locais, embora o mesmo sistema de cultivo ou tipo de paisagem, devido à variação prevista na quantidade e tipo de espécies vegetais entre os locais apiários 14,27,33,43. A captura de pólen a longo prazo pode ser prejudicial para colônias de abelhas de mel. Os impactos potenciais incluem redução da criação de ninhadas, encurtamento do período de crescimento larval e canibalismo de ovos e larvas jovens nas colmeias 19,44,45,46. Períodos mais longos de captura de pólen, como toda a estação de cultivo, podem piorar os efeitos nocivos na criação de ninhadas em colônias. A captura de pólen também pode causar uma redução na produção de mel e um aumento no nível de umidade do mel armazenado13. Armadilhas rotativas de pólen entre colônias em um apiário ao monitorar continuamente uma paisagem ou sistema de cultivo poderia mitigar danos às colônias usadas para a captura de pólen. Engajar armadilhas de pólen a cada duas semanas reduzirá os impactos prejudiciais, particularmente a perda na produção de mel, se prender o pólen nas mesmas colônias durante um período detempo 13.
Além disso, as armadilhas de pólen são preferencialmente colocadas em colônias fortes. Ocasionalmente, as armadilhas de pólen podem se envolver sem querer. Isso pode ser evitado trancando o mecanismo da armadilha do pólen quando a coleta de armadilhas de pólen não for desejada. As armadilhas de pólen não removem todo o pólen corbicular dos forasteiros das abelhas. A eficiência da captura depende do tipo de armadilha, tamanho da pelota de pólen, tamanho do corpo das abelhas, a hora do dia e as condições climáticas. Assim, a coleta de pólen corbicular não é consistente ao usar armadilhas de pólen para diferentes espécies vegetais e períodosde coleta 25,26. Pelotas menores de pólen de plantas como Eucalyptus spp. e Tamarix spp. são menos propensas a serem capturadas por armadilhas de pólen27. Notavelmente, nenhum pólen de mirtilo highbush (Vaccinium corymbosum L.) foi encontrado nos locais de coleta de mirtilo highbush neste estudo, o que suporta evidências anteriores de que as pelotas de pólen de mirtilo highbush são muito pequenas para a coleta de armadilhas de pólen47. Em contraste, o pólen proveniente do dente-de-leão (Taraxacum officinale F.H. Wigg) foi encontrado em todos os sistemas de cultivo neste estudo. Pelotas de pólen de algumas espécies vegetais também podem ser muito maiores do que outras, como Taraxacum spp., e poderiam ser super-representadas na análise de coleções de pólen de armadilhas de pólen27. Capturar os forasteiros individuais de pólen e remover manualmente seu pólen corbicular aumentará a precisão de uma avaliação de fonte de pólen, mas é muito demorado e intensivo em recursos em comparação com o uso de armadilhas de pólen (Tabela 1). Classificar pelotas de pólen em grupos de cores é relativamente direto, embora seja demorado. A menos que haja um objetivo ou objetivo específico da pesquisa, a quantidade de pelotas de pólen deve ser limitada a 10 g ou menos (para qualquer amostra) para classificação em grupos de cores. A classificação de amostras inteiras que contenham quantidades maiores do que esse montante aumentará drasticamente o tempo necessário para concluir a análise. É, no entanto, crucial que uma amostra de pólen seja muito bem misturada antes que uma subsample para classificação de cores seja retirada dela. A não mistura da amostra original pode resultar em uma subsample que não é representativa do todo, o que deve ser evitado.
Se o recipiente de amostra original não contiver espaço livre suficiente para permitir a mistura completa de pelotas de pólen, colocar toda a amostra em um grande saco plástico ou um pequeno saco de papel deve ser suficiente, mesmo para amostras grandes. Plástico duro, recipientes tampados também funcionarão. A mistura da amostra deve ser feita suavemente, de modo que as pelotas de pólen não sejam esmagadas ou destruídas de outra forma. Viés não intencional poderia subconscientemente persuadir alguém a colher "as pelotas bonitas roxas", por exemplo, ao remover uma subsample do todo. Portanto, a composição de cores da amostra deve ser obscurecida da vista enquanto tira uma subsampleção. Desta forma, obter uma subsample que é verdadeiramente representativa do todo é mais provável. No entanto, este método de subsumagem pode não selecionar pelotas de pólen que estão em baixa abundância na amostra. Portanto, se identificar cada imposto de planta individual representado na amostra é um objetivo de pesquisa, a coleta de uma subsamplega não será apropriada; toda a amostra deve ser analisada. Assim, as pelotas devem ser classificadas em uma placa de vidro Petri. Uma vez concluída a classificação, páginas apropriadas do guia de cores Pantone podem ser colocadas sob o prato para facilitar a correspondência de cores entre o guia e o pólen classificado. Um exemplo disso é ilustrado na Figura 5.
Ao prender pólen de colônias de abelhas de mel colocadas em culturas para polinização, não devem ser utilizados mais de dez grupos de cores totais: nove cores individuais e um grupo de cores "diversos" composto pelas cores minoritárias na amostra. Colocar um limite razoável no número máximo de grupos de cores em que uma amostra pode ser dividida impede que o pesquisador fique atolado, separando infinitamente pelotas em um número cada vez maior de grupos extremamente específicos, que, quando a classificação é completa, pode não conter individualmente quantidades suficientes para acetolise. Se a captura de colônias que são provavelmente forrageando de uma variedade muito diversificada de espécies vegetais, mais grupos de cores podem ser necessários, e os protocolos devem ser otimizados para refletir essa exigência. O presente estudo concentrou-se nas amostras de pólen coletadas das colônias de abelhas polinizando as culturas, e vários taxas foram comumente encontradas em um grupo de cores, semelhante aos estudos anteriores 29,30,31.
A acetálise dissolve os lipídios, proteínas e detritos orgânicos da superfície dos grãos de pólen, revelando os distintos caracteres da exina, para que os grãos possam ser manchados e identificados mais facilmente. É uma metodologia antiga e comum utilizada em muitos tipos de pesquisa de pólen37. As etapas gerais são padronizadas; eles variam pouco de protocolo para protocolo. No entanto, as especificidades das velocidades e tempos de centrifugação, temperatura e duração da incubação, volumes de reagentes orientados por quantidade de pólen e até mesmo o método de remoção de supernacantes (decantação vs pipetação) podem precisar ser otimizados experimentalmente de acordo com as metas de pesquisa e, em certa medida, os tipos de pólen provavelmenteserão encontrados 48. De fato, a acetálise pode remover caracteres diagnósticos importantes do pólen de alguns impostos, como Malvaceae e Orchidaceae38. Portanto, nem todo pólen é favorável aos métodos padrão de acetálise. Como dito acima, esses métodos foram otimizados neste estudo com o objetivo de identificar fontes dominantes de tributação vegetal de pólen coletadas por abelhas de mel polinizadora. Detalhes a serem considerados se a quantificação precisa dos grãos de pólen faz parte do estudo, não foram abordados neste artigo.
O uso de solventes e ácidos requer planejamento cuidadoso, equipamentos de proteção individual (EPI) adequados e descarte responsável de resíduos (Figura 6). É fundamental que os pesquisadores determinem a maneira correta de armazenar reagentes e descartar resíduos antes de iniciar qualquer parte da acetálise. Neste laboratório, luvas de butil são usadas durante qualquer parte do processo que envolve ácido sulfúrico e até ácido acético glacial, pois possuem classificações de degradação e permeação muito melhores para ambos os ácidos do que luvas de nitrito, ao mesmo tempo em que não comprometem a destreza49. Seria prudente consultar as diretrizes de segurança da respectiva instituição para recomendações sobre luvas apropriadas e outros EPI49. A adição de ácido acético glacial antes da etapa de acetrólise ajuda a remover qualquer umidade residual na amostra e prepara-a para a importante reação de acetrólise. A mistura de ácido acético-ácido sulfúrico glacial no passo da acetólise pode reagir violentamente com a água, e é por isso que é importante que todos os vidros e suprimentos estejam completamente secos, e que toda a umidade seja removida da amostra antes da acetólise. A adição pós-acetólise do ácido acético glacial dilui e neutraliza a mistura de acetrólise.
O etanol e o ácido acético glacial, em particular, podem dissolver a tinta dos rótulos dos tubos de microcentrifuuge, se esses reagentes escorrerem na parte externa do tubo, mesmo com canetas resistentes a solventes. Verifique as etiquetas do tubo com frequência durante todo o processo para ter certeza de que elas ainda são legíveis. Se for viável logisticamente, considere usar etiquetas impressas pela LaserJet como uma salvaguarda contra essa possibilidade. A maneira como os supernacantes são decantados influenciará se os reagentes driblam o lado de fora dos tubos de microcentrifuuagem. É importante decantar o supernaente com uma mão confiante e suave, que vem com a prática. Deve-se tomar cuidado para evitar a perda de amostras de pólen do tubo centrífuga durante a decantação. Decantar muito rápido corre o risco de perder parte ou todo o resíduo de pólen; decantar muito lentamente pode resultar na sobrenação correndo pelo tubo. Embora uma temperatura de incubação de 100 °C seja comumente recomendada, o pólen poderia facilmente se tornar "cozido demais" a essa temperatura nas quantidades utilizadas neste estudo (0,25 g), particularmente se incubado por durações ligeiramente mais longas29. Na verdade, mesmo a 80 °C, os grãos de pólen podem estourar ou de outra forma ser danificados se deixados na mistura de acetálise por muito tempo. A temperatura e duração da incubação devem ser cuidadosamente determinadas para evitar destruir os grãos de pólen na amostra.
A coloração do pólen aumenta a definição e o contraste das características exina, facilitando a fotografia e identificação (Figura 7). Cinco gotas (de uma pipeta de transferência de plástico) de 1% Safranin O efetivamente manchado 0,25 g de pólen. No entanto, diferentes pólens mancham de forma diferente. Se os grãos de pólen estiverem manchados muito levemente ou muito fortemente, a identificação pode ser difícil. Quando possível, o volume da solução de manchas necessária para manchar adequadamente as espécies de pólen que se espera encontrar no estudo deve ser validado antes de iniciar o processamento das amostras experimentais. No entanto, se uma das amostras experimentais não estiver devidamente manchada, ela pode ser corrigida. Para clarear uma amostra de pólen que está manchada muito fortemente, enxágue a amostra com água e, em seguida, etanol. Se o pólen não estiver bem manchado o suficiente para ver características distintas, algumas gotas adicionais de mancha podem ser adicionadas. A mancha dessas amostras deve ser verificada antes de adicionar glicerina. Da mesma forma, alguma tentativa e erro podem ser necessários para determinar o volume ideal de glicerina para os resíduos de pólen. Quinze gotas de glicerina protegeram adequadamente as amostras neste estudo desde a secagem, ao mesmo tempo em que diluiram o resíduo de pólen até uma concentração ideal para identificação a jusante via microscopia leve. Outras quantidades de resíduo de pólen podem exigir mais ou menos glicerina para evitar a dessecação e facilitar a montagem.

A abelha ocidental (Apis mellifera L.) é uma importante polinizadora de muitas culturas agrícolas que dependem da polinização das abelhas1. Por mais de uma década, foram relatadas perdas significativas das colônias de abelhasem 2,3,4,5,6,7,8,9. Vários fatores , incluindo parasitas e doenças, má nutrição e pesticidas - foram implicados nestes declínios das colônias10. A má nutrição pode ser atribuída à intensificação agrícola e à perda do habitatforrageamento 11. É imprescindível compreender os recursos florais utilizados pelas abelhas em diferentes paisagens para melhorar a nutrição das abelhas e auxiliar nos esforços de conservação das abelhas. O pólen é a principal fonte de proteínas, lipídios, vitaminas e minerais para abelhas e tem sido usado em muitos estudos agrícolas e ecológicos para entender as preferências de forrageamento de abelhas em nível colônia, avaliar o impacto da captura de pólen nas colônias de abelhas de mel e determinar a exposição a pesticidas às abelhas 12,13,14.
Abelhas de mel recolhem pólen de flores, embalam pólen em pelotas em seu corbicula - uma cesta de pólen tibial em seu traseiro - e retornam à colônia para armazenamento. O pólen corbicular pode ser removido dos forasteiros capturando-os na entrada da colmeia ou nas flores, resfriando-os brevemente para imobilizá-los e, em seguida, removendo as pelotas de pólen de suas patas traseiras com fórceps. O processo trabalhoso de coleta manual de pólen corbicular de forasteiros capturados individualmente é lento e ineficiente se se requer uma quantidade considerável de pólen. Um método mais simples e eficiente de coletar grandes volumes de pólen é aprisionar pelotas de pólen corbicular de abelhas de mel nas entradas da colmeia. As armadilhas de pólen são projetadas para desalojar pólen corbicular das pernas dos intrusos de pólen que retornam quando entram na colmeia15. Os forasteiros devem espremer através de orifícios de malha que são dimensionados para permitir por pouco a passagem de um corpo trabalhador de abelhas.
À medida que a abelha passa por um desses buracos, as pelotas de pólen maiores são raspadas de suas pernas e caem em uma bandeja de coleta16. Estudos têm demonstrado que a captura de pólen estimula os forasteiros a coletar mais pólen, aumentando assim a eficiência da polinização das culturas circundantes e a vegetaçãoem 17,18,19,20. As metodologias de coleta de pólen também podem ser utilizadas para entender a forragem utilizada pelas abelhas na paisagem como o primeiro passo para determinar a quantidade, a qualidade e a taxa das espécies de plantas em floração. Metodologias eficazes de captura de pólen facilitam tanto a pesquisa de polinização quanto a nutrição de abelhas. Uma comparação desses métodos de coleta de pólen é ilustrada na Tabela 1. O comportamento de forrageamento de pólen mudará com base na necessidade da colônia de pólen armazenado em relação aos seus níveis populacionais de ovos e larvas21,22. Como essas mudanças incluem intensidade de coleta variada, a alta variação na quantidade de pólen é frequentemente esperada entre colônias no mesmo local e entre diferentes locais do mesmo sistema de cultivo ou tipo paisagem23,24. Aumentar o número de colônias e locais para capturar pólen ajudará a acomodar essa variação.
As armadilhas de pólen variam em eficiência25,26. O tamanho das pelotas de pólen coletadas pelas abelhas variam entre as espécies vegetais e pode mudar com base nos níveis de pólen na colônia 27,28. Isso representa o potencial para que pelotas de pólen menores sejam sub-representadas e pelotas maiores sejam superrepresentadas em amostras coletadas através de armadilhas de pólen. As abelhas adultas variam em tamanho corporal, o que também pode afetar a representação do pólen coletado nas armadilhas. Há também espécies vegetais que produzem predominantemente néctar que não serão detectadas se apenas avaliarem o pólen coletado em algumas paisagens. A eficiência da captura também é impactada pela deriva e desorientação do forasteiro, que é influenciada pelo tipo de armadilha de pólen e pela condição do equipamento colmeia. Este problema pode ser mitigado por meio da empregabilidade de técnicas especificadas neste artigo. Os pesquisadores podem considerar técnicas adicionais de pesquisa, como contar a visitação de flores por forasteiros, para complementar os resultados das preferências de forrageamento em nível de colônia. Um método útil para avaliar a diversidade de pólen é classificar pólen corbicular por cor. Embora as abelhas sejam forjas generalistas, elas também exibem fidelidade de flores, onde coletam pólen das mesmas espécies vegetais no mesmo local durante qualquer viagem de coleta. Com base nesse comportamento de forrageamento, supõe-se que qualquer pellet de pólen corbicular é predominantemente representada por uma única espécie vegetal 27,29,30,31. Assim, os cientistas podem descrever a diversidade de pólen classificando o pólen corbicular por cor de pelota e relatando o número total de cores detectadas ou a proporção do total representado por cada grupo de cores 12,32,33,34. Isso pode ser feito medindo a contagem de massa ou pelotas de cada grupo de cores. A medição da contagem de pelotas de cada grupo de cores é sugerida se há diferenças sistemáticas conhecidas ou suspeitas no peso das pelotas de diferentes taxas. Diferenças sistemáticas podem ser causadas pelo tamanho da pelota ou pela quantidade de néctar que os forasteiros adicionam ao pólen ao formar uma pelota.
A classificação de cores é um processo eficiente e simples, mas pode não ter precisão aceitável para alguns estudos de pesquisa de polinização, pois diferentes taxas de plantas podem ter cores de pelotas de pólen semelhantes35,36. Além disso, há um limite logístico para o número de grupos de cores distintas que pelotas de pólen podem ser separadas. Assim, a separação de cada pólen de imposto de plantas individual em seu próprio grupo de cores de pelotas distintas pode nem sempre ser possível em estudos de polinização. A caracterização morfológica dos grãos de pólen através da microscopia leve muitas vezes complementa a separação de cores das pelotas, distinguindo o pólen de dois ou mais taxas em pelotas do mesmo grupo de cor. Embora, é comum encontrar grãos de pólen de taxa múltipla em um dado grupo de cor de pelota de pólen, pelotas individuais de pólen coletadas por uma abelha de mel geralmente compreendem um imposto predominante, possivelmente com outras taxas em pequenas quantidades. Assim, é comum assumir fidelidade taxonômica em pelotas de pólen corbicular de abelhas de mel. Pelotas de pólen de outros polinizadores que não apresentam comportamento de fidelidade de flores, como abelhas, muitas vezes contêm muitas espécies de plantas e podem não possuir um taxon predominante. Nos casos em que são desejadas estimativas quantitativas de proporções tributárias em pelotas de pólen polifloral, métodos microscópicos que incluem acetrólise são adicionalmente necessários para a análise adequada.
Avaliar características morfológicas de grãos de pólen acetolisados é o método mais comum para identificação taxonômica16. O procedimento de acetrólise remove o protoplasma do grão de pólen para expor características diagnósticas que podem ser observadas sob microscopia leve37,38. Com esse método, os pesquisadores podem relatar taxas diferentes, frequência de taxa encontrada em sistemas específicos de cultivo e taxa predominante de cores depelotas 33,36. Acetolise é a melhor técnica analítica para revelar morfologia de pólen28. No entanto, alguns grãos de pólen acetolisados, como muitos tipos de Rosaceae, não podem ser identificados ao nível do gênero ou espécie através de acetolise e microscopia leve sozinho. Os pesquisadores consideram a microscopia eletrônica ou a metabarcos como métodos alternativos para alcançar a identificação do gênero ou nível de espécie. Esses métodos alternativos, no entanto, apenas fornecem identificação de taxon qualitativos e não conseguem estimar as proporções de diferentes taxas de grãos de pólen nas pelotas de pólen polifloral36,39. Além disso, a despesa e a expertise necessária são consideravelmente maiores para esses métodos. A comparação desses métodos de identificação é ilustrada na Tabela 1.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td>Métodos</td>
			<td>Hora</td>
			<td>Despesa</td>
			<td>Resolução</td>
			<td>Perícia</td>
		</tr><tr><td>Coleção de Pólen</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr><tr><td>Captura de pólen</td>
			<td>Baixo</td>
			<td>Moderado</td>
			<td>Variável</td>
			<td>Moderado</td>
		</tr><tr><td>Coleção de intrusos de pólen</td>
			<td>Alto</td>
			<td>Moderado</td>
			<td>Alto</td>
			<td>Baixo</td>
		</tr><tr><td>Identificação de pólen</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr><tr><td>Visual (somente classificação de cores)</td>
			<td>Moderado</td>
			<td>Baixo</td>
			<td>Baixo</td>
			<td>Baixo</td>
		</tr><tr><td>Acetolysis</td>
			<td>Moderado</td>
			<td>Moderado</td>
			<td>Moderado</td>
			<td>Moderado</td>
		</tr><tr><td>Microscopia eletrônica de varredura</td>
			<td>Alto</td>
			<td>Alto</td>
			<td>Alto</td>
			<td>Alto</td>
		</tr><tr><td>Metabarificação</td>
			<td>Variável</td>
			<td>Alto</td>
			<td>Alto</td>
			<td>Alto</td>
		</tr></tbody></table>
Tabela 1: Comparação de diferentes métodos de coleta e identificação de pólen com base no tempo, despesa, resolução e perícia. Os métodos visuais (somente classificação de cores) relatam o número total de cores detectadas ou a proporção do total representado por cada grupo de cor como métrica para determinar as fontes de pólen, mas não fornecem identificação de taxon.
As informações disponíveis sobre captura e triagem de grãos de pólen e acetolyzing são diversas e muitas vezes espalhadas por múltiplas fontes, variando para pesquisadores em diferentes campos. Este artigo oferece insights detalhados sobre diferentes tipos de armadilhas de pólen que podem ser usadas por pesquisadores e apicultores para coletar efetivamente grandes volumes de pólen corbicular. Também são fornecidos protocolos para preparação de amostras de pólen - por acetólise, coloração e montagem de slides - para identificação de taxas vegetais. As metodologias aqui detalhadas são abrangentes e servem como um recurso único para identificar espécies vegetais predominantes nas quais as abelhas forragem em uma determinada paisagem, particularmente em sistemas de cultivo. Foram apresentados achados baseados nesses métodos de um estudo anterior e documentam a diversidade de cores de pelotas de pólen e taxa vegetal a partir do pólen corbicular coletado pelas abelhas em cinco sistemas de cultivo14.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>#8 hardware cloth</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>2.7 mm aperture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 mL graduated cylinder</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1000 uL micropipette tips</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1250 mL filter micropipette tips</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>15 x 75 mm glass slides</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Thickness: 0.93 mm - 1.05 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2 mL microcentrifuge tubes</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>250 mL graduated Borosilicate glass beakers (x3)</td>
			<td>VWR</td>
			<td>10754-952</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50 mL graduated Borosilicate glass beakers (x6)</td>
			<td>VWR</td>
			<td>10754-946</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>95% EtOH</td>
			<td>Pharmco AAPER</td>
			<td>111000200DM55</td>
			<td>ACS/USP/Kosher grade</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Butyl vinyl gloves</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Centrifuge</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>1060 x g maximum speed; horizontal swing preferred</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chemical safety goggles</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Color guide</td>
			<td>Pantone</td>
			<td>SKU: GP1601A</td>
			<td>Solid coated</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Coverslip of 1 or 1.5</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Thickness: 0.13 mm - 0.19 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Distilled water</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fume hood</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glacial acetic acid</td>
			<td>BDH Chemicals</td>
			<td>BDH3092</td>
			<td>ACS grade</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass funnel</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glycerin</td>
			<td>Humco</td>
			<td>103196001_1</td>
			<td>USP grade, 99.5%, anhydrous</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hazardous waste containers</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hive tool</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hot block</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Must reach 80 degree C</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lab coat with long sleeves</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Latex or polyurethane foam</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nailpolish, clear</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nitrile gloves</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>P1000 pipette</td>
			<td>VWR</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petri dish</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic spoon</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Safranin</td>
			<td>Ward&#39;s Science</td>
			<td>470302-322</td>
			<td>Lab grade</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Smoker</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>For pollen trap installation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium bicarbonate</td>
			<td>EMD Millipore</td>
			<td>SX0320</td>
			<td>ACS grade, powder</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Squirt bottles (x2)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sulfuric acid</td>
			<td>EMD Millipore</td>
			<td>SX1244</td>
			<td>ACS grade</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sundance Bottom Mount Pollen Trap</td>
			<td>Betterbee Beekeeping Supply</td>
			<td>PTRAPB</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tape</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wooden stir sticks</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wooden tooth picks</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

collection and identification of pollen from honey bee colonies

Os pesquisadores frequentemente coletam e analisam pólen corbicular de abelhas de mel para identificar as fontes vegetais nas quais elas forragem para pólen ou para estimar a exposição de pesticidas de abelhas via pólen. Descrito aqui é um método eficaz de captura de pólen para coletar pólen corbicular de abelhas que retornam às suas colmeias. Este método de coleta resulta em grandes quantidades de pólen corbicular que podem ser usados para fins de pesquisa. As abelhas coletam pólen de muitas espécies vegetais, mas normalmente visitam uma espécie durante cada viagem de coleta. Portanto, cada pelota de pólen corbicular representa predominantemente uma espécie de planta, e cada pelota de pólen pode ser descrita por cor. Isso permite que a triagem de amostras de pólen corbicular por cor separe as fontes vegetais. Os pesquisadores podem ainda classificar o pólen corbicular analisando a morfologia dos grãos de pólen acetolisados para identificação taxonômica. Esses métodos são comumente utilizados em estudos relacionados a polinizadores como eficiência de polinização, dinâmica de forrageamento de polinizadores, qualidade da dieta e diversidade. Metodologias detalhadas são apresentadas para a coleta de pólen corbicular usando armadilhas de pólen, triagem de pólen por cor e grãos de pólen acetolyzing. Também são apresentados resultados relativos à frequência das cores de pelotas e taxa de pólen corbicular coletado de abelhas de mel em cinco diferentes sistemas de cultivo.

Um estudo anterior relatou a avaliação da diversidade de pólen coletado pelas abelhas nas seguintes culturas agrícolas: amêndoa, cereja, mirtilo highbush, cenoura híbrida e meadowfoam14. Utilizando os métodos descritos, foi coletado pólen corbicular, classificado por cor, e as fontes vegetais de cada grupo de cor de pelotização identificadas para avaliar a diversidade de pólen. Armadilhas de pólen de montagem inferior foram instaladas em colônias em vários locais para cada cultura (Figura 1A). A quantidade de pólen coletada em cada local foi suficiente para cumprir os requisitos de peso amostral dos métodos de triagem de cores e análise de acetálise. Cada amostra de coleta de pólen tinha múltiplos grupos de cores distinguíveis (Figura 2 e Figura 3). Em algumas amostras, os grupos de cores de pólen continham apenas 4-5 pelotas; no entanto, a maioria dos grupos tinha significativamente mais do que isso e, assim, serviu como seu próprio grupo de cores rotulado para acetólise (Figura 4 e Figura 5). Após acetolise (Figura 6), a microscopia luminosa de luz foi utilizada para identificar efetivamente cada grupo de cor à sua menor classificação taxonômica possível, confirmando as características morfológicas com as amostras de voucher coletadas da área ao redor de cada local de estudo (Figura 7). 
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62064/62064fig01.jpg"> Figura 1: Armadilhas de pólen instaladas em uma colônia de abelhas de mel para coletar pólen corbicular. (A) Armadilhas de suporte inferior colocadas acima da tábua inferior da colmeia e diretamente acima da caixa colmeia mais baixa. Outros estilos de armadilha de pólen incluem (B) suporte frontal e (C) armadilhas de montagem de entrada de buracos. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62064/62064fig01large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62064/62064fig02.jpg"> Figura 2: Mecanismo de trapping e bandeja de coleta de armadilha de pólen. Os forasteiros de pólen que retornam devem espremer através do mecanismo de captura de malha antes de atingir sua colmeia. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62064/62064fig02large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62064/62064fig03.jpg"> Figura 3: Bandeja de coleta de armadilha de pólen. Pólen corbicular é raspado das pernas de intrusos de pólen retornando pela armadilha de pólen e cai na bandeja de coleta. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62064/62064fig03large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62064/62064fig04.jpg"> Figura 4: Classificando uma amostra de pólen corbicular em grupos de cores. O pólen corbicular pode ser seco e pesado depois de classificado em grupos de cores para relatar proporções de diferentes pelotas de cor coletadas. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62064/62064fig04large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62064/62064fig05.jpg"> Figura 5: Quatro grupos de pelotas de pólen classificadas por cor usando o guia de cor Pantone. Os grupos de cores são rotulados como (A) cinza, Pantone 5855C, (B) marrom, Pantone 7557C, (C) amarelo, Pantone 458C e (D) marrom claro, Pantone 3547C. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62064/62064fig05large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62064/62064fig06.jpg"> Figura 6: Configuração do equipamento de acetólise dentro do capô da fumaça. O bloco de calor, reagentes, resíduos de solventes e recipientes de resíduos ácidos, bicos rotulados, pipeta, pontas de pipeta, bastões de agitação e tubos de microcentrifuuge situados dentro do capô de fumaça. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62064/62064fig06large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62064/62064fig07.jpg"> Figura 7: Micrografia de grãos de pólen manchados e acetolisados. Muitas facetas de mostarda acetolisada (Brassicaceae) grãos de pólen a 40x de ampliação. Barra de escala = 50.398 μm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62064/62064fig07large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
O pólen coletado nos locais de cultivo de amêndoas apresentou diversidade de pólen relativamente menor do que o pólen coletado de outras culturas, com uma média de 3,0 ± 0,5 cores de pelotas e 3,2 ± 1,2 taxa vegetal por local (Tabela 2)14. Os quatro sistemas de corte restantes apresentaram maiores níveis de diversidade de pólen, com média de 6,0 ± 2,0 cores de pelotas e 8,0 ± 1,5 taxa vegetal por local em cereja, 8,8 ± 1,4 cores de pelotas e 13,5 ± taxa vegetal por local em blueberry highbush, 7,0 ± 1,0 cores de pelotas e 11,0 ± 0,0 taxa de planta por local em cenoura híbrida, e 10,0 ± 0,0 cores de pelotas e 13,0 ± planta de 1,5 taxa por local na meadowfoam14.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td>Colheita</td>
			<td>Número médio de cores de pelotas de pólen/local (SE)</td>
			<td>Número médio de taxa/site de plantas (SE)</td>
			<td colspan="3">Taxa total identificada</td>
		</tr><tr><td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Família</td>
			<td>Gênero</td>
			<td>Espécie</td>
		</tr><tr><td>Amêndoa</td>
			<td>3.0 (0.5)</td>
			<td>3.2 (1.2)</td>
			<td>4</td>
			<td>3</td>
			<td>4</td>
		</tr><tr><td>Mirtilo</td>
			<td>8.8 (1.4)</td>
			<td>13.5 (2.0)</td>
			<td>5</td>
			<td>10</td>
			<td>13</td>
		</tr><tr><td>Cenoura</td>
			<td>7.0 (1.0)</td>
			<td>11.0 (0.0)</td>
			<td>3</td>
			<td>5</td>
			<td>6</td>
		</tr><tr><td>Cereja</td>
			<td>6.0 (2.0)</td>
			<td>8.0 (1.5)</td>
			<td>4</td>
			<td>7</td>
			<td>5</td>
		</tr><tr><td>Meadowfoam</td>
			<td>10.0 (0.0)</td>
			<td>13.0 (1.5)</td>
			<td>5</td>
			<td>4</td>
			<td>14</td>
		</tr></tbody></table>
Tabela 2: Diversidade de pólen corbicular coletado de abelhas de mel em cinco sistemas de cultivo. As métricas de diversidade incluem o número médio de cores de pelotas (± SE), o número médio de taxa vegetal (± SE) e a taxa total identificada. Esta tabela foi modificada a partir de14. Abreviação: SE = erro padrão.

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Collection and Identification of Pollen from Honey Bee Colonies

Descrevemos métodos para coleta de pólen corbicular de abelhas de mel, bem como protocolos para classificação de cores, acetólise e preparação de slides de microscópio de pólen para identificação taxonômica. Além disso, apresentamos a cor da pelota e a diversidade taxonômica do pólen corbicular coletados em cinco sistemas de cultivo usando armadilhas de pólen.

Coleta e Identificação de Pólen das Colônias de Abelhas

Researchers often collect and analyze corbicular pollen from honey bees to identify the plant sources on which they forage for pollen or to estimate ...

Três métodos são descritos neste protocolo: coleta de pólen corbicular usando armadilhas de pólen, triagem de pólen por cor e acetólise. Esses métodos são comumente utilizados em estudos relacionados a polinizadores, como eficiência de polinização, dinâmica de forrageamento de polinizadores e qualidade e diversidade da dieta. A captura de pólen é uma maneira fácil de coletar quantidades em massa de pólen de colônias de abelhas.A classificação de pelotas de pólen por cor é um método acessível para classificar pólen que requer baixa experiência, e a acetólise permite identificar o imposto da planta associado a cada cor de pelota. Demonstrando o procedimento estarão Ellen Topitzhofer, assistente de pesquisa do corpo docente, e Emily Carson, assistente de pesquisa de pós-graduação do meu laboratório. Para começar, determine quando capturar pólen do local apiário desejado e selecione as colônias de abelhas ideais para capturar pólen.Avalie a força da colônia contando os forasteiros que retornam à entrada da colônia por dois minutos e, em seguida, selecione colônias com o maior número total de forasteiros retornando. Selecione colmeias com madeiras que estão em boas condições, de preferência sem entradas extras e tampas deformadas. Use colônias com menos entradas alternativas, pois abelhas invasoras que retornam a essas colônias são mais propensas a reorientar para a entrada da armadilha.Selecione entradas de colmeia voltadas para o sul sempre que possível. Se as colmeias forem paletizadas, instale armadilhas de pólen em cada colônia que esteja na mesma direção em uma determinada paleta para evitar a deriva de forasteiros nas entradas de colmeias vizinhas. Se desejar, avalie o ninho de ninhadas da colônia inspecionando quadros para a presença de larvas e selecione colônias com quantidades relativamente grandes de larvas.Em seguida, instale armadilhas de pólen nas colônias de abelhas selecionadas. Para armadilhas de montagem frontal, conecte a armadilha na frente da entrada com grampos, parafusos e fita, ou conecte a armadilha a cabos de bungee enrolados ao redor da colmeia. Sele todas as outras entradas possíveis na colônia com um material não adesivo e moldável, como látex ou espuma de poliuretano ou um pano de hardware número oito para buracos de auger.Use fita adesiva para pequenas rachaduras. Se usar armadilhas de montagem frontal que estão em colmeias de nível terrestre, coloque uma barreira como um tapete de borracha entre a cesta de coleta e a grama para evitar danos causados pela umidade do orvalho. Acione o mecanismo de captura da armadilha de pólen 24 horas após a instalação e antes do início do voo de forrageamento do dia.Colete pólen corbicular particular da bandeja de coleta e coloque-o em sacos plásticos ou tubos de centrífugas, em seguida, armazene-o em um refrigerador com gelo. Use o scooper ou uma colher grande para colher 10 gramas de pólen como sub-amostra representativa. Remova todas as partes e detritos das abelhas da sub amostra e, em seguida, classifique cada pelota de pólen da sub-amostra de 10 gramas em um grupo de cores usando cor e textura de pólen para diferenciar entre grupos.Para garantir pelo menos 0,25 gramas de cada grupo de cores para degraus a jusante, coloque quaisquer pelotas que não sejam abundantes o suficiente para formar um grupo de cores de pelo menos 0,25 gramas em um grupo diverso. Nomeie cada grupo de cores individual usando o Guia de Cores Pantone. Pesar 0,25 gramas de pelotas de pólen de cada grupo colorido.Doe o EPI apropriado. Em seguida, adicione lentamente 500 microliters de ácido ácido glacial a cada tubo de microcentrifuuge contendo 0,25 gramas de pólen de grupo colorido. Enquanto inspeciona visualmente o tubo, mexa o pólen com um palito limpo por 10 a 15 segundos.Centrifugar a amostra por três minutos a 1.100 vezes G, depois decantar o sobrenante no béquer de resíduos ácidos. Para preparar a mistura de acetrólise, adicione 10,8 mililitros de ácido ácido glacial à mistura de acetrólise rotulada de béquer. Em seguida, adicione lentamente 1.200 microliters de ácido sulfúrico concentrado da solução de estoque.Adicione lentamente 1.000 microliters de mistura de acetrólise a cada tubo e mexa com um palito limpo por 10 a 15 segundos. Coloque as amostras em um bloco de calor pré-aquecido a 80 graus Celsius. Incubar os tubos por cinco minutos, mexendo cada tubo completamente com um palito limpo no meio da incubação.Após a incubação, adicione lentamente 500 microliters de ácido acético glacial a cada tubo e mexa com um palito limpo por 10 a 15 segundos. Centrifugar as amostras, em seguida, decantar o sobrenante de cada tubo para o béquer de resíduos ácidos. Enxágüe cada amostra três vezes com água adicionando 1.000 microliters de água destilada em cada tubo e mexendo com um palito limpo.Centrifugar as amostras e decantar o supernatante dos tubos no béquer de bicarbonato de sódio. Em seguida, repita as lavades de água mais duas vezes. Adicione 1.000 microliters de 95% de etanol do béquer de etanol a cada tubo e mexa com um palito limpo.Em seguida, centrifugar as amostras e decantar o sobrenante dos tubos para o béquer de resíduos de etanol. Misture a solução de calção de manchas safranin-O e adicione de 5 a 10 gotas a cada tubo. Mexa com um palito de dente por 10 a 15 segundos e deixe o palito no tubo.Adicione 1.000 microliters de 95% de etanol do béquer de etanol a cada tubo e mexa. Depois de centrifugar as amostras, decantar o supernante no béquer de resíduos de etanol. Adicione 10 a 15 gotas de glicerina em cada tubo e mexa o conteúdo por 10 a 15 segundos.Deixe os tubos abertos no capô da fumaça para evaporar o etanol por pelo menos duas horas em temperatura ambiente. Slides de microscópio de etiqueta para identificação de pólen. Remova uma gota de resíduo de pólen de um tubo e coloque-a no centro de seu slide de microscópio rotulado, permitindo que a gota se espalhe ligeiramente.Coloque uma tampa limpa sobre a gota no slide e sele o deslizamento da tampa para o slide com esmalte transparente. Utilizando os métodos descritos, foi coletado pólen corbicular, classificado por cor, e as fontes vegetais de cada grupo de cor de pelotização foram identificadas para avaliar a diversidade de pólen. Cada amostra de coleta de pólen tinha múltiplos grupos de cores distinguíveis.Em algumas amostras, os grupos de cores de pólen continham apenas quatro a cinco pelotas. No entanto, a maioria dos grupos tinha significativamente mais, e serviu como seu próprio grupo de cores rotulado para acetolise. Após acetolise, a microscopia de luz de campo brilhante foi usada para identificar efetivamente cada grupo de cor para sua classificação taxonômica mais baixa possível, confirmando as características morfológicas com as amostras de voucher coletadas da área ao redor de cada local de estudo.O pólen coletado em locais de cultivo de amêndoas apresentou diversidade de pólen relativamente menor do que o pólen coletado de outras culturas, com uma média de três cores de pelotas em 3,2 taxas vegetais por local O pólen classificado pode ser testado para pesticidas para elucidar os agrotóxicos encontrados em plantas forrageiras de abelhas, ou analisado para composição química para determinar seu valor nutricional às abelhas. Os resultados desta pesquisa forneceram insights valiosos sobre a diversidade de espécies observadas no pólen coletado pelas colônias, destacando a diversidade substancialmente baixa de pólen coletada nos sistemas de cultivo de amêndoas.

Research

JoVE Journal

Biology

Purifying Plasmid DNA from Bacterial Colonies Using the Qiagen Miniprep Kit

Purificação de DNA plasmidial colônias bacterianas Usando o Kit Qiagen Miniprep

Plasmid DNA purification from E. coli is a core technique for molecular cloning. Small scale purification (miniprep) from less than 5 ml of bacterial ...

Biologia

In vivo Ca2+- Imaging of Mushroom Body Neurons During Olfactory Learning in the Honey Bee

In vivo Ca2+- Imaging of Mushroom Body Neurons During Olfactory Learning in the Honey Bee

In vivo Ca 2 + - Imagem de Neurônios Corpo Mushroom durante o aprendizado olfativo no Honey Bee

The in vivo and semi-in vivo preparation for Calcium imaging has been developed in our lab by Joerges, K&uuml;ttner and Galizia over ten years ago, to ...

Selecting and Isolating Colonies of Human Induced Pluripotent Stem Cells Reprogrammed from Adult Fibroblasts

Seleção e isolamento de colônias de células-tronco pluripotentes induzidas a partir de fibroblastos adultos reprogramado

Herein we present a protocol of reprogramming human adult fibroblasts into human induced pluripotent stem cells (hiPSC) using retroviral vectors encoding ...

Obtaining Specimens with Slowed, Accelerated and Reversed Aging in the Honey Bee Model

Obtenção de amostras com retardado, acelerado e invertida Envelhecimento no Modelo Bee Mel

Societies of highly social animals feature vast lifespan differences between closely related individuals. Among social insects, the honey bee is the best ...

Methods for Comparing Nutrients in Beebread Made by Africanized and European Honey Bees and the Effects on Hemolymph Protein Titers

Métodos para comparar Nutrientes na beebread Feito por africanizadas e mel europeu abelhas e os efeitos sobre Títulos Hemolinfa Proteína

Honey bees obtain nutrients from pollen they collect and store in the hive as beebread. We developed methods to control the pollen source that bees ...

Dissection and Observation of Honey Bee Dorsal Vessel for Studies of Cardiac Function

Dissecção e Observação de Honey Bee Dorsal navio de Estudos da função cardíaca

The European honey bee, Apis mellifera L., is a valuable agricultural and commercial resource noted for producing honey and providing crop pollination ...

Monitoring Colony-level Effects of Sublethal Pesticide Exposure on Honey Bees

Monitoramento de nível de colônia os efeitos da exposição de pesticidas subletais em mel de abelhas

The effects of sublethal pesticide exposure to honey bee colonies may be significant but difficult to detect in the field using standard visual assessment ...

A 3D Printed Pollen Trap for Bumble Bee (Bombus) Hive Entrances

A 3D Printed Pollen Trap for Bumble Bee Bombus Hive Entrances

Uma armadilha de pólen impresso em 3D para entradas de colmeias de abelhas bumble(Bombus)

To verify the plant sources from which bumble bees forage for pollen, individuals must be collected to remove their corbicular pollen loads for analysis.  ...

Assessing Agrochemical Risk to Mated Honey Bee Queens

Avaliando o risco agroquímico para rainhas de abelhas de mel acasaladas

Current risk assessment strategies for honey bees rely heavily upon laboratory tests performed on adult or immature worker bees, but these methods may not ...

An Improved Method to Measure Pollen Hydration Profiles in Arabidopsis thaliana

A High-Resolution, Single-Grain, In Vivo Pollen Hydration Bioassay for Arabidopsis thaliana

A High-Resolution, Single-Grain, In Vivo Pollen Hydration Bioassay for Arabidopsis thaliana (Video) | JoVE 

Bioensaio de Hidratação Polínica In Vivo de Grão Único de Alta Resolução para Arabidopsis thaliana

Sexual reproduction in flowering plants requires initial interaction between the pollen grain and the stigmatic surface, where a molecular dialog is ...