Name: collection and identification of pollen from honey bee colonies
Uploaded: 2021-01-19T14:00:00
Duration: 8 min 11 s
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Gretchen Jones (USDA-ARS, APMRU, College Station, TX) por ayudar con la clasificación de colores y el análisis de acetólisis. Esta investigación fue apoyada por fondos de investigación proporcionados a R.R.S. por la Asociación de Apicultores del Estado de Oregón.

Los autores no tienen nada que revelar.

La abeja melífera occidental (Apis mellifera L.) es un polinizador importante de muchos cultivos agrícolas que dependen de la polinización de las abejas1. Durante más de una década, se han reportado pérdidas significativas de colonias de abejas melíferas 2,3,4,5,6,7,8,9. Varios factores, incluidos parásitos y enfermedades, mala nutrición y pesticidas, han sido implicados en estas disminuciones de colonias10. La mala nutrición puede atribuirse a la intensificación agrícola y a la pérdida del hábitat de forrajeo11. Es imperativo comprender los recursos florales utilizados por las abejas en diferentes paisajes para mejorar la nutrición de las abejas y ayudar en los esfuerzos de conservación de las abejas. El polen es la principal fuente de proteínas, lípidos, vitaminas y minerales para las abejas y se ha utilizado en muchos estudios agrícolas y ecológicos para comprender las preferencias de alimentación a nivel de colonia de las abejas melíferas, evaluar el impacto de la captura de polen en las colonias de abejas melíferas y determinar la exposición a pesticidas para las abejas12,13,14.
Las abejas recolectan polen de las flores, empacan el polen en pellets en su corbicula, una canasta de polen tibial en su pata trasera, y regresan a la colonia para su almacenamiento. El polen corbicular se puede eliminar de los recolectores capturándolos en la entrada de la colmena o en las flores, enfriándolos brevemente para inmovilizarlos y luego retirando los gránulos de polen de sus patas traseras con fórceps. El laborioso proceso de recolección manual de polen corbicular de recolectores capturados individualmente es lento e ineficiente si se requiere una cantidad considerable de polen. Un método más simple y eficiente para recolectar grandes volúmenes de polen es atrapar gránulos de polen corbicular de las abejas melíferas en las entradas de las colmenas. Las trampas de polen están diseñadas para desalojar el polen corbicular de las patas de los recolectores de polen que regresan cuando entran en la colmena15. Los recolectores deben pasar a través de agujeros de malla que están dimensionados para permitir el paso estrecho de un cuerpo de obrera de abejas melíferas.
A medida que la abeja melífera pasa a través de uno de estos agujeros, los gránulos de polen más grandes se raspan de sus patas y caen en una bandeja de recolección16. Los estudios han demostrado que la captura de polen estimula a los recolectores a recolectar más polen, aumentando así la eficiencia de polinización de los cultivos y la vegetación circundantes17,18,19,20. Las metodologías de recolección de polen también se pueden utilizar para comprender el forraje utilizado por las abejas melíferas en el paisaje como el primer paso para determinar la cantidad, calidad y taxones de especies de plantas con flores. Las metodologías eficaces de captura de polen facilitan tanto la polinización como la investigación nutricional de las abejas melíferas. Una comparación de estos métodos de recolección de polen se ilustra en la Tabla 1. El comportamiento de búsqueda de polen cambiará en función de la necesidad de la colonia de polen almacenado en relación con sus niveles de población de huevos y larvas21,22. Como estos cambios incluyen una intensidad de recolección variable, a menudo se espera una alta variación en la cantidad de polen entre colonias en el mismo lugar y entre diferentes lugares del mismo sistema de cultivo o tipo de paisaje23,24. Aumentar el número de colonias y lugares para atrapar el polen ayudará a acomodar esta variación.
Las trampas de polen varían en eficiencia25,26. El tamaño de los pellets de polen recolectados por las abejas melíferas varía entre las especies de plantas y puede cambiar según los niveles de polen almacenados en la colonia27,28. Esto plantea la posibilidad de que los gránulos de polen más pequeños estén subrepresentados y los gránulos más grandes estén sobrerrepresentados en muestras recolectadas a través de trampas de polen. Las abejas adultas varían en tamaño corporal, lo que también puede afectar la representación del polen recolectado en las trampas. También hay especies de plantas que producen predominantemente néctar que no se detectará si solo se evalúa el polen recolectado en algunos paisajes. La eficiencia de la captura también se ve afectada por la deriva y la desorientación del forrajero, que está influenciada por el tipo de trampa de polen y la condición del equipo de la colmena. Este problema puede mitigarse empleando las técnicas especificadas en este documento. Los investigadores pueden considerar técnicas de investigación adicionales, como contar las visitas de flores por parte de los recolectores, para complementar los resultados de las preferencias de forrajeo a nivel de colonia. Un método útil para evaluar la diversidad de polen es clasificar el polen corbicular por color. Aunque las abejas melíferas son recolectoras generalistas, también exhiben fidelidad floral, donde recolectan polen de la misma especie de planta en el mismo lugar durante cualquier viaje de recolección. Con base en este comportamiento de forrajeo, se supone que cualquier pellet de polen corbicular dado está representado predominantemente por una sola especie de planta 27,29,30,31. Por lo tanto, los científicos pueden describir la diversidad de polen clasificando el polen corbicular por color de pellet e informando el número total de colores detectados o la proporción del total representado por cada grupo de color 12,32,33,34. Esto se puede lograr midiendo la masa o el recuento de pellets de cada grupo de color. Se sugiere medir el recuento de pellets de cada grupo de color si existen diferencias sistemáticas conocidas o sospechadas en el peso de los pellets de diferentes taxones. Las diferencias sistemáticas podrían ser causadas por el tamaño del pellet o la cantidad de néctar que los recolectores agregan al polen al formar un pellet.
La clasificación de colores es un proceso simple y eficiente en el tiempo, pero puede no tener una precisión aceptable para algunos estudios de investigación de polinización porque diferentes taxones de plantas pueden tener colores similares de pellets de polen35,36. Además, existe un límite logístico para el número de grupos de colores distintos en los que se pueden separar los gránulos de polen. Por lo tanto, la separación del polen de cada taxón de planta individual en su propio grupo de color de pellets puede no ser siempre posible en los estudios de polinización. La caracterización morfológica de los granos de polen mediante microscopía óptica a menudo complementa la separación del color de los gránulos al distinguir el polen de dos o más taxones en gránulos del mismo grupo de color. Aunque es común encontrar granos de polen de múltiples taxones en un grupo de color de pellets de polen dado, los pellets de polen individuales recolectados por una abeja melífera generalmente comprenden un taxón predominante, posiblemente con otros taxones en cantidades menores. Por lo tanto, es común asumir la fidelidad taxonómica en pellets de polen corbicular de abejas melíferas. Los gránulos de polen de otros polinizadores que no exhiben un comportamiento de fidelidad floral, como los abejorros, a menudo contienen muchas especies de plantas y pueden no poseer un taxón predominante. En los casos en que se desean estimaciones cuantitativas de las proporciones de taxones en pellets de polen polifloral, se requieren métodos microscópicos que incluyen acetólisis para un análisis adecuado.
La evaluación de las características morfológicas de los granos de polen acetolizados es el método más común para la identificación taxonómica16. El procedimiento de acetólisis elimina el protoplasma del grano de polen para exponer características diagnósticas que pueden ser observadas bajo microscopía óptica37,38. Usando este método, los investigadores pueden reportar diferentes taxones, frecuencia de taxones encontrados en sistemas de cultivo específicos y taxones predominantes de colores de pellets33,36. La acetólisis es la mejor técnica analítica para revelar la morfología del polen28. Sin embargo, algunos granos de polen acetolizados, como muchos tipos de Rosaceae, no se pueden identificar a nivel de género o especie a través de la acetólisis y la microscopía óptica solamente. Los investigadores consideran la microscopía electrónica de barrido o el metabarcoding como métodos alternativos para lograr la identificación a nivel de género o especie. Estos métodos alternativos, sin embargo, sólo proporcionan identificación cualitativa de taxones y no logran estimar las proporciones de diferentes taxones de granos de polen en pellets de polen polifloral36,39. Además, el gasto y la experiencia necesaria son considerablemente mayores para estos métodos. Una comparación de estos métodos de identificación se ilustra en la Tabla 1.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td>Métodos</td>
			<td>Hora</td>
			<td>Gasto</td>
			<td>Resolución</td>
			<td>Pericia</td>
		</tr><tr><td>Recolección de polen</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr><tr><td>Captura de polen</td>
			<td>Bajo</td>
			<td>Moderado</td>
			<td>Variable</td>
			<td>Moderado</td>
		</tr><tr><td>Recolección de forrajeros de polen</td>
			<td>Alto</td>
			<td>Moderado</td>
			<td>Alto</td>
			<td>Bajo</td>
		</tr><tr><td>Identificación del polen</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr><tr><td>Visual (solo clasificación por color)</td>
			<td>Moderado</td>
			<td>Bajo</td>
			<td>Bajo</td>
			<td>Bajo</td>
		</tr><tr><td>Acetólisis</td>
			<td>Moderado</td>
			<td>Moderado</td>
			<td>Moderado</td>
			<td>Moderado</td>
		</tr><tr><td>Microscopía electrónica de barrido</td>
			<td>Alto</td>
			<td>Alto</td>
			<td>Alto</td>
			<td>Alto</td>
		</tr><tr><td>Metabarcoding</td>
			<td>Variable</td>
			<td>Alto</td>
			<td>Alto</td>
			<td>Alto</td>
		</tr></tbody></table>
Tabla 1: Comparación de diferentes métodos de recolección e identificación de polen basados en tiempo, gasto, resolución y experiencia. Los métodos visuales (solo clasificación por colores) informan el número total de colores detectados o la proporción del total representado por cada grupo de colores como una métrica para determinar las fuentes de polen, pero no proporcionan identificación de taxones.
La información disponible sobre la captura y clasificación del polen y la acetolización de los granos de polen es diversa y a menudo se distribuye a través de múltiples fuentes, que varían para los investigadores en diferentes campos. Este documento ofrece información detallada sobre los diferentes tipos de trampas de polen que pueden ser utilizadas tanto por investigadores como por apicultores para recolectar de manera efectiva grandes volúmenes de polen corbicular. También se proporcionan protocolos para preparar muestras de polen, por acetólisis, tinción y montaje de portaobjetos, para la identificación de taxones de plantas. Las metodologías detalladas aquí son exhaustivas y sirven como un recurso único para identificar especies de plantas predominantes en las que las abejas melíferas se alimentan en un paisaje determinado, particularmente en los sistemas de cultivo. Se han presentado hallazgos basados en estos métodos de un estudio previo que documentan la diversidad de colores de pellets de polen y taxones de plantas a partir del polen corbicular recolectado por las abejas melíferas en cinco sistemas de cultivo14.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>#8 hardware cloth</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>2.7 mm aperture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 mL graduated cylinder</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1000 uL micropipette tips</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1250 mL filter micropipette tips</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>15 x 75 mm glass slides</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Thickness: 0.93 mm - 1.05 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2 mL microcentrifuge tubes</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>250 mL graduated Borosilicate glass beakers (x3)</td>
			<td>VWR</td>
			<td>10754-952</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50 mL graduated Borosilicate glass beakers (x6)</td>
			<td>VWR</td>
			<td>10754-946</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>95% EtOH</td>
			<td>Pharmco AAPER</td>
			<td>111000200DM55</td>
			<td>ACS/USP/Kosher grade</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Butyl vinyl gloves</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Centrifuge</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>1060 x g maximum speed; horizontal swing preferred</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chemical safety goggles</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Color guide</td>
			<td>Pantone</td>
			<td>SKU: GP1601A</td>
			<td>Solid coated</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Coverslip of 1 or 1.5</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Thickness: 0.13 mm - 0.19 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Distilled water</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fume hood</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glacial acetic acid</td>
			<td>BDH Chemicals</td>
			<td>BDH3092</td>
			<td>ACS grade</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass funnel</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glycerin</td>
			<td>Humco</td>
			<td>103196001_1</td>
			<td>USP grade, 99.5%, anhydrous</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hazardous waste containers</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hive tool</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hot block</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Must reach 80 degree C</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lab coat with long sleeves</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Latex or polyurethane foam</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nailpolish, clear</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nitrile gloves</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>P1000 pipette</td>
			<td>VWR</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petri dish</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic spoon</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Safranin</td>
			<td>Ward&#39;s Science</td>
			<td>470302-322</td>
			<td>Lab grade</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Smoker</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>For pollen trap installation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium bicarbonate</td>
			<td>EMD Millipore</td>
			<td>SX0320</td>
			<td>ACS grade, powder</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Squirt bottles (x2)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sulfuric acid</td>
			<td>EMD Millipore</td>
			<td>SX1244</td>
			<td>ACS grade</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sundance Bottom Mount Pollen Trap</td>
			<td>Betterbee Beekeeping Supply</td>
			<td>PTRAPB</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tape</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wooden stir sticks</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wooden tooth picks</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

collection and identification of pollen from honey bee colonies

Los investigadores a menudo recolectan y analizan el polen corbicular de las abejas melíferas para identificar las fuentes vegetales en las que buscan polen o para estimar la exposición a pesticidas de las abejas a través del polen. Aquí se describe un método eficaz de captura de polen para recolectar polen corbicular de las abejas melíferas que regresan a sus colmenas. Este método de recolección da como resultado grandes cantidades de polen corbicular que se pueden utilizar con fines de investigación. Las abejas recolectan polen de muchas especies de plantas, pero generalmente visitan una especie durante cada viaje de recolección. Por lo tanto, cada pellet de polen corbicular representa predominantemente una especie de planta, y cada pellet de polen se puede describir por color. Esto permite la clasificación de muestras de polen corbicular por color para segregar las fuentes vegetales. Los investigadores pueden clasificar aún más el polen corbicular analizando la morfología de los granos de polen acetolizados para la identificación taxonómica. Estos métodos se usan comúnmente en estudios relacionados con los polinizadores, como la eficiencia de la polinización, la dinámica de forrajeo de los polinizadores, la calidad de la dieta y la diversidad. Se presentan metodologías detalladas para recolectar polen corbicular utilizando trampas de polen, clasificar el polen por color y acetolizar granos de polen. También se presentan resultados relacionados con la frecuencia de colores de pellets y taxones de polen corbicular recolectado de abejas melíferas en cinco sistemas de cultivo diferentes.

Un estudio previo informó la evaluación de la diversidad de polen recolectado por las abejas melíferas en los siguientes cultivos agrícolas: almendra, cereza, arándano highbush, zanahoria híbrida y espuma de pradera14. Utilizando los métodos descritos, se recolectó polen corbicular, se clasificó por color y se identificaron las fuentes vegetales de cada grupo de color de pellets para evaluar la diversidad de polen. Se instalaron trampas de polen de montaje inferior en colonias en múltiples sitios para cada cultivo (Figura 1A). La cantidad de polen recolectado de cada sitio fue suficiente para cumplir con los requisitos de peso de la muestra de los métodos de clasificación de color y análisis de acetólisis. Cada muestra de recolección de polen tenía múltiples grupos de colores distinguibles (Figura 2 y Figura 3). En algunas muestras, los grupos de color del polen contenían tan solo 4-5 pellets; sin embargo, la mayoría de los grupos tenían significativamente más que eso y, por lo tanto, sirvieron como su propio grupo de color etiquetado para la acetólisis (Figura 4 y Figura 5). Después de la acetólisis (Figura 6), se utilizó microscopía óptica de campo claro para identificar eficazmente cada grupo de colores en su rango taxonómico más bajo posible al confirmar las características morfológicas con las de los especímenes de vales recolectados en el área que rodea cada sitio de estudio (Figura 7). 
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62064/62064fig01.jpg"> Figura 1: Trampas de polen instaladas en una colonia de abejas melíferas para recolectar polen corbicular . (A) Trampas de montaje inferior colocadas sobre el tablero inferior de la colmena y directamente encima de la caja de la colmena más baja. Otros estilos de trampas de polen incluyen (B) trampas de montaje frontal y (C) trampas de montaje de entrada de barreno. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62064/62064fig01large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62064/62064fig02.jpg"> Figura 2: Mecanismo de captura y bandeja de recogida de trampa de polen. Los recolectores de polen que regresan deben pasar por el mecanismo de captura de malla antes de llegar a su colmena. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62064/62064fig02large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62064/62064fig03.jpg"> Figura 3: Bandeja de recogida de trampa de polen. El polen corbicular es raspado de las patas de los recolectores de polen que regresan por la trampa de polen y cae en la bandeja de recolección. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62064/62064fig03large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62064/62064fig04.jpg"> Figura 4: Clasificación de una muestra de polen corbicular en grupos de color. El polen corbicular se puede secar y pesar después de clasificarlo en grupos de color para informar proporciones de pellets de diferentes colores recolectados. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62064/62064fig04large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62064/62064fig05.jpg"> Figura 5: Cuatro grupos de gránulos de polen ordenados por color utilizando la guía de colores Pantone. Los grupos de color están etiquetados como (A) gris, Pantone 5855C, (B) marrón, Pantone 7557C, (C) amarillo, Pantone 458C y (D) marrón claro, Pantone 3547C. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62064/62064fig05large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62064/62064fig06.jpg"> Figura 6: Configuración del equipo de acetólisis dentro de la campana extractora. El bloque de calor, los reactivos, los residuos de disolventes y los contenedores de residuos ácidos, los vasos de precipitados etiquetados, la pipeta, las puntas de pipeta, las varillas de agitación y los tubos de microcentrífuga situados dentro de la campana extractora. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62064/62064fig06large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62064/62064fig07.jpg"> Figura 7: Micrografía de granos de polen teñidos y acetolizados. Muchas facetas de granos de polen de mostaza acetolizada (Brassicaceae) con un aumento de 40x. Barra de escala = 50.398 μm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62064/62064fig07large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
El polen recolectado de los cultivos de almendros tuvo una diversidad de polen relativamente menor que el polen recolectado de otros cultivos, con un promedio de 3,0 ± 0,5 colores de pellets y 3,2 ± 1,2 taxones de plantas por sitio (Tabla 2)14. Los cuatro sistemas de cultivo restantes tuvieron niveles más altos de diversidad de polen con un promedio de 6.0 ± 2.0 colores de pellets y 8.0 ± 1.5 taxones de plantas por sitio en cerezo, 8.8 ± 1.4 colores de pellets y 13.5 ± 2.0 taxones de plantas por sitio en arándanos de arbusto alto, 7.0 ± 1.0 colores de pellets y 11.0 ± 0.0 taxones de plantas por sitio en zanahoria híbrida, y 10.0 ± 0.0 colores de pellets y 13.0 ± 1.5 taxones de plantas por sitio en meadowfoam14.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td>Cosecha</td>
			<td>Número medio de colores/sitio de pellets de polen (SE)</td>
			<td>Número medio de taxones/sitio de plantas (SE)</td>
			<td colspan="3">Total de taxones identificados</td>
		</tr><tr><td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Familia</td>
			<td>Género</td>
			<td>Especie</td>
		</tr><tr><td>Almendra</td>
			<td>3.0 (0.5)</td>
			<td>3.2 (1.2)</td>
			<td>4</td>
			<td>3</td>
			<td>4</td>
		</tr><tr><td>Arándano</td>
			<td>8.8 (1.4)</td>
			<td>13.5 (2.0)</td>
			<td>5</td>
			<td>10</td>
			<td>13</td>
		</tr><tr><td>Zanahoria</td>
			<td>7.0 (1.0)</td>
			<td>11.0 (0.0)</td>
			<td>3</td>
			<td>5</td>
			<td>6</td>
		</tr><tr><td>Cereza</td>
			<td>6.0 (2.0)</td>
			<td>8.0 (1.5)</td>
			<td>4</td>
			<td>7</td>
			<td>5</td>
		</tr><tr><td>Espuma de pradera</td>
			<td>10.0 (0.0)</td>
			<td>13.0 (1.5)</td>
			<td>5</td>
			<td>4</td>
			<td>14</td>
		</tr></tbody></table>
Tabla 2: Diversidad de polen corbicular recolectado de abejas melíferas en cinco sistemas de cultivo. Las métricas de diversidad incluyen el número medio de colores de pellets (± SE), el número medio de taxones de plantas (± SE) y el total de taxones identificados. Esta tabla ha sido modificada de14. Abreviatura: SE = error estándar.

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Collection and Identification of Pollen from Honey Bee Colonies

Describimos métodos para recolectar polen corbicular de abejas melíferas, así como protocolos para la clasificación de colores, acetólisis y preparación de portaobjetos de polígono para la identificación taxonómica. Además, presentamos el color de los pellets y la diversidad taxonómica del polen corbicular recolectado de cinco sistemas de cultivo utilizando trampas de polen.

Recolección e identificación de polen de colonias de abejas melíferas

Researchers often collect and analyze corbicular pollen from honey bees to identify the plant sources on which they forage for pollen or to estimate ...

En este protocolo se describen tres métodos: recolectar polen corbicular usando trampas de polen, clasificar el polen por color y acetólisis. Estos métodos se usan comúnmente en estudios relacionados con los polinizadores, como la eficiencia de la polinización, la dinámica de forrajeo de los polinizadores y la calidad y diversidad de la dieta. La captura de polen es una manera fácil de recolectar cantidades masivas de polen de las colonias de abejas.La clasificación de los gránulos de polen por color es un método asequible para clasificar el polen que requiere poca experiencia, y la acetólisis permite identificar el taxón de la planta asociado con cada color de pellet. Demostrando el procedimiento estarán Ellen Topitzhofer, asistente de investigación de la facultad, y Emily Carson, asistente de investigación graduada de mi laboratorio. Para comenzar, determine cuándo atrapar el polen de la ubicación deseada del colmenar y seleccione las colonias óptimas de abejas melíferas para atrapar el polen.Evalúe la fuerza de la colonia contando a los recolectores que regresan a la entrada de la colonia durante dos minutos y luego seleccione las colonias con el mayor número total de recolectores que regresan. Seleccione colmenas con artículos de madera que estén en buenas condiciones, preferiblemente sin entradas adicionales y tapas deformadas. Use colonias con menos entradas alternativas, ya que las abejas recolectoras que regresan a tales colonias tienen más probabilidades de reorientarse hacia la entrada de la trampa.Seleccione entradas de colmenas orientadas al sur siempre que sea posible. Si las colmenas están paletizadas, instale trampas de polen en cada colonia que mire en la misma dirección en una plataforma dada para evitar la deriva de los recolectores hacia las entradas de la colmena vecina. Si lo desea, evalúe el nido de cría de la colonia inspeccionando los marcos para detectar la presencia de larvas y seleccione colonias con cantidades relativamente grandes de larvas.A continuación, instale trampas de polen en las colonias de abejas seleccionadas. Para trampas de montaje frontal, fije la trampa frente a la entrada con grapas, tornillos y cinta adhesiva, o conecte la trampa a cuerdas elásticas envueltas alrededor de la colmena. Selle todas las demás entradas posibles a la colonia con un material no adhesivo y moldeable, como espuma de látex o poliuretano o una tela de hardware número ocho para agujeros de barrena.Use cinta adhesiva para pequeñas grietas. Si usa trampas de montaje frontal que se encuentran en colmenas a nivel del suelo, coloque una barrera como una estera de goma entre la canasta de recolección y el césped para evitar daños por humedad del rocío. Activar el mecanismo de captura de la trampa de polen 24 horas después de la instalación y antes de que comience el vuelo de forrajeo del día.Recoja el polen corbicular particular de la bandeja de recolección y colóquelo en bolsas de plástico o tubos de centrífuga, luego guárdelo en una hielera con hielo. Use la cuchara o una cuchara grande para sacar 10 gramos de polen como una submuestra representativa. Retire todas las partes y desechos de abejas de la submuestra, luego clasifique cada pellet de polen de la submuestra de 10 gramos en un grupo de colores utilizando tanto el color como la textura del polen para diferenciar entre grupos.Para asegurar al menos 0.25 gramos de cada grupo de color para los pasos posteriores, coloque cualquier gránulo que no sea lo suficientemente abundante como para formar un grupo de color de al menos 0.25 gramos en un grupo misceláneo. Asigne un nombre a cada grupo de colores individual mediante la Guía de colores Pantone. Pese 0,25 gramos de gránulos de polen de cada grupo de color.Póngase el EPP apropiado. Luego, agregue lentamente 500 microlitros de ácido ácido glacial a cada tubo de microcentrífuga que contenga 0.25 gramos de polen del grupo de color. Mientras inspecciona visualmente el tubo, revuelva el polen con un palillo limpio durante 10 a 15 segundos.Centrifugar la muestra durante tres minutos a 1, 100 veces G, luego decantar el sobrenadante en el vaso de precipitados de residuos ácidos. Para preparar la mezcla de acetólisis, agregue 10.8 mililitros de ácido glacial a la mezcla de acetólisis etiquetada como vaso de precipitados. Luego, agregue lentamente 1, 200 microlitros de ácido sulfúrico concentrado de la solución estándar.Agregue lentamente 1, 000 microlitros de mezcla de acetólisis a cada tubo y revuelva con un palillo limpio durante 10 a 15 segundos. Coloque las muestras en un bloque de calor precalentado a 80 grados centígrados. Incubar los tubos durante cinco minutos, agitando cada tubo a fondo con un palillo limpio a mitad de la incubación.Después de la incubación, agregue lentamente 500 microlitros de ácido acético glacial a cada tubo y revuelva con un palillo limpio durante 10 a 15 segundos. Centrifugar las muestras, luego decantar el sobrenadante de cada tubo en el vaso de precipitados de residuos ácidos. Enjuague cada muestra tres veces con agua agregando 1, 000 microlitros de agua destilada a cada tubo y revolviendo con un palillo de dientes limpio.Centrifugar las muestras y decantar el sobrenadante de los tubos en el vaso de precipitados de bicarbonato de sodio. Luego, repita los enjuagues con agua dos veces más. Agregue 1, 000 microlitros de etanol al 95% del vaso de precipitados de etanol a cada tubo y revuelva con un palillo de dientes limpio.Luego, centrifugar las muestras y decantar el sobrenadante de los tubos en el vaso de precipitados de desecho de etanol. Mezcle la solución madre de tinción de safranina-O y agregue de 5 a 10 gotas a cada tubo. Revuelva con un palillo de dientes durante 10 a 15 segundos y deje el palillo en el tubo.Agregue 1, 000 microlitros de etanol al 95% del vaso de precipitados de etanol a cada tubo y revuelva. Después de centrifugar las muestras, decantar el sobrenadante en el vaso de precipitados de residuos de etanol. Agregue de 10 a 15 gotas de glicerina a cada tubo y revuelva el contenido durante 10 a 15 segundos.Deje los tubos abiertos en la campana extractora para evaporar el etanol durante al menos dos horas a temperatura ambiente. Portaobjetos de microscopio de etiqueta para la identificación del polen. Retire una gota de residuos de polen de un tubo y colóquela en el centro de su portaobjetos de microscopio etiquetado, permitiendo que la gota se propague ligeramente.Coloque un deslizamiento de cubierta limpio sobre la gota en el portaobjetos y selle el deslizamiento de la cubierta al portaobjetos con esmalte de uñas transparente. Utilizando los métodos descritos, se recolectó polen corbicular, se clasificó por color y se identificaron las fuentes vegetales de cada grupo de color de pellets para evaluar la diversidad de polen. Cada muestra de recolección de polen tenía múltiples grupos de colores distinguibles.En algunas muestras, los grupos de color del polen contenían tan solo cuatro o cinco gránulos. Sin embargo, la mayoría de los grupos tenían significativamente más, y sirvieron como su propio grupo de color etiquetado para la acetólisis. Después de la acetólisis, se utilizó microscopía de luz de campo brillante para identificar efectivamente cada grupo de color a su rango taxonómico más bajo posible al confirmar las características morfológicas con las de los especímenes de vales recolectados en el área que rodea cada sitio de estudio.El polen recolectado de las ubicaciones de cultivos de almendras tenía una diversidad de polen relativamente menor que el polen recolectado de otros cultivos, con un promedio de tres colores de pellets en 3.2 taxones de plantas por sitio. El polen clasificado puede analizarse en busca de pesticidas para dilucidar los agroquímicos que se encuentran en las plantas forrajeras de las abejas melíferas, o analizarse para determinar su composición química para determinar su valor nutricional para las abejas. Los resultados de esta investigación proporcionaron información valiosa sobre la diversidad de especies observada en el polen recolectado por las colonias, destacando la diversidad sustancialmente baja de polen recolectado en los sistemas de cultivo de almendras.

Research

JoVE Journal

Biology

Purifying Plasmid DNA from Bacterial Colonies Using the Qiagen Miniprep Kit

Purificación del ADN plásmido de las colonias de bacterias Utilizando el kit de Qiagen Miniprep

Plasmid DNA purification from E. coli is a core technique for molecular cloning. Small scale purification (miniprep) from less than 5 ml of bacterial ...

Investigación

Biología

In vivo Ca2+- Imaging of Mushroom Body Neurons During Olfactory Learning in the Honey Bee

In vivo Ca2+- Imaging of Mushroom Body Neurons During Olfactory Learning in the Honey Bee

En vivo Ca 2 + - Imágenes de las neuronas del cuerpo de hongos durante el aprendizaje olfativo en la abeja de la miel

The in vivo and semi-in vivo preparation for Calcium imaging has been developed in our lab by Joerges, K&uuml;ttner and Galizia over ten years ago, to ...

Selecting and Isolating Colonies of Human Induced Pluripotent Stem Cells Reprogrammed from Adult Fibroblasts

Selección y aislamiento de las colonias de humanos células madre pluripotentes inducidas a partir de fibroblastos adultos Reprogramado

Herein we present a protocol of reprogramming human adult fibroblasts into human induced pluripotent stem cells (hiPSC) using retroviral vectors encoding ...

Obtaining Specimens with Slowed, Accelerated and Reversed Aging in the Honey Bee Model

La obtención de especímenes con desacelerado, acelerado y Invertida Envejecimiento en la abeja de la miel Modelo

Societies of highly social animals feature vast lifespan differences between closely related individuals. Among social insects, the honey bee is the best ...

Methods for Comparing Nutrients in Beebread Made by Africanized and European Honey Bees and the Effects on Hemolymph Protein Titers

Los métodos para la comparación de Nutrientes en jalea real Realizado por africanizadas y europeas Honey Bees y los efectos sobre títulos hemolinfa de proteínas

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Dissection and Observation of Honey Bee Dorsal Vessel for Studies of Cardiac Function

La disección y la observación de la abeja de la miel dorsal del recipiente de Estudios de la función cardiaca

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Monitoring Colony-level Effects of Sublethal Pesticide Exposure on Honey Bees

Controles Colonia efectos de exposición a los pesticidas subletales en las abejas de miel

The effects of sublethal pesticide exposure to honey bee colonies may be significant but difficult to detect in the field using standard visual assessment ...

A 3D Printed Pollen Trap for Bumble Bee (Bombus) Hive Entrances

A 3D Printed Pollen Trap for Bumble Bee Bombus Hive Entrances

Una trampa de polen impresa en 3D para las entradas de la colmena deabejorros (Bombus)

To verify the plant sources from which bumble bees forage for pollen, individuals must be collected to remove their corbicular pollen loads for analysis.  ...

Assessing Agrochemical Risk to Mated Honey Bee Queens

Evaluación del riesgo agroquímico para las reinas de abejas melíferas apareadas

Current risk assessment strategies for honey bees rely heavily upon laboratory tests performed on adult or immature worker bees, but these methods may not ...

An Improved Method to Measure Pollen Hydration Profiles in Arabidopsis thaliana

A High-Resolution, Single-Grain, In Vivo Pollen Hydration Bioassay for Arabidopsis thaliana

A High-Resolution, Single-Grain, In Vivo Pollen Hydration Bioassay for Arabidopsis thaliana (Video) | JoVE 

Un bioensayo de hidratación de polen in vivo de grano único de alta resolución para Arabidopsis thaliana

Sexual reproduction in flowering plants requires initial interaction between the pollen grain and the stigmatic surface, where a molecular dialog is ...