Name: activity of posterior lateral line afferent neurons during swimming in zebrafish
Uploaded: 2021-02-10T15:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Activity of Posterior Lateral Line Afferent Neurons during Swimming in Zebrafish at JoVE.com

Riconosciamo con gratitudine il sostegno del National Institute of Health (DC010809), della National Science Foundation (IOS1257150, 1856237) e del Whitney Laboratory for Marine Biosciences di J.C.L. Ringraziamo i membri passati e presenti del Liao Lab per aver stimolato le discussioni.

Tutte le cure e gli esperimenti sugli animali sono stati eseguiti in conformità con i protocolli approvati dal Comitato istituzionale per la cura e l'uso degli animali dell'Università della Florida.
1. Preparazione di materiali per registrazioni elettrofisiopatiche
<ol><li>Crea una teglia di registrazione con fondo in elastomero in silicone.<ol>
<li>Erogare un sottile strato di componenti elastomeri siliconi auto-miscelati (ad esempio, Sylgard) in un piatto di coltura tissutale con fondo d...

Il protocollo sperimentale descritto fornisce il potenziale per monitorare i cambiamenti endogeni nell'input sensoriale attraverso i comportamenti motori in un vertebrato intatto e si comporta. In particolare, descrive in dettaglio un approccio in vivo all'esecuzione simultanea di registrazioni extracellulari di neuroni afferenti a linea laterale e radici motorie ventrali nel pesce zebra larvale. L'attività spontanea efferente è stata precedentemente caratterizzata nel pesce zebra senza considerare la potenziale attivi...

Neuroni afferenti di sistemi meccanosensoriali trasmettono informazioni dalle cellule ciliate al cervello durante l'udito e l'equilibrio. L'elettrofisiologia può rivelare la sensibilità dei neuroni afferenti attraverso registrazioni dirette. Mentre l'applicazione di patch a cellule intere dalle cellule ciliate può essere impegnativa, la registrazione da neuroni a valle è più semplice e consente la valutazione dei potenziali d'azione in risposta allestimolazioni controllate 1,2,3. Stimolare le cellule ciliate porta alla loro deflessione, che modifica le strutture meccanicosensoriali, innescando così un aumento dei potenziali d'azione (picchi) nei neuroni afferenti4,5,6. In assenza di stimoli esterni, anche i neuroni afenti aumentano spontaneamente a causa della perdita di glutammato dalle cellule ciliate ai terminali post-sinaptici afetti7,8e hanno dimostrato di contribuire a mantenere lasensibilità 9,10. La registrazione del morsetto patch dell'attività afosa consente l'osservazione della sensibilità delle cellule cilieche e della dinamica del segnale che non sono possibili utilizzando tecniche con risoluzione temporale inferiore, come nella microfotica11,12 o nell'imaging funzionaledel calcio 13,14,15. Il seguente protocollo consentirà la registrazione di attività diverse in concomitanza con i comandi motori per rivelare cambiamenti istantanei nella sensibilità delle cellule ciecarie.
I pesci zebra (Danio rerio) utilizzano cellule ciliate contenute in neurosumache che compongono il sistema di linee laterale per rilevare il movimento dell'acqua rispetto al loro corpo, che si traduce in segnali neurali essenzialiper la navigazione 16,17,18,l'elusione dei predatori, la cattura delle prede19,20e lascolarizzazione 21. Il flusso d'acqua può anche essere autogenerato dai movimentidel nuoto 22,23,24,respirazione 22,25,26e alimentazione27. Questi comportamenti comprendono movimenti ripetitivi che possono affaticare le cellule ciliate e compromettere il rilevamento. Pertanto, è fondamentale che il sistema di linee laterale distingua tra stimoli di flusso esterni (esafferenti) e autogenerati (reafferenti). Una scarica corollare attenua i segnali di flusso autogenerati durante la locomozione nei pesci zebra. Questo segnale motore predittivo inibitorio viene trasmesso tramite neuroni discendenti ai recettori sensoriali per modificare l'ingresso o interrompere l'elaborazione del feedback reafferente28,29. Il lavoro seminale che ha contribuito alla nostra comprensione precoce di questo sistema feedforward si è basato su preparati in vitro in cui la connettività e l'attività endogena del circuito neuralenon sono state mantenute 28,30,31,32,33,34,35. Questo protocollo descrive un approccio alla conservazione di un circuito neurale intatto in cui vengono mantenute dinamiche di feedback endogene consentendo così una migliore comprensione della scarica corollare in vivo.
Il protocollo qui delineato descrive come monitorare l'attività del neurone afferente della linea laterale posteriore e del motoneurone contemporaneamente nel pesce zebra larvale. Caratterizzare la dinamica del segnale afferente prima, durante e dopo i comandi motori fornisce informazioni sul feedback endogeno in tempo reale del sistema nervoso centrale che modula la sensibilità delle cellule ciere durante la locomozione. Questo protocollo delinea quali materiali dovranno essere preparati prima degli esperimenti e quindi descrive come paralizzare e preparare le larve di zebrafish. Il protocollo descriverà come stabilire una registrazione stabile delle patch sciolte dei neuroni afferenti e delle registrazioni di radici ventrali extracellulari (VR) dei motoneuroni. I dati rappresentativi che possono essere ottenuti utilizzando questo protocollo sono presentati da un individuo esemplare e l'analisi è stata eseguita su più repliche del protocollo sperimentale. La pre-elaborazione dei dati viene eseguita utilizzando script scritti personalizzati in MATLAB. Nel complesso, questo paradigma sperimentale in vivo è pronto a fornire una migliore comprensione del feedback sensoriale durante la locomozione in un sistema di cellule ciere vertebrate modello.

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	<tbody>
		<tr>
			<td>100 mL beaker</td>
			<td>PYREX</td>
			<td>1000</td>
			<td>resceptacle for etchant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10x water immersion objective</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>UMPLFLN10xW</td>
			<td>low magnification for positioning larvae and recording electrode</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>40x water immersion objective</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>LUMPLFLN40XW</td>
			<td>higher magnification for position electrode tip and establishing patch-clamp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>abfload.m</td>
			<td></td>
			<td>supplemental coding file</td>
			<td>custom written MATLAB script for converting raw electrophysiology recordings to .mat files</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AffVR_preprocess.m</td>
			<td></td>
			<td>supplemental coding file</td>
			<td>custom written MATLAB script for preprocessing recording data</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BNC coaxial cables</td>
			<td>ThorLabs</td>
			<td>2249-C-12</td>
			<td>connecting amplifier and digitizer channels; require 4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>borosilicate glass capillaries w/ filament</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>G150F-3</td>
			<td>inner diameter: 0.86, outer diameter: 1.50; capillary glass used to form recording electrodes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>burst_detect</td>
			<td></td>
			<td>supplemental coding file</td>
			<td>custom written MATLAB function necessary to run AffVR_preprocess.m</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>computer</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>any computer should work</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DC Power Supply</td>
			<td>Tenma</td>
			<td>72-420</td>
			<td>used for electrically etching dissection pins</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>electrophysiology digitizer</td>
			<td>Axon Instruments, Molecular Devices</td>
			<td>Axon DigiData 1440A</td>
			<td>enables acquisition of patch-clamp data</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>filament</td>
			<td>Sutter Instrument Company</td>
			<td>FB255B</td>
			<td>2.5 mm box filament used in micropipette puller</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>fine forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>Dumont #5 (0.05 x 0.02 mm) Item No. 11295-10</td>
			<td>used to manipulate larvae and insert pins</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>fixed stage DIC microscope</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>BX51WI</td>
			<td>microscope used to visualize and establish patch-clamp recordings</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>flexible, tapered pipette tip</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>02-707-169</td>
			<td>flexible tips enable insertion into recording electrode to dispense extracellular solution at the tip</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FluoroDish</td>
			<td>World Precision Instruments Inc.</td>
			<td>FD3510-100</td>
			<td>cover glass bottomed dish recording dish</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KimWipe</td>
			<td>KimTech</td>
			<td>34155</td>
			<td>task wipe used for wicking away excess fluid from larvae</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kwik-Gard</td>
			<td>World Precision Instruments Inc.</td>
			<td>710172</td>
			<td>self-mixing sylgard elastomer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MATLAB</td>
			<td>MathWorks</td>
			<td>R2020b</td>
			<td>command line software for preprocessing data</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>microelectrode amplifier</td>
			<td>Axon Instruments, Molecular Devices</td>
			<td>MultiClamp 700B</td>
			<td>patch clamp amplifier for dual channel recordings</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>microforge</td>
			<td>Narishige</td>
			<td>MF-830 microforge</td>
			<td>to polish recording electrode</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>micromanipulator control unit</td>
			<td>Siskiyou</td>
			<td>MC1000-eR/T</td>
			<td>4-axis dial coordinator for controlling micromanipulator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>micropipette puller</td>
			<td>Sutter Instrument Company</td>
			<td>Flaming/Brown P-97</td>
			<td>for pulling capillary glass into recording electrodes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>microscope control unit</td>
			<td>Siskiyou</td>
			<td>MC1000e</td>
			<td>positions the microscope around the fixed stage and preparation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>motorized micromanipulator</td>
			<td>Siskiyou</td>
			<td>MX7600</td>
			<td>positions the headstage and attached recording electrode for patch-clamp recording</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MultiClamp Commander</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td>2.2.2</td>
			<td>downloadable from Axon MultiClamp 700B Commander download page</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>optical air table</td>
			<td>Newport Corporation</td>
			<td>VH3036W-OPT</td>
			<td>breadboard isolation table to float microscope and minimize vibrations during recordings</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pCLAMP</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td>10.7.0</td>
			<td>downloadable from Axon pCLAMP 10 Electrophysiology Data Acquisition &#38; Analysis Software Download page</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>permanent ink marker</td>
			<td>Sharpie</td>
			<td>order from amazon.com</td>
			<td>for marking the leading edge side of the VR electrode to ensure proper orientation when inserting into pipette holder</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>petri-dish</td>
			<td>Falcon</td>
			<td>35-3001</td>
			<td>used to immerse larvae in paralytic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pipette holder</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td>1-HL-U</td>
			<td>hold recording electrode and connect to the headstage</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pneumatic transducer</td>
			<td>Fluke Biomedical Instruments</td>
			<td>DPM1B</td>
			<td>for controlling recording electrode internal pressure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>potassium hydroxide</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>221473-25G</td>
			<td>etchant for etching dissection pins</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>silicone tubing</td>
			<td>Tygon</td>
			<td>14-169-1A</td>
			<td>tubing to connect pneumatic transducer to pipette holder</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>spike_detect</td>
			<td></td>
			<td>supplemental coding file</td>
			<td>custom written MATLAB function necessary to run AffVR_preprocess.m</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>stereomicroscope</td>
			<td>Carl Zeiss</td>
			<td>Stemi 2000-C</td>
			<td>used to visualize pin tips and during preparation of larvae</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>straight edge razor blade</td>
			<td>Canopus</td>
			<td>order from amazon.com</td>
			<td>cuts the tungsten wire while making dissection pins</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>swimbout_detect</td>
			<td></td>
			<td>supplemental coding file</td>
			<td>custom written MATLAB function necessary to run AffVR_preprocess.m</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>syringe</td>
			<td>Becton Dickinson Compoany</td>
			<td>309602</td>
			<td>filled with extracellular solution to inject into recording electrodes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>transfer pipette</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>Z135003-500EA</td>
			<td>single use, non-sterile pipette for transfering larvae</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>tricaine methanesulfonate</td>
			<td>Syndel</td>
			<td>12854</td>
			<td>pharmaceutical aneasthetic used to euthanize larvae with high dosage.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>tungsten wire</td>
			<td>World Precision Instruments Inc.</td>
			<td>715500</td>
			<td>0.002 inch, 50.8 &#956;m diameter; used to make dissection pins</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>vacuum filtration unit</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>SCGVU11RE</td>
			<td>single use, sterile, vacuum filtration units used to sterilize extracellular solution used for electrophysiology electrode ringer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>voltage-clamp current-clamp headstage</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td>CV-7B</td>
			<td>supplied with MultiClamp 700B amplifier used as left and right headstages</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#945;-bungarotoxin</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>B1601</td>
			<td>for immobilizing the larvae prior to recording</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

activity of posterior lateral line afferent neurons during swimming in zebrafish

I sistemi sensoriali raccolgono segnali essenziali per dirigere il comportamento, ma gli animali devono decifrare quali informazioni sono biologicamente rilevanti. La locomozione genera segnali di disafferente che gli animali devono districare dai segnali sensoriali rilevanti dell'ambiente circostante. Ad esempio, quando un pesce nuota, il flusso generato dalle ondulazioni del corpo viene rilevato dai neurositi meccanorecettivi, che comprendono cellule ciliate, che compongono il sistema di linee laterale. Le cellule ciliate trasmettono quindi informazioni sul movimento del fluido dal sensore al cervello attraverso i neuroni afferenti sensoriali. Contemporaneamente, la scarica corollare del comando motorio viene trasmessa alle cellule ciliate per evitare sovraccarichi sensoriali. La contabilizzazione dell'effetto inibitorio dei segnali motori predittivi durante la locomozione è, quindi, fondamentale quando si valuta la sensibilità del sistema di linee laterale. Abbiamo sviluppato un approccio elettrofisiologico in vivo per monitorare contemporaneamente l'attività del neurone afverso della linea laterale posteriore e della radice motoria ventrale nelle larve di zebrafish (4-7 giorni dopo la fecondazione) che può durare diverse ore. Le registrazioni extracellulari dei neuroni afferenti si ottengono utilizzando la tecnica del patch clamp sciolto, che può rilevare l'attività da singoli o più neuroni. Le registrazioni delle radici ventrali vengono eseguite attraverso la pelle con elettrodi di vetro per rilevare l'attività dei motoneuroni. Il nostro protocollo sperimentale offre il potenziale per monitorare i cambiamenti endogeni o evocati nell'input sensoriale attraverso i comportamenti motori in un vertebrato intatto e comportamentale.

Dopo che le larve di zebrafish sono state correttamente immobilizzate e la linea laterale posteriore si ottiene ganglio afferente e registrazione VR, l'attività sia nei motoneuroni che nei motoneuroni può essere misurata contemporaneamente. I canali di registrazione vengono visualizzati utilizzando protocolli di registrazione gap-free (passaggio 1.4) per il monitoraggio continuo dell'attività afferente e VR. In tempo reale, si possono osservare diminuzioni del tasso di picco afferente spontaneo simultaneo all'attivit?...

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Activity of Posterior Lateral Line Afferent Neurons during Swimming in Zebrafish

Descriviamo un protocollo per monitorare i cambiamenti nell'attività dei neuroni afferenti durante i comandi motori in un modello di sistema di cellule ciere vertebrate.

Attività dei neuroni afferenti della linea laterale posteriore durante il nuoto in Zebrafish

Sensory systems gather cues essential for directing behavior, but animals must decipher what information is biologically relevant. Locomotion generates ...

Questo protocollo consente al ricercatore di monitorare l'attività e la risposta di singoli neuroni sensoriali a una stimolazione controllata in una vertebra comportamentale intatta. Questa elettrofisiologia patch è un modo rapido e diretto per registrare dall'attività di spiking dei singoli neuroni in tempo reale. E questo fornisce una migliore risoluzione del tempo e sensibilità a un costo inferiore rispetto alla maggior parte delle tecniche di imaging ottico.Le cellule ciliate della linea laterale sono omologhe a quelle dell'orecchio interno umano. Quindi questa tecnica è pronta a rivelare le proprietà dei circuiti delle cellule ciliari che si applicano alla sordità umana e ai disturbi dell'udito. L'elettrofisiologia è un mestiere che utilizza abilità motorie fini che devono essere viste e imitate fisicamente.Solo le istruzioni di testo lasciano troppo spazio per interpretazioni errate. Per iniziare, erogare un sottile strato di elastomero siliconico auto-miscelante come Sylgard in un piatto di coltura tissutale con fondo di vetro di copertura per creare un piatto di registrazione inferiore in elastomero siliconico. Per realizzare perni di dissezione, fornire una carica negativa di cinque volt a un bicchiere da 100 millilitri di Etchant utilizzando un alimentatore CC e attaccare un filo di tungsteno all'uscita caricata positivamente.Immergere ripetutamente la punta del filo nel bagno dell'incisione fino a quando la punta si restringe a un punto acuto. Al microscopio stereo, tagliare il filo a circa un millimetro dalla punta con una lama di rasoio a bordo dritto. Ripetere questa ripetizione tre volte, quindi inserire i perni nella scheda di registrazione stagionata utilizzando pin fini.Per preparare gli elettrodi di registrazione, tirare i tubi capillari in vetro borosilicato utilizzando un estrattore di micropipette con filamento a scatola. L'elettrodo dovrebbe avere una punta di 30 micrometri di diametro con un cono che verrà utilizzato per registrare i neuroni afferenti dalla linea laterale posteriore. Tirare un ulteriore tubo capillare in vetro borosilicato in una coppia di elettrodi con diametri di punta da uno a cinque micrometri più piccoli.Tenendo un elettrodo in ogni mano, far scorrere delicatamente le punte l'una sull'altra per rompere le punte. Utilizzando una microforgia, lucidare la punta smussata fino a quando non è liscia. Il diametro finale della punta dovrebbe essere compreso tra 30 e 50 micrometri.Immobilizzare le larve di zebrafish e trasferirle in una piastra di petri di 35 millimetri usando una grande punta per trasferire pipetta. Rimuovere il più possibile la soluzione circostante. Immergere le larve in 10 microlitri dello 0,1% di alfa-bungarotossina per circa cinque minuti.Lavare la larva paralizzata con soluzione extracellulare per 10 minuti. Quindi, utilizzare una pipetta di trasferimento per spostare la larva dal bagno della soluzione extracellulare alla piastra di registrazione con fondo silicone. Al microscopio stereo, posizionare delicatamente le larve con forcep a punta fine sopra il centro di questo tappetino in silicone, lateralmente verso l'alto con le estremità anteriore e posteriore del corpo che corrono da sinistra a destra.Utilizzando pin a punta fine, inserire il perno del bordo ortogonalmente nel silicone attraverso il notocordo dorsale delle larve direttamente dorsale all'ano. Inserire il secondo perno attraverso il notocordo verso l'estremità della coda e inserire il terzo perno attraverso la dorsale notocordo della vescica gassoso. Inserire il quarto perno attraverso la vescicola otica fornendo una leggera rotazione mentre il perno si inserisce nell'incapsulante.Quando viene applicata una leggera rotazione, osserva il tessuto tra il cleitro e la vescicola otica per rivelare il gruppo di somata afferente. Posizionare la larva del perno sotto l'obiettivo 10 volte su uno stadio fisso del microscopio DIC e orientare le fessure miocetali dei blocchi muscolari parallele al vettore dello stadio della testa sinistra. Posizionare il filo di terra nella soluzione del bagno e assicurarsi che sia collegato allo stadio della testa sinistra.Riempire l'elettrodo di registrazione VR con 30 microlitri di soluzione extracellulare utilizzando una punta flessibile per pipetta a caricamento in gel e inserirlo nel supporto della pipetta del palco della testa sinistra. Aumentare l'ingrandimento a 40 volte e abbassare la pipetta di registrazione nella soluzione per piatti applicando al contempo una pressione positiva prodotta da un trasduttore pneumatico. Portare la punta dell'elettrodo su un miosiotto tra i due miomeri ventrali alla linea laterale fino a quando la fessura non è centrata nell'apertura della punta dell'elettrodo VR Abbassare la pipetta fino a quando il bordo in ritardo dell'apertura della punta contatta delicatamente l'epitelio.Dopo il contatto iniziale, manovrare la pipetta in diagonale per assicurarsi che il bordo d'avanguardia faccia contatto e possa generare una guarnizione. Applicare la pressione negativa con il trasduttore pneumatico e tenerla. Nel software patch clamp, fare clic sul pulsante Riproduci sulla barra degli strumenti per monitorare il segnale VR.Assicurarsi che la registrazione VR si ottiene una volta osservata l'attività del motoneurone con la dinamica del segnale burst stereotipata Wells. Riempire l'afferente elettrodo di registrazione con 30 microlitri di soluzione extracellulare e inserirlo nel supporto della pipetta del palco della testa destro. Quindi abbassarlo nella soluzione per piatti applicando una pressione positiva prodotta da un trasduttore pneumatico.Individuare l'elettrodo e portare la punta dell'elettrodo sopra il campione. Utilizzando un micromanipolatore, abbassare la punta dell'elettrodo afferente fino a mantenere la posizione sopra il cleithrum. Aumentare l'ingrandimento a 40 volte l'immersione e individuare l'intersezione del nervo della linea laterale posteriore e del cleitro.Portare la punta dell'elettrodo sopra il ganglio afferente e abbassare la pipetta fino a quando la punta non contatta l'epitelio. Manovrare delicatamente l'elettrodo in modo che l'intera circonferenza della punta contatti il ganglio afferente. Applicare la pressione negativa con il trasduttore pneumatico e tenerla.Dopo aver fatto clic su Riproduci nel software di patch clamp, assicurarsi che la registrazione delle patch sciolte dell'intera cella dei neuroni afferenti si ottiene quando i picchi si verificano spontaneamente all'incirca ogni 100-200 millisecondi. Una volta rilevata l'attività del neurone e del motoneurone, fare clic sul pulsante Registra sulla barra degli strumenti nel morsetto di picco 10 per acquisire registrazioni simultanee senza gap in entrambi i canali. Eseguire la pre-elaborazione dei dati come descritto nel manoscritto testuale.Utilizzando questo protocollo di registrazione senza gap, l'attività in tempo reale dei neuroni afferenti e VR può essere misurata contemporaneamente. Gli script di pre-elaborazione scritti personalizzati generano grafici per facilitare la visualizzazione del rilevamento dei picchi utilizzando parametri quali soglia, durata minima e intervallo minimo di interspike. I segnali isolati sono stati ottenuti regolando le variabili di rilevamento limite inferiore e superiore nello script di pre-elaborazione.Il rilevamento dei picchi delle radici ventrali segue parametri identici con input aggiuntivi. I burst all'interno di un comando motore sono definiti da un minimo di due picchi entro 0,1 millisecondi della durata di almeno cinque millisecondi e delimitati da un minimo di tre burst con intervalli interburst inferiori a 200 millisecondi Gli script di pre-elaborazione sovrapporranno sezioni di attività afferente immesse in un periodo di interesse ben definito. In questo caso, l'attività spontanea media mostra cambiamenti drammatici in risposta all'inizio dell'attività motoria raffigurata sull'asse X come tempo uguale a zero.Sono state rilevate differenze significative nei tassi di picco diversi tra i tassi di picco pre-nuoto e i tassi di picco sia dei periodi di nuoto che post-nuoto. I tassi di picco afferenti erano negativamente correlati con la durata del nuoto. Non viene rilevata alcuna correlazione tra velocità di picco relativa e frequenza di nuoto.La salute degli animali è la cosa più importante quando si cerca di tentare questa procedura. È fondamentale monitorare il flusso sanguigno veloce non solo per garantire il benessere degli animali, ma anche aumentare la probabilità di successo della registrazione neurale. Sfruttando gli strumenti genetici disponibili in Zebrafish, questo protocollo di elettrofisiologia può essere integrato da linee transgeniche per indagare con forza la connettività del circuito anatomico e funzionale nei sistemi di cellule ciliate e oltre.Questa modifica semplificata della tecnica del patch clamp ci consente di monitorare il funzionamento in vivo dei sistemi sensoriali.

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