Name: activity of posterior lateral line afferent neurons during swimming in zebrafish
Uploaded: 2021-02-10T15:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Activity of Posterior Lateral Line Afferent Neurons during Swimming in Zebrafish at JoVE.com

We erkennen dankbaar de steun van het National Institute of Health (DC010809), National Science Foundation (IOS1257150, 1856237) en het Whitney Laboratory for Marine Biosciences aan J.C.L. We willen voormalige en huidige leden van het Liao Lab bedanken voor het stimuleren van discussies.

Alle dierverzorging en experimenten werden uitgevoerd in overeenstemming met protocollen die zijn goedgekeurd door het Institutional Animal Care and Use Committee van de Universiteit van Florida.
1. Voorbereiding van materialen voor elektrofysiologische opnamen
<ol><li>Maak een opnameschaal met siliconen elastomeerbodem.<ol>
<li>Verdeel een dunne laag zelfmengende siliconen elastomeercomponenten (bijv. Sylgard) in een afdekvorm met glasbodem tot het niveau met de rand van ondiepe put. Ongeve...

Het beschreven experimentele protocol biedt het potentieel om endogene veranderingen in sensorische input over motorisch gedrag te monitoren in een intact, gewerveld gewerveld gedrag. In het bijzonder beschrijft het een in vivo benadering van het uitvoeren van gelijktijdige extracellulaire opnames van laterale lijnafferente neuronen en ventrale motorwortels bij larvale zebravissen. Spontane afferente activiteit werd eerder gekarakteriseerd bij zebravissen zonder rekening te houden met potentiële gelijktijdige motorische...

Afferent neuronen van mechanosensorische systemen verzenden informatie van haarcellen naar de hersenen tijdens het gehoor en evenwicht. Elektrofysiologie kan de gevoeligheid van afferente neuronen onthullen door middel van directe opnames. Hoewel hele celpatches van haarcellen een uitdaging kunnen zijn, is het opnemen van downstream afferente neuronen gemakkelijker en maakt het mogelijk om actiepotentiaal te beoordelen als reactie op gecontroleerde stimulaties1,2,3. Stimulerende haarcellen leiden tot hun afbuiging, die mechanosensorische structuren wijzigt, waardoor een toename van actiepotentiaal (spikes) in afferente neuronen4,5,6wordt geactiveerd . Bij afwezigheid van externe stimuli pieken afferente neuronen ook spontaan als gevolg van glutamaatlek uit de haarcellen op afferent post-synaptische terminals7,8, en is aangetoond dat ze bijdragen aan het handhaven van gevoeligheid9,10. Patchklemregistratie van afferente activiteit maakt observatie van haarcelgevoeligheid en signaaldynamiek mogelijk die niet mogelijk zijn met behulp van technieken met een lagere temporele resolutie, zoals in microfonica11,12 of functionele calciumbeeldvorming13,14,15. Het volgende protocol zal het mogelijk maken om afferente activiteit gelijktijdig met motorische commando's te registreren om onmiddellijke veranderingen in de gevoeligheid van haarcellen te onthullen.
Zebravissen (Danio rerio) gebruiken haarcellen in neuromasten die het laterale lijnsysteem samenstellen om waterbeweging ten opzichte van hun lichaam te detecteren, wat wordt vertaald in neurale signalen die essentieel zijn voor navigatie16,17,18,roofdiervermijding, prooivangst19,20en scholing21. De waterstroom kan ook zelf worden gegenereerd door de bewegingen van zwemmen22,23,24,ademhaling22,25,26en voeding27. Dit gedrag bestaat uit repetitieve bewegingen die haarcellen kunnen vermoeien en de gevoeligheid kunnen aantasten. Daarom is het van cruciaal belang dat het laterale lijnsysteem onderscheid maakt tussen externe (exafferent) en zelfgegenereerde (reafferent) stroomprikkels. Een uitvloeiing dempt zelfgegenereerde stroomsignalen tijdens voortbeweging bij zebravissen. Dit remmende voorspellende motorsignaal wordt via dalende neuronen doorgegeven aan de sensorische receptoren om de input te wijzigen of de verwerking van de reafferent feedback28,29te onderbreken . Baanbrekend werk dat bijdroeg aan ons vroege begrip van dit feedforward-systeem was gebaseerd op in vitro preparaten waarbij de connectiviteit en endogene activiteit van het neurale circuit niet werden gehandhaafd28,30,31,32,33,34,35. Dit protocol beschrijft een benadering van het behoud van een intact neuraal circuit waar endogene feedbackdynamiek wordt gehandhaafd, waardoor een beter begrip van de uitvloeiing in vivo mogelijk wordt.
Het hier geschetste protocol beschrijft hoe posterieure laterale lijn afferent neuron en motorneuron activiteit tegelijkertijd in larvale zebravissen te controleren. Het karakteriseren van afferente signaaldynamiek voor, tijdens en na motorische commando's geeft inzicht in real-time, endogene feedback van het centrale zenuwstelsel die de gevoeligheid van haarcellen tijdens de voortbeweging moduleert. Dit protocol beschrijft welke materialen voorafgaand aan experimenten moeten worden voorbereid en beschrijft vervolgens hoe zebravislarven kunnen worden verlamd en voorbereid. Het protocol zal beschrijven hoe een stabiele losse patchopname van afferent neuronen en extracellulaire ventrale wortel (VR) opnames van motorneuronen tot stand kan worden brengen. Representatieve gegevens die met behulp van dit protocol kunnen worden verkregen, worden gepresenteerd door een voorbeeldig individu en de analyse is uitgevoerd op meerdere replica's van het experimentele protocol. Voorverwerking van gegevens wordt uitgevoerd met behulp van aangepaste geschreven scripts in MATLAB. Over het algemeen is dit in vivo experimentele paradigma klaar om een beter begrip te geven van sensorische feedback tijdens voortbeweging in een model gewerveld haarcelsysteem.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>100 mL beaker</td>
			<td>PYREX</td>
			<td>1000</td>
			<td>resceptacle for etchant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10x water immersion objective</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>UMPLFLN10xW</td>
			<td>low magnification for positioning larvae and recording electrode</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>40x water immersion objective</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>LUMPLFLN40XW</td>
			<td>higher magnification for position electrode tip and establishing patch-clamp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>abfload.m</td>
			<td></td>
			<td>supplemental coding file</td>
			<td>custom written MATLAB script for converting raw electrophysiology recordings to .mat files</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AffVR_preprocess.m</td>
			<td></td>
			<td>supplemental coding file</td>
			<td>custom written MATLAB script for preprocessing recording data</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BNC coaxial cables</td>
			<td>ThorLabs</td>
			<td>2249-C-12</td>
			<td>connecting amplifier and digitizer channels; require 4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>borosilicate glass capillaries w/ filament</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>G150F-3</td>
			<td>inner diameter: 0.86, outer diameter: 1.50; capillary glass used to form recording electrodes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>burst_detect</td>
			<td></td>
			<td>supplemental coding file</td>
			<td>custom written MATLAB function necessary to run AffVR_preprocess.m</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>computer</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>any computer should work</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DC Power Supply</td>
			<td>Tenma</td>
			<td>72-420</td>
			<td>used for electrically etching dissection pins</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>electrophysiology digitizer</td>
			<td>Axon Instruments, Molecular Devices</td>
			<td>Axon DigiData 1440A</td>
			<td>enables acquisition of patch-clamp data</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>filament</td>
			<td>Sutter Instrument Company</td>
			<td>FB255B</td>
			<td>2.5 mm box filament used in micropipette puller</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>fine forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>Dumont #5 (0.05 x 0.02 mm) Item No. 11295-10</td>
			<td>used to manipulate larvae and insert pins</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>fixed stage DIC microscope</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>BX51WI</td>
			<td>microscope used to visualize and establish patch-clamp recordings</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>flexible, tapered pipette tip</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>02-707-169</td>
			<td>flexible tips enable insertion into recording electrode to dispense extracellular solution at the tip</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FluoroDish</td>
			<td>World Precision Instruments Inc.</td>
			<td>FD3510-100</td>
			<td>cover glass bottomed dish recording dish</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KimWipe</td>
			<td>KimTech</td>
			<td>34155</td>
			<td>task wipe used for wicking away excess fluid from larvae</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kwik-Gard</td>
			<td>World Precision Instruments Inc.</td>
			<td>710172</td>
			<td>self-mixing sylgard elastomer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MATLAB</td>
			<td>MathWorks</td>
			<td>R2020b</td>
			<td>command line software for preprocessing data</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>microelectrode amplifier</td>
			<td>Axon Instruments, Molecular Devices</td>
			<td>MultiClamp 700B</td>
			<td>patch clamp amplifier for dual channel recordings</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>microforge</td>
			<td>Narishige</td>
			<td>MF-830 microforge</td>
			<td>to polish recording electrode</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>micromanipulator control unit</td>
			<td>Siskiyou</td>
			<td>MC1000-eR/T</td>
			<td>4-axis dial coordinator for controlling micromanipulator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>micropipette puller</td>
			<td>Sutter Instrument Company</td>
			<td>Flaming/Brown P-97</td>
			<td>for pulling capillary glass into recording electrodes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>microscope control unit</td>
			<td>Siskiyou</td>
			<td>MC1000e</td>
			<td>positions the microscope around the fixed stage and preparation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>motorized micromanipulator</td>
			<td>Siskiyou</td>
			<td>MX7600</td>
			<td>positions the headstage and attached recording electrode for patch-clamp recording</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MultiClamp Commander</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td>2.2.2</td>
			<td>downloadable from Axon MultiClamp 700B Commander download page</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>optical air table</td>
			<td>Newport Corporation</td>
			<td>VH3036W-OPT</td>
			<td>breadboard isolation table to float microscope and minimize vibrations during recordings</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pCLAMP</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td>10.7.0</td>
			<td>downloadable from Axon pCLAMP 10 Electrophysiology Data Acquisition &#38; Analysis Software Download page</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>permanent ink marker</td>
			<td>Sharpie</td>
			<td>order from amazon.com</td>
			<td>for marking the leading edge side of the VR electrode to ensure proper orientation when inserting into pipette holder</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>petri-dish</td>
			<td>Falcon</td>
			<td>35-3001</td>
			<td>used to immerse larvae in paralytic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pipette holder</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td>1-HL-U</td>
			<td>hold recording electrode and connect to the headstage</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pneumatic transducer</td>
			<td>Fluke Biomedical Instruments</td>
			<td>DPM1B</td>
			<td>for controlling recording electrode internal pressure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>potassium hydroxide</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>221473-25G</td>
			<td>etchant for etching dissection pins</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>silicone tubing</td>
			<td>Tygon</td>
			<td>14-169-1A</td>
			<td>tubing to connect pneumatic transducer to pipette holder</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>spike_detect</td>
			<td></td>
			<td>supplemental coding file</td>
			<td>custom written MATLAB function necessary to run AffVR_preprocess.m</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>stereomicroscope</td>
			<td>Carl Zeiss</td>
			<td>Stemi 2000-C</td>
			<td>used to visualize pin tips and during preparation of larvae</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>straight edge razor blade</td>
			<td>Canopus</td>
			<td>order from amazon.com</td>
			<td>cuts the tungsten wire while making dissection pins</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>swimbout_detect</td>
			<td></td>
			<td>supplemental coding file</td>
			<td>custom written MATLAB function necessary to run AffVR_preprocess.m</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>syringe</td>
			<td>Becton Dickinson Compoany</td>
			<td>309602</td>
			<td>filled with extracellular solution to inject into recording electrodes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>transfer pipette</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>Z135003-500EA</td>
			<td>single use, non-sterile pipette for transfering larvae</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>tricaine methanesulfonate</td>
			<td>Syndel</td>
			<td>12854</td>
			<td>pharmaceutical aneasthetic used to euthanize larvae with high dosage.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>tungsten wire</td>
			<td>World Precision Instruments Inc.</td>
			<td>715500</td>
			<td>0.002 inch, 50.8 &#956;m diameter; used to make dissection pins</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>vacuum filtration unit</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>SCGVU11RE</td>
			<td>single use, sterile, vacuum filtration units used to sterilize extracellular solution used for electrophysiology electrode ringer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>voltage-clamp current-clamp headstage</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td>CV-7B</td>
			<td>supplied with MultiClamp 700B amplifier used as left and right headstages</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#945;-bungarotoxin</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>B1601</td>
			<td>for immobilizing the larvae prior to recording</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

activity of posterior lateral line afferent neurons during swimming in zebrafish

Sensorische systemen verzamelen signalen die essentieel zijn voor het sturen van gedrag, maar dieren moeten ontcijferen welke informatie biologisch relevant is. Voortbeweging genereert reafferent signalen die dieren moeten ontwarren van relevante zintuiglijke signalen van de omgeving. Wanneer een vis bijvoorbeeld zwemt, wordt de stroom die wordt gegenereerd door lichaamsgolvingen gedetecteerd door de mechanoreceptieve neuromasten, bestaande uit haarcellen, die het laterale lijnsysteem vormen. De haarcellen sturen vervolgens vloeibare bewegingsinformatie van de sensor naar de hersenen via de sensorische afferente neuronen. Tegelijkertijd wordt de uitvloeiing van het motorcommando doorgegeven aan haarcellen om sensorische overbelasting te voorkomen. Het remmende effect van voorspellende motorische signalen tijdens de voortbeweging is daarom van cruciaal belang bij het evalueren van de gevoeligheid van het laterale lijnsysteem. We hebben een in vivo elektrofysiologische benadering ontwikkeld om tegelijkertijd posterieure laterale lijnafferente neuron en ventrale motorische wortelactiviteit bij zebravislarven (4-7 dagen na bevruchting) te monitoren die enkele uren kan duren. Extracellulaire opnames van afferent neuronen worden bereikt met behulp van de losse patch clamp techniek, die activiteit van enkele of meerdere neuronen kan detecteren. Ventrale wortelopnamen worden uitgevoerd door de huid met glazen elektroden om motorneuronactiviteit te detecteren. Ons experimentele protocol biedt het potentieel om endogene of opgeroepen veranderingen in sensorische input over motorisch gedrag te volgen in een intact, gewerveld gewerveld gedrag.

Nadat zebravislarven goed zijn geïmmobiliseerd en de achterste laterale lijn afferent ganglion en VR-opname is bereikt, kan activiteit in zowel afferent- als motorneuronen tegelijkertijd worden gemeten. Opnamekanalen worden weergegeven met behulp van gap-free opnameprotocollen (stap 1.4) voor continue monitoring van afferent- en VR-activiteit. In real-time kan een afname van de spontane afferente spikesnelheid gelijktijdig met VR-activiteit worden waargenomen die wijst op fictieve zwemperioden (Figu...

Watch this Scientific Journal Video about Activity of Posterior Lateral Line Afferent Neurons during Swimming in Zebrafish at JoVE.com

Activity of Posterior Lateral Line Afferent Neurons during Swimming in Zebrafish

We beschrijven een protocol om veranderingen in de activiteit van het afferente neuron te volgen tijdens motorische commando's in een model gewerveld haarcelsysteem.

Activiteit van Posterior Lateral Line Afferent Neurons tijdens het zwemmen in Zebrafish

Sensory systems gather cues essential for directing behavior, but animals must decipher what information is biologically relevant. Locomotion generates ...

Dit protocol stelt de onderzoeker in staat om de activiteit en reactie van enkele sensorische neuronen op een gecontroleerde stimulatie in een intacte gedraagteerde wervels te volgen. Deze patch elektrofysiologie is een snelle en directe manier om op te nemen van de spiking activiteit van individuele neuronen in real time. En dat zorgt voor een betere tijdresolutie en gevoeligheid tegen lagere kosten dan de meeste optische beeldvormingstechnieken.De laterale lijn haarcellen zijn homoloog aan die van het menselijk binnenoor. Dus deze techniek is klaar om de eigenschappen van haarcelcircuits te onthullen die van toepassing zijn op menselijke doofheid en gehoorstoornissen. Elektrofysiologie is een ambacht met behulp van fijne motoriek die moet worden gezien en fysiek geïmiteerd.Alleen tekstinstructies laten te veel ruimte voor verkeerde interpretatie. Om te beginnen, doseer een dunne laag zelfmengende siliconen elastomeer zoals Sylgard in een afdekvorm van weefselkweekschaal met glazen bodem om een siliconen elastomeer bodemopnameschaal te maken. Om dissectiepennen te maken, geeft u een negatieve lading van vijf volt aan een bekerglas van 100 milliliter etchant met behulp van een DC-voeding en sluit u een wolfraamdraad aan op de positief geladen uitgang.Dompel de punt van de draad herhaaldelijk in het Etchant-bad totdat de punt tot een scherp punt vernauwt. Snijd onder een stereomicroscoop de draad ongeveer een millimeter van de punt af met een scheermesje met rechte rand. Herhaal dit drie keer en steek vervolgens pinnen in de uitgeharde opnameschaal met behulp van een fijne tang.Om opnameelektroden voor te bereiden, trekt u borosilicaatglas capillaire buizen met behulp van een micropipettrekker met doosfilament. De elektrode moet een tip met een diameter van 30 micrometer hebben met een taps toelopend die zal worden gebruikt om afferente neuronen van de achterste laterale lijn op te nemen. Trek een extra borosilicaat glazen capillaire buis in een paar elektroden met kleinere tipdiameters van één tot vijf micrometer.Houd één elektrode in elke hand en laat de uiteinden voorzichtig over elkaar lopen om de uiteinden te breken. Polijst met behulp van een microsmederij de afgeschuinde punt glad. De uiteindelijke tipdiameter moet tussen de 30 en 50 micrometer zijn.Immobiliseer zebravislarven en breng ze over in een petrischaal van 35 millimeter met behulp van een grote tip om pipet over te brengen. Verwijder zoveel mogelijk van de omringende oplossing. Dompel larven gedurende ongeveer vijf minuten onder in 10 microliter alfa-Bungarotoxine van 0,1%.Was de verlamde larve gedurende 10 minuten met extracellulaire oplossing. Gebruik vervolgens een transferpipet om de larve van het extracellulaire oplossingsbad naar de opnameschaal met siliconenbodem te verplaatsen. Plaats onder een stereomicroscoop de larven voorzichtig met een fijne tang boven het midden van deze siliconenmat, zijdelings met de voorste en achterste uiteinden van het lichaam van links naar rechts.Plaats met behulp van een fijn getipte tang de randpen orthogonaal in de siliconen via de dorsale notochord van de larven direct dorsaal naar de anus. Steek de tweede pen door de notochord aan het einde van de staart en steek de derde pin door de notochord dorsale van de gasblaas. Steek de vierde pen door het blaasje terwijl u een lichte rotatie biedt terwijl de pen in het inkapselingsmiddel wordt geplaatst.Als een lichte rotatie wordt toegepast, kijk uit voor het weefsel tussen het cleithrum en het otic blaasje om de cluster van afferent somata te onthullen. Plaats de penlarve onder het 10-voudige doel op een vast stadium van de DIC-microscoop en oriënteer de mioceptale kloven van de spierblokken parallel aan de linker hoofdstadiumvector. Plaats de aardingsdraad in de badoplossing en zorg ervoor dat deze is aangesloten op het linkerkopstadium.Vul de VR-opname-elektrode met 30 microliters extracellulaire oplossing met behulp van een flexibele gel-ladende pipettip en plaats deze in de pipethouder van het linkerkopstadium. Verhoog de vergroting tot 40 keer en laat de opnamepipet in de schoteloplossing zakken terwijl u positieve druk uitoefent die wordt geproduceerd door een pneumatische transducer. Breng de elektrodepunt over een myoseptum tussen de twee myomeren ventrale naar de laterale lijn totdat de spleet is gecentreerd in de VR-elektrode tip opening Laat de pipet zakken totdat de achterblijvende rand van de tipopening zachtjes contact maakt met het epitheel.Manoeuvreer de pipet na het eerste contact diagonaal om ervoor te zorgen dat de voorrand contact maakt en een afdichting kan genereren. Oefen negatieve druk uit met de pneumatische transducer en houd deze vast. Klik in de patch clamp-software op de Play-knop op de werkbalk om het VR-signaal te bewaken.Zorg ervoor dat de VR-opname wordt bereikt zodra motorneuronactiviteit met Wells stereotiepe burst-signaaldynamiek wordt waargenomen. Vul de afferent opname-elektrode met 30 microliters extracellulaire oplossing en plaats deze in de rechter pipethouder. Laat het vervolgens in de schoteloplossing zakken terwijl u positieve druk uitoefent die wordt geproduceerd door een pneumatische transducer.Zoek de elektrode en breng de elektrodepunt over het monster. Laat met behulp van een micromanipulator de tip van de afferente elektrode zakken totdat deze boven het hakbeen staat. Verhoog de vergroting tot 40 keer onderdompeling en lokaliseer het snijpunt van de achterste laterale lijnzenuw en het cleithrum.Breng de elektrodepunt over het afferente ganglion en laat de pipet zakken totdat de punt in contact komt met het epitheel. Manoeuvreer de elektrode voorzichtig zodat de hele tipomtrek in contact komt met het afferent ganglion. Oefen negatieve druk uit met de pneumatische transducer en houd deze vast.Nadat u op Afspelen in de patchklemsoftware hebt geklikt, moet u ervoor zorgen dat de hele cel losse patchopname van afferent neuronen wordt bereikt wanneer spikes spontaan optreden, ongeveer elke 100 tot 200 milliseconden. Zodra afferent neuron en motor neuron activiteit zijn beide gedetecteerd, klik op de record knop op de werkbalk in piek klem 10 om gelijktijdige gap vrije opnames in beide kanalen vast te leggen. Voer gegevensvoorverwerking uit zoals beschreven in het teksthandschrift.Met behulp van dit gap-free opnameprotocol kan de real-time activiteit van afferent- en VR-neuronen tegelijkertijd worden gemeten. Aangepaste geschreven, voorbewerkingsscripts genereren plots om te helpen bij het visualiseren van piekdetectie met behulp van parameters zoals drempel, minimale duur en minimaal interspike-interval. Geïsoleerde signalen werden verkregen door de detectievariabelen onder- en bovengrens in het voorbewerkingsscript aan te passen.Ventrale wortels spike detectie volgt identieke parameters met extra ingangen. Bursts binnen een motorische opdracht worden gedefinieerd door een minimum van twee pieken binnen 0,1 milliseconden die ten minste vijf milliseconden duren en worden afgebakend door minimaal drie bursts met tussenpozen van minder dan 200 milliseconden Pre-processing scripts zullen secties van afferent activiteit die zijn ingevoerd op een goed gedefinieerde periode van belang overlappen. In dit geval vertoont de gemiddelde spontane activiteit dramatische veranderingen als reactie op het begin van de motorische activiteit die op de X-as wordt weergegeven als tijd gelijk aan nul.Significante verschillen werden ontdekt in afferent spike rates tussen pre-swim spike rates en spike rates van zowel swim als post-swim periodes. Afferent spike tarieven waren negatief gecorreleerd met de zwemduur. Er is geen correlatie gedetecteerd tussen relatieve pieksnelheid en zwemfrequentie.Diergezondheid is het belangrijkste bij het proberen van deze procedure. Het is cruciaal om een snelle bloedstroom te controleren om niet alleen dierenwelzijn te garanderen, maar ook de kans op succes van neurale opname te vergroten. Door gebruik te maken van genetische hulpmiddelen die beschikbaar zijn in Zebrafish, kan dit elektrofysiologieprotocol worden aangevuld met transgene lijnen om anatomische en functionele circuitconnectiviteit in haarcelsystemen en daarbuiten krachtig te onderzoeken.Deze vereenvoudigde modificatie van de patchklemtechniek stelt ons in staat om te monitoren hoe sensorische systemen in vivo functioneren.

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Dissection and Culture of Commissural Neurons from Embryonic Spinal Cord

Dissectie en Cultuur van Commissural neuronen van het ruggenmerg Embryonic

Commissural neurons have been widely used to investigate the mechanisms underlying axon guidance during embryonic spinal cord development. The cell bodies ...

Lateral Diffusion and Exocytosis of Membrane Proteins in Cultured Neurons Assessed using Fluorescence Recovery and Fluorescence-loss Photobleaching

Laterale diffusie en Exocytose van membraaneiwitten in gekweekte zenuwcellen gemeten met behulp van Fluorescence Recovery en fluorescentie-verlies fotobleken

Membrane proteins such as receptors and ion channels undergo active trafficking in neurons, which are highly polarised and morphologically complex. This ...

Optogenetic Activation of Zebrafish Somatosensory Neurons using ChEF-tdTomato

Optogenetic Activering van zebravis Somatosensorische Neuronen met chef-tdTomato

Larval  zebrafish are emerging as a model for describing the development and function  of simple neural circuits. Due to their  external fertilization, ...

Recording Electrical Activity from Identified Neurons in the Intact Brain of Transgenic Fish

Opnemen van elektrische activiteit van geïdentificeerde neuronen in de intacte hersenen van transgene Fish

Understanding the cell physiology of neural circuits that regulate complex behaviors is greatly enhanced by using model systems in which this work can be ...

Dissection and Lateral Mounting of Zebrafish Embryos: Analysis of Spinal Cord Development

Dissectie en horizontale bevestiging van de zebravis embryo&#39;s: Analyse van Spinal Cord Development

The zebrafish spinal cord is an effective investigative model for nervous system research for several reasons. First, genetic, transgenic and gene ...

A Large Lateral Craniotomy Procedure for Mesoscale Wide-field Optical Imaging of Brain Activity

Een grote laterale kraniotomie procedure voor mesoscale breedbeeld optische beeldvorming van hersenactiviteit

The craniotomy is a commonly performed procedure to expose the brain for in vivo experiments. In mouse research, most labs utilize a small craniotomy, ...

In Vitro Recording of Mesenteric Afferent Nerve Activity in Mouse Jejunal and Colonic Segments

In Vitro Recording of Mesenteric Afferent Nerve Activity in Mouse Jejunal and Colonic Segments

In Vitro Registratie van Mesenteriale afferente zenuw activiteit in het Muis jejunale en Colonic Segmenten

Afferent nerves not only convey information concerning normal physiology, but also signal disturbed homeostasis and pathophysiological processes of the ...

In Vitro Characterization of the Electrophysiological Properties of Colonic Afferent Fibers in Rats

In Vitro Characterization of the Electrophysiological Properties of Colonic Afferent Fibers in Rats

In Vitro Karakterisering van de elektrofysiologische eigenschappen van Colon Afferent vezels in ratten

Dysfunction of the colonic sensory nerves has been implicated in the pathophysiology of several common conditions, including functional and inflammatory ...

In Vivo Calcium Imaging of Lateral-line Hair Cells in Larval Zebrafish

In Vivo Calcium beeldvorming van dwarslijn haarcellen in larvale zebravis

Sensory hair cells are mechanoreceptors found in the inner ear that are required for hearing and balance. Hair cells are activated in response to sensory ...

Wireless Electrophysiological Recording of Neurons by Movable Tetrodes in Freely Swimming Fish

Draadloze elektrofysiologische opname van neuronen door beweegbare Tetrodes in vrij zwem vissen

The neural mechanisms governing fish behavior remain mostly unknown, although fish constitute the majority of all vertebrates. The ability to record brain ...