Name: activity of posterior lateral line afferent neurons during swimming in zebrafish
Uploaded: 2021-02-10T15:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Activity of Posterior Lateral Line Afferent Neurons during Swimming in Zebrafish at JoVE.com

Vi anerkjenner takknemlig støtte fra National Institute of Health (DC010809), National Science Foundation (IOS1257150, 1856237) og Whitney Laboratory for Marine Biosciences til J.C.L. Vi vil takke tidligere og nåværende medlemmer av Liao Lab for å stimulere til diskusjoner.

All dyrepleie og eksperimenter ble utført i samsvar med protokoller godkjent av University of Floridas Institutional Animal Care and Use Committee.
1. Fremstilling av materialer for elektrofysiologiske opptak
<ol><li>Lag en silikon elastomerbunnet opptaksfat.<ol>
<li>Dispenser et tynt lag med selvblandende silikonelastomerkomponenter (f.eks. Sylgard) i en dekselglassbunnet vevskulturrett til den nivåer med kanten av grunne brønner. Ca. 0,5 ml er tilstrekkelig.</li>
		<li>Dekk og herd rett...

Den eksperimentelle protokollen som er beskrevet, gir potensial til å overvåke endogene endringer i sensorisk inngang på tvers av motorisk atferd i en intakt, oppførende virveldyr. Spesielt beskriver den en in vivo-tilnærming til å utføre samtidige ekstracellulære opptak av laterale linje afferent nevroner og ventrale motorrøtter i larval sebrafisk. Spontan afferent aktivitet har tidligere vært preget av sebrafisk uten hensyn til potensiell samtidig motoraktivitet1,<sup class=...

Afferent nevroner av mekanosensoriske systemer overfører informasjon fra hårceller til hjernen under hørsel og balanse. Elektrofysiologi kan avsløre følsomheten til afferente nevroner gjennom direkte opptak. Selv om det kan være utfordrende å lappe hele celler fra hårceller, er det enklere å registrere fra nedstrøms afferente nevroner og tillater vurdering av handlingspotensialer som svar på kontrollerte stimuleringer1,2,3. Stimulerende hårceller fører til avbøyning, som endrer mekanosensoriske strukturer, og utløser dermed en økning i virkningspotensialer (pigger) i afferent nevroner4,5,6. I fravær av ytre stimuli øker afferente nevroner også spontant på grunn av glutamatlekkasje fra hårcellene til afferent postsynaptiske terminaler7,8, og har vist seg å bidra til å opprettholde følsomhet9,10. Patch klemme registrering av afferent aktivitet muliggjør observasjon av hårcelle følsomhet og signaldynamikk som ikke er mulig ved hjelp av teknikker med lavere temporal oppløsning, for eksempel i mikrofonikk11,12 eller funksjonell kalsiumavbildning13,14,15. Følgende protokoll vil tillate opptak av afferent aktivitet samtidig med motorkommandoer for å avsløre øyeblikkelige endringer i hårcellefølsomhet.
Sebrafisk (Danio rerio) bruker hårceller som finnes i nevromasser som komponerer laterallinjesystemet for å oppdage vannbevegelse i forhold til kroppen, som oversettes til nevrale signaler som er avgjørende fornavigasjon 16,17,18, rovdyrunngåelse, byttedyr fange19,20og skolegang21. Vannstrømmen kan også selvgenereres av bevegelsene til svømming22,23,24, åndedrett22,25,26og fôring27. Disse atferdene består av repeterende bevegelser som kan tretthet hårceller og svekke sensing. Derfor er det kritisk at sidelinjen systemet skiller mellom ekstern (exafferent) og selvgenerert (reafferent) strømning stimuli. En korollær utslipp demper selvgenererte strømningssignaler under bevegelse i sebrafisk. Dette hemmende prediktive motorsignalet videresendes via synkende nevroner til sensoriske reseptorer for å endre inngangen eller avbryte behandlingen av den reafferente tilbakemeldingen28,29. Seminalarbeid som bidro til vår tidlige forståelse av dette feedforward-systemet, stolte på in vitro-preparater der tilkoblings- og endogene aktiviteten til nevralkretsen ikke ble opprettholdt28,30,31,32,33,34,35. Denne protokollen beskriver en tilnærming til å bevare en intakt nevral krets der endogen tilbakemeldingsdynamikk opprettholdes og dermed muliggjør bedre forståelse av korollær utslipp in vivo.
Protokollen som er skissert her beskriver hvordan man overvåker bakre laterallinje afferent neuron og motorisk nevronaktivitet samtidig i larval sebrafisk. Karakterisering av afferent signaldynamikk før, under og etter motoriske kommandoer gir innsikt i sanntid, endogen tilbakemelding fra sentralnervesystemet som modulerer hårcellefølsomhet under bevegelse. Denne protokollen skisserer hvilke materialer som må utarbeides før eksperimenter, og beskriver deretter hvordan man lammer og forbereder sebrafisk larver. Protokollen vil beskrive hvordan man etablerer en stabil løs patch opptak av afferent nevroner og ekstracellulær ventral rot (VR) opptak av motoriske nevroner. Representative data som kan fås ved hjelp av denne protokollen presenteres fra en eksemplarisk person og analyse ble utført på flere replikeringer av den eksperimentelle protokollen. Forhåndsbehandling av data utføres ved hjelp av tilpassede skriftlige skript i MATLAB. Totalt sett er dette in vivo eksperimentelle paradigmet klar til å gi en bedre forståelse av sensorisk tilbakemelding under bevegelse i et modell vertebrathårcellesystem.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>100 mL beaker</td>
			<td>PYREX</td>
			<td>1000</td>
			<td>resceptacle for etchant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10x water immersion objective</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>UMPLFLN10xW</td>
			<td>low magnification for positioning larvae and recording electrode</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>40x water immersion objective</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>LUMPLFLN40XW</td>
			<td>higher magnification for position electrode tip and establishing patch-clamp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>abfload.m</td>
			<td></td>
			<td>supplemental coding file</td>
			<td>custom written MATLAB script for converting raw electrophysiology recordings to .mat files</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AffVR_preprocess.m</td>
			<td></td>
			<td>supplemental coding file</td>
			<td>custom written MATLAB script for preprocessing recording data</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BNC coaxial cables</td>
			<td>ThorLabs</td>
			<td>2249-C-12</td>
			<td>connecting amplifier and digitizer channels; require 4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>borosilicate glass capillaries w/ filament</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>G150F-3</td>
			<td>inner diameter: 0.86, outer diameter: 1.50; capillary glass used to form recording electrodes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>burst_detect</td>
			<td></td>
			<td>supplemental coding file</td>
			<td>custom written MATLAB function necessary to run AffVR_preprocess.m</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>computer</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>any computer should work</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DC Power Supply</td>
			<td>Tenma</td>
			<td>72-420</td>
			<td>used for electrically etching dissection pins</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>electrophysiology digitizer</td>
			<td>Axon Instruments, Molecular Devices</td>
			<td>Axon DigiData 1440A</td>
			<td>enables acquisition of patch-clamp data</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>filament</td>
			<td>Sutter Instrument Company</td>
			<td>FB255B</td>
			<td>2.5 mm box filament used in micropipette puller</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>fine forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>Dumont #5 (0.05 x 0.02 mm) Item No. 11295-10</td>
			<td>used to manipulate larvae and insert pins</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>fixed stage DIC microscope</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>BX51WI</td>
			<td>microscope used to visualize and establish patch-clamp recordings</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>flexible, tapered pipette tip</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>02-707-169</td>
			<td>flexible tips enable insertion into recording electrode to dispense extracellular solution at the tip</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FluoroDish</td>
			<td>World Precision Instruments Inc.</td>
			<td>FD3510-100</td>
			<td>cover glass bottomed dish recording dish</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KimWipe</td>
			<td>KimTech</td>
			<td>34155</td>
			<td>task wipe used for wicking away excess fluid from larvae</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kwik-Gard</td>
			<td>World Precision Instruments Inc.</td>
			<td>710172</td>
			<td>self-mixing sylgard elastomer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MATLAB</td>
			<td>MathWorks</td>
			<td>R2020b</td>
			<td>command line software for preprocessing data</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>microelectrode amplifier</td>
			<td>Axon Instruments, Molecular Devices</td>
			<td>MultiClamp 700B</td>
			<td>patch clamp amplifier for dual channel recordings</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>microforge</td>
			<td>Narishige</td>
			<td>MF-830 microforge</td>
			<td>to polish recording electrode</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>micromanipulator control unit</td>
			<td>Siskiyou</td>
			<td>MC1000-eR/T</td>
			<td>4-axis dial coordinator for controlling micromanipulator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>micropipette puller</td>
			<td>Sutter Instrument Company</td>
			<td>Flaming/Brown P-97</td>
			<td>for pulling capillary glass into recording electrodes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>microscope control unit</td>
			<td>Siskiyou</td>
			<td>MC1000e</td>
			<td>positions the microscope around the fixed stage and preparation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>motorized micromanipulator</td>
			<td>Siskiyou</td>
			<td>MX7600</td>
			<td>positions the headstage and attached recording electrode for patch-clamp recording</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MultiClamp Commander</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td>2.2.2</td>
			<td>downloadable from Axon MultiClamp 700B Commander download page</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>optical air table</td>
			<td>Newport Corporation</td>
			<td>VH3036W-OPT</td>
			<td>breadboard isolation table to float microscope and minimize vibrations during recordings</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pCLAMP</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td>10.7.0</td>
			<td>downloadable from Axon pCLAMP 10 Electrophysiology Data Acquisition &#38; Analysis Software Download page</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>permanent ink marker</td>
			<td>Sharpie</td>
			<td>order from amazon.com</td>
			<td>for marking the leading edge side of the VR electrode to ensure proper orientation when inserting into pipette holder</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>petri-dish</td>
			<td>Falcon</td>
			<td>35-3001</td>
			<td>used to immerse larvae in paralytic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pipette holder</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td>1-HL-U</td>
			<td>hold recording electrode and connect to the headstage</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pneumatic transducer</td>
			<td>Fluke Biomedical Instruments</td>
			<td>DPM1B</td>
			<td>for controlling recording electrode internal pressure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>potassium hydroxide</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>221473-25G</td>
			<td>etchant for etching dissection pins</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>silicone tubing</td>
			<td>Tygon</td>
			<td>14-169-1A</td>
			<td>tubing to connect pneumatic transducer to pipette holder</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>spike_detect</td>
			<td></td>
			<td>supplemental coding file</td>
			<td>custom written MATLAB function necessary to run AffVR_preprocess.m</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>stereomicroscope</td>
			<td>Carl Zeiss</td>
			<td>Stemi 2000-C</td>
			<td>used to visualize pin tips and during preparation of larvae</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>straight edge razor blade</td>
			<td>Canopus</td>
			<td>order from amazon.com</td>
			<td>cuts the tungsten wire while making dissection pins</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>swimbout_detect</td>
			<td></td>
			<td>supplemental coding file</td>
			<td>custom written MATLAB function necessary to run AffVR_preprocess.m</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>syringe</td>
			<td>Becton Dickinson Compoany</td>
			<td>309602</td>
			<td>filled with extracellular solution to inject into recording electrodes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>transfer pipette</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>Z135003-500EA</td>
			<td>single use, non-sterile pipette for transfering larvae</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>tricaine methanesulfonate</td>
			<td>Syndel</td>
			<td>12854</td>
			<td>pharmaceutical aneasthetic used to euthanize larvae with high dosage.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>tungsten wire</td>
			<td>World Precision Instruments Inc.</td>
			<td>715500</td>
			<td>0.002 inch, 50.8 &#956;m diameter; used to make dissection pins</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>vacuum filtration unit</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>SCGVU11RE</td>
			<td>single use, sterile, vacuum filtration units used to sterilize extracellular solution used for electrophysiology electrode ringer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>voltage-clamp current-clamp headstage</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td>CV-7B</td>
			<td>supplied with MultiClamp 700B amplifier used as left and right headstages</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#945;-bungarotoxin</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>B1601</td>
			<td>for immobilizing the larvae prior to recording</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

activity of posterior lateral line afferent neurons during swimming in zebrafish

Sensoriske systemer samler signaler som er avgjørende for å styre atferd, men dyr må tyde hvilken informasjon som er biologisk relevant. Locomotion genererer reafferent signaler om at dyr må disentangle fra relevante sensoriske signaler i omgivelsene. For eksempel, når en fisk svømmer, oppdages strømning generert fra kroppsunduleringer av mekanoreceptive nevromasser, som består av hårceller, som komponerer sidelinjen. Hårcellene overfører deretter væskebevegelsesinformasjon fra sensoren til hjernen via de sensoriske afferente nevronene. Samtidig sendes korollær utladning av motorkommandoen til hårceller for å forhindre sensorisk overbelastning. Å ta hensyn til den hemmende effekten av prediktive motorsignaler under bevegelse er derfor kritisk når man vurderer følsomheten til sidelinjesystemet. Vi har utviklet en in vivo elektrofysiologisk tilnærming for samtidig å overvåke bakre lateral linje afferent neuron og ventral motorrotaktivitet i sebrafisk larver (4-7 dager etter befruktning) som kan vare i flere timer. Ekstracellulære opptak av afferente nevroner oppnås ved hjelp av den løse patchklemmeteknikken, som kan oppdage aktivitet fra enkle eller flere nevroner. Ventrale rotopptak utføres gjennom huden med glasselektroder for å oppdage motorisk nevronaktivitet. Vår eksperimentelle protokoll gir potensial til å overvåke endogene eller fremkalte endringer i sensorisk inngang på tvers av motorisk atferd i en intakt, oppførende virveldyr.

Etter at sebrafisk larver er riktig immobilisert og bakre lateral linje afferent ganglion og VR-opptak oppnås, kan aktivitet i både afferent og motoriske nevroner måles samtidig. Opptakskanaler vises ved hjelp av gapfrie opptaksprotokoller (trinn 1.4) for kontinuerlig overvåking av avferente og VR-aktivitet. I sanntid kan reduksjoner i spontan afferent pigghastighet observeres samtidig med VR-aktivitet som indikerer fiktive svømmekamper (Figur 1E). Vi fant ut at de beste resultatene og ...

Watch this Scientific Journal Video about Activity of Posterior Lateral Line Afferent Neurons during Swimming in Zebrafish at JoVE.com

Activity of Posterior Lateral Line Afferent Neurons during Swimming in Zebrafish

Vi beskriver en protokoll for å overvåke endringer i den afferente nevronaktiviteten under motorkommandoer i et modell virveldyrhårcellesystem.

Aktivitet av bakre laterale linje afferent nevroner under svømming i sebrafisk

Sensory systems gather cues essential for directing behavior, but animals must decipher what information is biologically relevant. Locomotion generates ...

Denne protokollen gjør det mulig for forskeren å overvåke aktiviteten og responsen til enkeltsensoriske nevroner til en kontrollert stimulering i en intakt oppfører ryggvirvler. Denne patch elektrofysiologien er en rask og direkte måte å registrere fra spiking aktiviteten til individuelle nevroner i sanntid. Og det gir bedre tidsoppløsning og følsomhet til en lavere pris enn de fleste optiske bildeteknikker.Sidelinjehårcellene er homologe for det menneskelige indre øret. Så denne teknikken er klar til å avsløre egenskapene til hårcellekretser som gjelder for menneskelig døvhet og hørselsforstyrrelser. Elektrofysiologi er et håndverk som bruker fine motoriske ferdigheter som må sees og fysisk etterlignes.Bare tekstinstruksjoner gir for mye plass til feiltolkning. Til å begynne med, dispenser et tynt lag med selvblandende silikonelastomer som Sylgard i en dekselglassbunnet vevskulturrett for å lage en silikon elastomer bunnopptaksfat. For å lage disseksjonspinner, gi en negativ ladning på fem volt til et 100 milliliter beger etchant ved hjelp av en DC strømforsyning og fest en wolframtråd til den positivt ladede utgangen.Dypp spissen av ledningen gjentatte ganger inn i Etchant-badet til spissen smalner til et skarpt punkt. Under et stereomikroskop kutter du ledningen omtrent en millimeter fra spissen med et barberblad med rett kant. Gjenta dette tre ganger og sett deretter pinnene inn i den herdede opptaksfatet med fine tang.For å forberede opptakselektroder, trekk borosilikatglass kapillærrør ved hjelp av en mikropipettetrekker med boksfilament. Elektroden skal ha en 30 mikrometer diameter spiss med en kon som vil bli brukt til å registrere afferent nevroner fra bakre lateral linje. Trekk et ekstra borosilikatglass kapillærrør inn i et par elektroder med mindre en til fem mikrometer spissdiametre.Hold en elektrode i hver hånd, kjør forsiktig spissene over hverandre for å bryte spissene. Bruk en mikroforge, poler skråspissen til den er glatt. Den endelige spissdiameteren skal være mellom 30 og 50 mikrometer.Immobiliser sebrafisk larver og overfør dem til en 35 millimeter petriskål ved hjelp av en stor spiss for å overføre pipette. Fjern så mye av den omkringliggende løsningen som mulig. Fordyp larver i 10 mikroliter 0,1% alfa-Bungarotoxin i omtrent fem minutter.Vask den lammede larven med ekstracellulær løsning i 10 minutter. Bruk deretter en overføringspipette for å flytte larven fra det ekstracellulære løsningsbadet til silikonbunnet opptaksfat. Under et stereomikroskop plasserer du forsiktig larvene med fine tipped tang over midten av denne silikonmatten, sidesiden opp med kroppens fremre og bakre ender som går fra venstre til høyre.Bruk fine tipped tang, sett kantpinnen ortogonalt til silikonet gjennom larvens dorsale notokord direkte dorsal til anus. Sett den andre pinnen gjennom hakkeordet nær enden av halen og sett den tredje pinnen gjennom notokorddorsalen til gassblæren. Sett den fjerde pinnen gjennom den otiske vesicleen samtidig som den gir liten rotasjon når pinnen settes inn i innkapslingen.Når en liten rotasjon påføres, se etter vevet mellom cleithrum og otic vesicle for å avsløre klyngen av afferent somata. Plasser pinnelarven under 10 ganger objektivet på et fast stadium av DIC-mikroskopet og orienter de mioceptale kløftene i muskelblokkene parallelt med venstre hodetrinnvektor. Plasser jordledningen i badeløsningen og sørg for at den er koblet til venstre hodetrinn.Fyll VR-opptakselektroden med 30 mikroliter ekstracellulær oppløsning ved hjelp av en fleksibel pipettespiss med gellasting og sett den inn i den venstre pipetteholderen på hodetrinnet. Øk forstørrelsen til 40 ganger og senk opptakspipetten ned i tallerkenløsningen samtidig som du legger positivt trykk produsert av en pneumatisk svinger. Før elektrodespissen over et myoseptum mellom de to myomerene ventral til sidelinjen til spalten er sentrert i VR-elektrodespissåpningen Senk pipetten til den etterslepende kanten av spissåpningen forsiktig kommer i kontakt med epitelet.Etter første kontakt manøvrerer du pipetten diagonalt for å sikre at forkanten kommer i kontakt og kan generere en forsegling. Påfør negativt trykk med den pneumatiske svingeren og hold den. I patch clamp-programvaren klikker du på Play-knappen på verktøylinjen for å overvåke VR-signalet.Sørg for at VR-opptaket oppnås når motorisk nevronaktivitet med Wells stereotype burst signaldynamikk er observert. Fyll den sprudlende opptakselektroden med 30 mikroliter ekstracellulær oppløsning og sett den inn i høyre hodetrinnpipetteholder. Senk den deretter ned i parabolløsningen mens du bruker positivt trykk produsert av en pneumatisk svinger.Finn elektroden og før elektrodespissen over prøven. Bruk en mikromanipulator til å senke den afferente elektrodespissen til den holder posisjonen over cleithrum. Øk forstørrelsen til 40 ganger nedsenking og finn skjæringspunktet mellom bakre lateral linjenerve og cleithrum.Før elektrodespissen over den sprudlende ganglionen og senk pipetten til spissen kommer i kontakt med epitelet. Manøvrer elektroden forsiktig slik at hele spissomkretsen kommer i kontakt med den afferente ganglionen. Påfør negativt trykk med den pneumatiske svingeren og hold den.Etter å ha klikket spill i patch clamp programvare, sørg for at hele cellen løs patch opptak av afferent neuroner oppnås når pigger oppstår spontant omtrent hver 100 til 200 millisekunder. Når både afferent neuron- og motorisk nevronaktivitet er oppdaget, klikker du på Record-knappen på verktøylinjen i toppklemme 10 for å fange samtidige gapfrie opptak i begge kanalene. Utfør databehandling som beskrevet i tekstmanuskriptet.Ved hjelp av denne gapfrie opptaksprotokollen kan sanntidsaktiviteten til avferente og VR-nevroner måles samtidig. Egendefinerte skriftlige skript for forhåndsbehandling genererer plott for å hjelpe til med visualisering av spike-deteksjon ved hjelp av parametere som terskel, minimumsvarighet og minimum interspike-intervall. Isolerte signaler ble innhentet ved å justere gjenkjenningsvariablene for nedre og øvre grense i forhåndsbehandlingsskriptet.Ventral røtter spike deteksjon følger identiske parametere med ekstra innganger. Bursts i en motorkommando er definert av minimum to pigger innen 0,1 millisekunder som varer i minst fem millisekunder og avgrenses med minst tre utbrudd med interburstintervaller på mindre enn 200 millisekunder Forbehandlingsskript vil legge over deler av avferente aktivitet som er angitt på en veldefinert interesseperiode. I dette tilfellet viser gjennomsnittlig spontan aktivitet dramatiske endringer som svar på utbruddet av motoraktivitet avbildet på X-aksen som tid lik null.Det ble påvist betydelige forskjeller i afferent pigghastighet mellom pre-swim spike rater og spike rater av både svømme- og ettersvømmingsperioder. Afferent spike rater var negativt korrelert med svømmevarighet. Det er ikke påvist noen sammenheng mellom relativ pigghastighet og svømmefrekvens.Dyrehelse er det viktigste når du prøver å prøve denne prosedyren. Det er avgjørende å overvåke rask blodstrøm for ikke bare å sikre dyrevelferd, men også øke sannsynligheten for nevral registrering suksess. Ved å utnytte genetiske verktøy tilgjengelig i Zebrafish, Denne elektrofysiologi protokollen kan komplimenteres av transgene linjer for å kraftig undersøke anatomisk og funksjonell krets tilkobling i hårcellesystemer og utover.Denne forenklede modifikasjonen av patchklemmeteknikken lar oss overvåke hvordan sensoriske systemer fungerer in vivo.

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Dissection and Culture of Commissural Neurons from Embryonic Spinal Cord

Commissural neurons have been widely used to investigate the mechanisms underlying axon guidance during embryonic spinal cord development. The cell bodies ...

Lateral Diffusion and Exocytosis of Membrane Proteins in Cultured Neurons Assessed using Fluorescence Recovery and Fluorescence-loss Photobleaching

Lateral Diffusjon og eksocytose av membran proteiner i dyrkede Neurons vurdert ved hjelp av Fluorescens Recovery og fluorescens-tap photobleaching

Membrane proteins such as receptors and ion channels undergo active trafficking in neurons, which are highly polarised and morphologically complex. This ...

Optogenetic Activation of Zebrafish Somatosensory Neurons using ChEF-tdTomato

Optogenetic Aktivering av sebrafisk somatosensoriske Neurons bruker Chef-tdTomato

Larval  zebrafish are emerging as a model for describing the development and function  of simple neural circuits. Due to their  external fertilization, ...

Recording Electrical Activity from Identified Neurons in the Intact Brain of Transgenic Fish

Innspilling elektriske aktiviteten fra Identifiserte Nerveceller i Intakt Norgesmester Transgenic Fish

Understanding the cell physiology of neural circuits that regulate complex behaviors is greatly enhanced by using model systems in which this work can be ...

Dissection and Lateral Mounting of Zebrafish Embryos: Analysis of Spinal Cord Development

Disseksjon og Lateral Montering av sebrafisk embryo: Analyse av ryggmargs Development

The zebrafish spinal cord is an effective investigative model for nervous system research for several reasons. First, genetic, transgenic and gene ...

A Large Lateral Craniotomy Procedure for Mesoscale Wide-field Optical Imaging of Brain Activity

En stor sideveis kraniotomi Prosedyre for mesoskala Wide-field Optical Imaging av hjernens aktivitet

The craniotomy is a commonly performed procedure to expose the brain for in vivo experiments. In mouse research, most labs utilize a small craniotomy, ...

In Vitro Recording of Mesenteric Afferent Nerve Activity in Mouse Jejunal and Colonic Segments

In Vitro Recording of Mesenteric Afferent Nerve Activity in Mouse Jejunal and Colonic Segments

In vitro Opptak av Mesenteric afferente nerveaktivitet i mus Jejunal og Tykktarms segmenter

Afferent nerves not only convey information concerning normal physiology, but also signal disturbed homeostasis and pathophysiological processes of the ...

In Vitro Characterization of the Electrophysiological Properties of Colonic Afferent Fibers in Rats

In Vitro Characterization of the Electrophysiological Properties of Colonic Afferent Fibers in Rats

In Vitro Karakterisering av elektrofysiologiske egenskaper av Colonic afferente fibrene i rotter

Dysfunction of the colonic sensory nerves has been implicated in the pathophysiology of several common conditions, including functional and inflammatory ...

In Vivo Calcium Imaging of Lateral-line Hair Cells in Larval Zebrafish

I Vivo kalsium bildebehandling av Lateral linje hårcellene i larver sebrafisk

Sensory hair cells are mechanoreceptors found in the inner ear that are required for hearing and balance. Hair cells are activated in response to sensory ...

Wireless Electrophysiological Recording of Neurons by Movable Tetrodes in Freely Swimming Fish

Trådløs elektrofysiologisk innspilling av neurons av Movable Tetrodes i fritt svømming Fish

The neural mechanisms governing fish behavior remain mostly unknown, although fish constitute the majority of all vertebrates. The ability to record brain ...