Name: activity of posterior lateral line afferent neurons during swimming in zebrafish
Uploaded: 2021-02-10T15:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Activity of Posterior Lateral Line Afferent Neurons during Swimming in Zebrafish at JoVE.com

Vi anerkender taknemmeligt støtte fra National Institute of Health (DC010809), National Science Foundation (IOS1257150, 1856237) og Whitney Laboratory for Marine Biosciences til J.C.L. Vi vil gerne takke tidligere og nuværende medlemmer af Liao Lab for at stimulere drøftelserne.

Al dyrepleje og forsøg blev udført i overensstemmelse med protokoller godkendt af University of Florida's Institutional Animal Care and Use Committee.
1. Fremstilling af materialer til elektrofysiologiske optagelser
<ol><li>Lav en silikone elastomerbundet optageskål.<ol>
<li>Dispenser et tyndt lag af selvblandende silikone elastomerkomponenter (f.eks. Sylgard) i en dækglasbundet vævskulturskål, indtil den niveauer med kanten af lavvandet godt. Ca. 0,5 mL er tilstrækkeligt.</li>
		<li>...

Den beskrevne eksperimentelle protokol giver mulighed for at overvåge endogene ændringer i sensorisk input på tværs af motorisk adfærd i en intakt, barbering hvirveldyr. Specifikt beskriver den en in vivo-tilgang til udførelse af samtidige ekstracellulære optagelser af laterale linjeafferente neuroner og ventralmotoriske rødder i larve zebrafisk. Spontan afferent aktivitet har tidligere været karakteriseret ved zebrafisk uden hensyntagen til potentiel samtidig motoraktivitet1,<...

Afferente neuroner af mekanosensoriske systemer overfører information fra hårceller til hjernen under hørelse og balance. Elektrofysiologi kan afsløre følsomheden af afferente neuroner gennem direkte optagelser. Mens hele celle patching fra hårceller kan være udfordrende, registrering fra downstream afferent neuroner er lettere og giver mulighed for vurdering af handling potentialer som reaktion på kontrollerede stimulationer1,2,3. Stimulerende hårceller fører til deres afbøjning, som ændrer mekanosensoriske strukturer, hvilket udløser en stigning i handlingspotentialer (pigge) i afferente neuroner4,5,6. I mangel af eksterne stimuli spidser afferente neuroner også spontant på grund af glutamatlækage fra hårcellerne til afferente postsynaptiske terminaler7,8, og har vist sig at bidrage til at opretholde følsomhed9,10. Patch klemme registrering af afferent aktivitet gør det muligt observation af hår celle følsomhed og signal dynamik, der ikke er muligt ved hjælp af teknikker med lavere tidsmæssige opløsning, såsom i mikrofoni11,12 eller funktionelle calcium imaging13,14,15. Følgende protokol vil gøre det muligt at registrere afferent aktivitet samtidig med motoriske kommandoer til at afsløre øjeblikkelige ændringer i hår celle følsomhed.
Zebrafisk (Danio rerio) bruge hårceller indeholdt i neuromasts at komponere lateral linje system til at opdage vand bevægelse i forhold til deres krop, som er oversat til neurale signaler afgørende for navigation16,17,18,rovdyr undgåelse, bytte fange19,20, og skolegang21. Vandgennemstrømningen kan også være selvgenereret af bevægelserne ved svømning22,23,24, respiration22,25,26og fodring27. Disse adfærd omfatter gentagne bevægelser, der kan træthed hårceller og forringe sensing. Derfor er det afgørende, at det laterale linjesystem skelner mellem eksterne (exafferent) og selvgenererede (reafferent) flow stimuli. En naturlig følgeudladning dæmper selvgenererede strømningssignaler under bevægelse hos zebrafisk. Dette hæmmende prædiktivt motorsignal videresendes via faldende neuroner til de sensoriske receptorer for at ændre inputtet eller afbryde behandlingen af den reafferent feedback28,29. Skelsættende arbejde, der bidrager til vores tidlige forståelse af dette feedforward-system, var afhængig af in vitro-præparater, hvor forbindelsen og den endogene aktivitet i det neurale kredsløb ikke blev opretholdt28,30,31,32,33,34,35. Denne protokol beskriver en tilgang til at bevare et intakt neuralt kredsløb, hvor endogen feedbackdynamik opretholdes, hvilket muliggør bedre forståelse af den naturlige udledning in vivo.
Protokollen er skitseret her beskriver, hvordan man overvåger posterior lateral linje afferent neuron og motor neuron aktivitet samtidig i larve zebrafisk. Karakteriserer afferent signaldynamik før, under og efter motoriske kommandoer giver indsigt i realtid, endogen feedback fra centralnervesystemet, der modulerer hårcellefølsomhed under bevægelse. Denne protokol skitserer, hvilke materialer der skal udarbejdes forud for eksperimenter, og beskriver derefter, hvordan man lammer og forbereder zebrafisklarver. Protokollen vil beskrive, hvordan man etablerer en stabil løs patch optagelse af afferente neuroner og ekstracellulære ventral rod (VR) optagelser af motoriske neuroner. Repræsentative data, der kan fås ved hjælp af denne protokol, præsenteres fra en eksemplarisk person, og der blev udført analyse på flere replikater af forsøgsprotokollen. Forbehandling af data udføres ved hjælp af brugerdefinerede skrevne scripts i MATLAB. Samlet set er dette in vivo eksperimentelle paradigme klar til at give en bedre forståelse af sensorisk feedback under bevægelse i en model hvirveldyr hår celle system.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>100 mL beaker</td>
			<td>PYREX</td>
			<td>1000</td>
			<td>resceptacle for etchant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10x water immersion objective</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>UMPLFLN10xW</td>
			<td>low magnification for positioning larvae and recording electrode</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>40x water immersion objective</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>LUMPLFLN40XW</td>
			<td>higher magnification for position electrode tip and establishing patch-clamp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>abfload.m</td>
			<td></td>
			<td>supplemental coding file</td>
			<td>custom written MATLAB script for converting raw electrophysiology recordings to .mat files</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AffVR_preprocess.m</td>
			<td></td>
			<td>supplemental coding file</td>
			<td>custom written MATLAB script for preprocessing recording data</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BNC coaxial cables</td>
			<td>ThorLabs</td>
			<td>2249-C-12</td>
			<td>connecting amplifier and digitizer channels; require 4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>borosilicate glass capillaries w/ filament</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>G150F-3</td>
			<td>inner diameter: 0.86, outer diameter: 1.50; capillary glass used to form recording electrodes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>burst_detect</td>
			<td></td>
			<td>supplemental coding file</td>
			<td>custom written MATLAB function necessary to run AffVR_preprocess.m</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>computer</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>any computer should work</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DC Power Supply</td>
			<td>Tenma</td>
			<td>72-420</td>
			<td>used for electrically etching dissection pins</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>electrophysiology digitizer</td>
			<td>Axon Instruments, Molecular Devices</td>
			<td>Axon DigiData 1440A</td>
			<td>enables acquisition of patch-clamp data</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>filament</td>
			<td>Sutter Instrument Company</td>
			<td>FB255B</td>
			<td>2.5 mm box filament used in micropipette puller</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>fine forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>Dumont #5 (0.05 x 0.02 mm) Item No. 11295-10</td>
			<td>used to manipulate larvae and insert pins</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>fixed stage DIC microscope</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>BX51WI</td>
			<td>microscope used to visualize and establish patch-clamp recordings</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>flexible, tapered pipette tip</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>02-707-169</td>
			<td>flexible tips enable insertion into recording electrode to dispense extracellular solution at the tip</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FluoroDish</td>
			<td>World Precision Instruments Inc.</td>
			<td>FD3510-100</td>
			<td>cover glass bottomed dish recording dish</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KimWipe</td>
			<td>KimTech</td>
			<td>34155</td>
			<td>task wipe used for wicking away excess fluid from larvae</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kwik-Gard</td>
			<td>World Precision Instruments Inc.</td>
			<td>710172</td>
			<td>self-mixing sylgard elastomer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MATLAB</td>
			<td>MathWorks</td>
			<td>R2020b</td>
			<td>command line software for preprocessing data</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>microelectrode amplifier</td>
			<td>Axon Instruments, Molecular Devices</td>
			<td>MultiClamp 700B</td>
			<td>patch clamp amplifier for dual channel recordings</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>microforge</td>
			<td>Narishige</td>
			<td>MF-830 microforge</td>
			<td>to polish recording electrode</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>micromanipulator control unit</td>
			<td>Siskiyou</td>
			<td>MC1000-eR/T</td>
			<td>4-axis dial coordinator for controlling micromanipulator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>micropipette puller</td>
			<td>Sutter Instrument Company</td>
			<td>Flaming/Brown P-97</td>
			<td>for pulling capillary glass into recording electrodes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>microscope control unit</td>
			<td>Siskiyou</td>
			<td>MC1000e</td>
			<td>positions the microscope around the fixed stage and preparation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>motorized micromanipulator</td>
			<td>Siskiyou</td>
			<td>MX7600</td>
			<td>positions the headstage and attached recording electrode for patch-clamp recording</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MultiClamp Commander</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td>2.2.2</td>
			<td>downloadable from Axon MultiClamp 700B Commander download page</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>optical air table</td>
			<td>Newport Corporation</td>
			<td>VH3036W-OPT</td>
			<td>breadboard isolation table to float microscope and minimize vibrations during recordings</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pCLAMP</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td>10.7.0</td>
			<td>downloadable from Axon pCLAMP 10 Electrophysiology Data Acquisition &#38; Analysis Software Download page</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>permanent ink marker</td>
			<td>Sharpie</td>
			<td>order from amazon.com</td>
			<td>for marking the leading edge side of the VR electrode to ensure proper orientation when inserting into pipette holder</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>petri-dish</td>
			<td>Falcon</td>
			<td>35-3001</td>
			<td>used to immerse larvae in paralytic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pipette holder</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td>1-HL-U</td>
			<td>hold recording electrode and connect to the headstage</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pneumatic transducer</td>
			<td>Fluke Biomedical Instruments</td>
			<td>DPM1B</td>
			<td>for controlling recording electrode internal pressure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>potassium hydroxide</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>221473-25G</td>
			<td>etchant for etching dissection pins</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>silicone tubing</td>
			<td>Tygon</td>
			<td>14-169-1A</td>
			<td>tubing to connect pneumatic transducer to pipette holder</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>spike_detect</td>
			<td></td>
			<td>supplemental coding file</td>
			<td>custom written MATLAB function necessary to run AffVR_preprocess.m</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>stereomicroscope</td>
			<td>Carl Zeiss</td>
			<td>Stemi 2000-C</td>
			<td>used to visualize pin tips and during preparation of larvae</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>straight edge razor blade</td>
			<td>Canopus</td>
			<td>order from amazon.com</td>
			<td>cuts the tungsten wire while making dissection pins</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>swimbout_detect</td>
			<td></td>
			<td>supplemental coding file</td>
			<td>custom written MATLAB function necessary to run AffVR_preprocess.m</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>syringe</td>
			<td>Becton Dickinson Compoany</td>
			<td>309602</td>
			<td>filled with extracellular solution to inject into recording electrodes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>transfer pipette</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>Z135003-500EA</td>
			<td>single use, non-sterile pipette for transfering larvae</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>tricaine methanesulfonate</td>
			<td>Syndel</td>
			<td>12854</td>
			<td>pharmaceutical aneasthetic used to euthanize larvae with high dosage.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>tungsten wire</td>
			<td>World Precision Instruments Inc.</td>
			<td>715500</td>
			<td>0.002 inch, 50.8 &#956;m diameter; used to make dissection pins</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>vacuum filtration unit</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>SCGVU11RE</td>
			<td>single use, sterile, vacuum filtration units used to sterilize extracellular solution used for electrophysiology electrode ringer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>voltage-clamp current-clamp headstage</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td>CV-7B</td>
			<td>supplied with MultiClamp 700B amplifier used as left and right headstages</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#945;-bungarotoxin</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>B1601</td>
			<td>for immobilizing the larvae prior to recording</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

activity of posterior lateral line afferent neurons during swimming in zebrafish

Sensoriske systemer samler signaler, der er afgørende for at lede adfærd, men dyr skal dechifrere, hvilke oplysninger der er biologisk relevante. Bevægelse genererer reafferent stikord, at dyr skal adskille fra relevante sensoriske signaler i det omgivende miljø. For eksempel, når en fisk svømmer, opdages flow genereret fra kroppens bølger af de mekanoreceptive neuromasts, bestående af hårceller, der komponerer lateral linjesystemet. Hårcellerne overfører derefter flydende bevægelsesoplysninger fra sensoren til hjernen via de sensoriske afferente neuroner. Samtidig videresendes den naturlige udladning af motorkommandoen til hårceller for at forhindre sensorisk overbelastning. Det er derfor afgørende at tage højde for den hæmmende virkning af prædiktive motorsignaler under bevægelse, når følsomheden af sidelinjesystemet evalueres. Vi har udviklet en in vivo elektrofysiologisk tilgang til samtidig overvågning af posterior lateral linje afferent neuron og ventral motorrod aktivitet i zebrafisk larver (4-7 dage efter befrugtning), der kan vare i flere timer. Ekstracellulære optagelser af afferente neuroner opnås ved hjælp af den løse patch klemme teknik, som kan detektere aktivitet fra enkelt eller flere neuroner. Ventral rodoptagelser udføres gennem huden med glaselektroder for at detektere motorisk neuronaktivitet. Vores eksperimentelle protokol giver mulighed for at overvåge endogene eller fremkaldte ændringer i sensorisk input på tværs af motorisk adfærd i en intakt, opfører hvirveldyr.

Efter zebrafisk larver er korrekt immobiliseret og den bageste laterale linje afferent ganglion og VR optagelse er opnået, aktivitet i både afferent og motor neuroner kan måles samtidigt. Optagelseskanaler vises ved hjælp af gap-free optagelsesprotokoller (trin 1.4) til kontinuerlig overvågning af afferent- og VR-aktivitet. I realtid kan der observeres fald i spontan afferent spike rate samtidig med VR-aktivitet, der indikerer fiktive svømmekampe (figur 1E). Vi fandt ud af, at de bedst...

Watch this Scientific Journal Video about Activity of Posterior Lateral Line Afferent Neurons during Swimming in Zebrafish at JoVE.com

Activity of Posterior Lateral Line Afferent Neurons during Swimming in Zebrafish

Vi beskriver en protokol til at overvåge ændringer i den afferente neuron aktivitet under motoriske kommandoer i en model hvirveldyr hår celle system.

Aktivitet af Posterior Lateral Line Afferent Neuroner under svømning i zebrafisk

Sensory systems gather cues essential for directing behavior, but animals must decipher what information is biologically relevant. Locomotion generates ...

Denne protokol gør det muligt for forskeren at overvåge aktiviteten og reaktionen af enkelte sensoriske neuroner til en kontrolleret stimulation i en intakt barbering ryghvirvler. Denne patch elektrofysiologi er en hurtig og direkte måde at registrere fra spiking aktivitet enkelte neuroner i realtid. Og det giver bedre tidsopløsning og følsomhed til en lavere pris end de fleste optiske billeddannelsesteknikker.Den laterale linje hårceller er homologe til dem i det menneskelige indre øre. Så denne teknik er klar til at afsløre egenskaberne af hår celle kredsløb, der gælder for menneskelig døvhed og høreforstyrrelser. Elektrofysiologi er et håndværk, der bruger finmotorik, som skal ses og efterlignes fysisk.Kun tekstinstruktioner giver for meget plads til fejlfortolkning. Til at begynde med dispensere et tyndt lag af selvblandende silikone elastomer såsom Sylgard i et dækglas bund væv kultur parabol til at gøre en silikone elastomer bund optagelse parabol. For at gøre dissektion stifter, give en negativ ladning på fem volt til en 100 milliliter bæger af Etchant ved hjælp af en DC strømforsyning og vedhæfte en wolframtråd til positivt ladede output.Dyp gentagne gange spidsen af ledningen i Etchant-badet, indtil spidsen indsnævres til et skarpt punkt. Under et stereomikroskop skæres ledningen ca. en millimeter fra spidsen med et lige kants barberblad. Gentag dette tre gange og indsæt derefter stifter i den hærdede optageskål ved hjælp af fine pincet.For at forberede optagelse af elektroder skal du trække borosilikatglaskapillærrør ved hjælp af en micropipette-aftrækker med kasseglødetråd. Elektroden skal have en 30 mikrometer diameter spids med en konus, der vil blive brugt til at optage afferente neuroner fra den bageste laterale linje. Træk et ekstra borosilikatglaskapillærrør ind i et par elektroder med mindre en til fem mikrometerspidsdiametre.Hold en elektrode i hver hånd, kør forsigtigt spidserne over hinanden for at bryde spidserne. Brug en mikroforge, polere facet spids indtil glat. Den endelige spidsdiameter skal være mellem 30 og 50 mikrometer.Immobiliser zebrafisk larver og overfør dem til en 35 millimeter petriskål ved hjælp af et stort tip til at overføre pipette. Fjern så meget af den omgivende opløsning som muligt. Fordyb larver i 10 mikroliter på 0,1%alpha-Bungarotoxin i cirka fem minutter.Vask den lammede larve med ekstracellulær opløsning i 10 minutter. Brug derefter en overførselspipette til at flytte larven fra det ekstracellulære opløsningsbad til silikonebundet optageskål. Under et stereomikroskop skal du forsigtigt placere larverne med fine spidse pincet over midten af denne silikonemåtte, sidesidet side op med kroppens forreste og bageste ender, der løber fra venstre mod højre.Brug fine spidse pins, indsætte kanten pin ortogonalt til silikone gennem dorsale notochord af larverne direkte dorsal til anus. Sæt den anden nål gennem notochord nær enden af halen og indsæt den tredje pin gennem notochord dorsal af gasblæren. Sæt den fjerde pin gennem otic vesikel samtidig give let rotation som stiften indsætter i encapsulant.Som en lille rotation anvendes, se efter vævet mellem cleithrum og otic vesikel at afsløre klyngen af afferent somata. Placer pin larven under 10 gange målet på et fast stadium af DIC mikroskop og orientere mioceptal kløfter af muskelblokke parallelt med venstre hoved fase vektor. Placer jordledningen i badeopløsningen, og sørg for, at den er forbundet til venstre hovedstadie.Fyld VR-optagelseselektroden med 30 mikroliter ekstracellulær opløsning ved hjælp af en fleksibel gel-loading pipettespids og sæt den ind i venstre hovedtrin pipetteholder. Forstørrelse øges til 40 gange, og optagelsespipetten sænkes ned i parabolopløsningen, samtidig med at der påføres positivt tryk fra en pneumatisk transducer. Bring elektroden spidsen over en myoseptum mellem de to myomerer ventral til sidelinjen, indtil kløften er centreret i VR elektrode spids blænde sænk pipetten, indtil den forsinkede kant af spidsen blænde forsigtigt kontakter epitel.Efter indledende kontakt manøvreres pipetten diagonalt for at sikre, at forkanten kommer i kontakt og kan generere en forsegling. Påfør undertryk med den pneumatiske transducer og hold den. I patch clamp-softwaren skal du klikke på knappen Afspil på værktøjslinjen for at overvåge VR-signalet.Sørg for, at VR-optagelsen opnås, når motorisk neuronaktivitet med Wells stereotype burst signaldynamik er observeret. Fyld den afferente optagelseselektrode med 30 mikroliter ekstracellulær opløsning og sæt den ind i højre hovedstadie pipetteholder. Sænk den derefter ned i skålopløsningen, mens du anvender positivt tryk produceret af en pneumatisk transducer.Find elektroden og bring elektrodespidsen over prøven. Brug en mikromanipulator til at sænke den afferente elektrodespids, indtil den holder position over cleithrum. Forøg forstørrelsen til 40 gange nedsænkning og find skæringspunktet mellem den bageste sidelinje nerve og cleithrum.Bring elektrodespidsen over den afferente ganglion og sænk pipetten, indtil spidsen kommer i kontakt med epitelet. Forsigtigt manøvrere elektroden, så hele spidsen omkreds kontakter afferente ganglion. Påfør undertryk med den pneumatiske transducer og hold den.Når du har klikket på Afspil i plasterklemmesoftwaren, skal du sikre dig, at hele cellen løs patchoptagelse af afferente neuroner opnås, når pigge opstår spontant hvert 100. til 200 millisekunder. Når afferent neuron og motor neuron aktivitet er begge opdaget, skal du klikke på Record knappen på værktøjslinjen i peak clamp 10 for at fange samtidige hulfri optagelser i begge kanaler. Udfør dataforbehandling som beskrevet i tekstmanuskriptet.Ved hjælp af denne gap-free optagelsesprotokol kan realtidsaktiviteten af afferente og VR-neuroner måles samtidigt. Brugerdefinerede skrevne scripts til forbehandling genererer plots, der hjælper med at visualisering af registrering af spike ved hjælp af parametre som tærskel, minimumvarighed og minimalt interspike-interval. Isolerede signaler blev opnået ved at justere de nedre grænse og øvre grænse detektion variabler i forbehandling script.Ventral rødder spike detektion følger identiske parametre med yderligere indgange. Bursts inden for en motorkommando defineres af mindst to spidser inden for 0,1 millisekunder, der varer mindst fem millisekunder, og afgrænses af mindst tre bursts med interburstintervaller på mindre end 200 millisekunder Forbehandlingsscripts vil overlejre dele af afferentaktivitet, der indtastes på en veldefineret periode af interesse. I dette tilfælde viser gennemsnitlig spontan aktivitet dramatiske ændringer som reaktion på starten af motoraktivitet afbildet på X-aksen som tid svarende til nul.Der blev påvist betydelige forskelle i afferente spike satser mellem pre-swim spike satser og spike satser for både svømme og post-svømme perioder. Afferente spike satser var negativt korreleret med svømme varighed. Der er ingen sammenhæng opdaget mellem relativ spike sats og svømmefrekvens.Dyresundhed er det vigtigste, når man forsøger at forsøge denne procedure. Det er afgørende at overvåge hurtig blodgennemstrømning for ikke kun at sikre dyrevelfærd, men også øge sandsynligheden for neural registrering succes. Ved at udnytte genetiske værktøjer, der er tilgængelige i Zebrafish, kan denne elektrofysiologiprotokol komplimenteres af transgene linjer for kraftigt at undersøge anatomiske og funktionelle kredsløbsforbindelse i hårcellesystemer og videre.Denne forenklede ændring af plasterklemmeteknikken giver os mulighed for at overvåge, hvordan sensoriske systemer fungerer in vivo.

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Dissection and Culture of Commissural Neurons from Embryonic Spinal Cord

Commissural neurons have been widely used to investigate the mechanisms underlying axon guidance during embryonic spinal cord development. The cell bodies ...

Lateral Diffusion and Exocytosis of Membrane Proteins in Cultured Neurons Assessed using Fluorescence Recovery and Fluorescence-loss Photobleaching

Lateral Diffusion og exocytose af membranproteiner i dyrkede neuroner vurderes ved hjælp af Fluorescens Recovery og Fluorescens-tab fotoblegning

Membrane proteins such as receptors and ion channels undergo active trafficking in neurons, which are highly polarised and morphologically complex. This ...

Optogenetic Activation of Zebrafish Somatosensory Neurons using ChEF-tdTomato

Optogenetic Aktivering af zebrafisk somatosensoriske Neuroner med Chef-tdTomato

Larval  zebrafish are emerging as a model for describing the development and function  of simple neural circuits. Due to their  external fertilization, ...

Recording Electrical Activity from Identified Neurons in the Intact Brain of Transgenic Fish

Optagelse elektrisk aktivitet fra Identificerede Neuroner i ubeskadiget Brain af transgene fisk

Understanding the cell physiology of neural circuits that regulate complex behaviors is greatly enhanced by using model systems in which this work can be ...

Dissection and Lateral Mounting of Zebrafish Embryos: Analysis of Spinal Cord Development

Dissektion og Lateral Montering af zebrafisk embryoner: Analyse af Spinal Cord Development

The zebrafish spinal cord is an effective investigative model for nervous system research for several reasons. First, genetic, transgenic and gene ...

A Large Lateral Craniotomy Procedure for Mesoscale Wide-field Optical Imaging of Brain Activity

En stor lateral kraniotomiprocedure for mesoscale bredfelt optisk billeddannelse af hjerneaktivitet

The craniotomy is a commonly performed procedure to expose the brain for in vivo experiments. In mouse research, most labs utilize a small craniotomy, ...

In Vitro Recording of Mesenteric Afferent Nerve Activity in Mouse Jejunal and Colonic Segments

In Vitro Recording of Mesenteric Afferent Nerve Activity in Mouse Jejunal and Colonic Segments

In vitro Registrering af Mesenterial Afferent Nerve Aktiviteten i Mouse jejunal og Colon segmenter

Afferent nerves not only convey information concerning normal physiology, but also signal disturbed homeostasis and pathophysiological processes of the ...

In Vitro Characterization of the Electrophysiological Properties of Colonic Afferent Fibers in Rats

In Vitro Characterization of the Electrophysiological Properties of Colonic Afferent Fibers in Rats

In Vitro Karakterisering af de elektrofysiologiske egenskaber af Colon afferente fibre i rotter

Dysfunction of the colonic sensory nerves has been implicated in the pathophysiology of several common conditions, including functional and inflammatory ...

In Vivo Calcium Imaging of Lateral-line Hair Cells in Larval Zebrafish

I Vivo Calcium billeddannelse af laterale-line hårcellerne i larve zebrafisk

Sensory hair cells are mechanoreceptors found in the inner ear that are required for hearing and balance. Hair cells are activated in response to sensory ...

Wireless Electrophysiological Recording of Neurons by Movable Tetrodes in Freely Swimming Fish

Trådløs elektrofysiologisk optagelse af neuroner af bevægelige Tetrodes i frit svømmehal

The neural mechanisms governing fish behavior remain mostly unknown, although fish constitute the majority of all vertebrates. The ability to record brain ...