Name: activity of posterior lateral line afferent neurons during swimming in zebrafish
Uploaded: 2021-02-10T15:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Activity of Posterior Lateral Line Afferent Neurons during Swimming in Zebrafish at JoVE.com

Agradecemos o apoio do Instituto Nacional de Saúde (DC010809), da Fundação Nacional de Ciência (IOS1257150, 1856237) e do Whitney Laboratory for Marine Biosciences ao J.C.L. Gostaríamos de agradecer aos membros do passado e do presente do Laboratório Liao por estimular as discussões.

Todos os cuidados e experimentos com animais foram realizados de acordo com protocolos aprovados pelo Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais da Universidade da Flórida.
1. Preparação de materiais para gravações eletrofisiológicas
<ol><li>Faça um prato de gravação com fundo de elastômero de silicone.<ol>
<li>Distribua uma fina camada de componentes de elastômero de silicone auto-misturados (por exemplo, Sylgard) em um prato de cultura de tecido com fundo de vidro até q...

O protocolo experimental descrito fornece o potencial para monitorar mudanças endógenas na entrada sensorial através de comportamentos motores em um vertebrado intacto e comportado. Especificamente, ele detalha uma abordagem in vivo para realizar gravações extracelulares simultâneas de neurônios de linha lateral e raízes motoras ventrais em zebrafish larval. A atividade aferente espontânea tem sido previamente caracterizada em zebrafish sem considerar a potencial atividade motor simultânea1</s...

Diferentes neurônios de sistemas de mecanosensoria transmitem informações das células ciliares para o cérebro durante a audição e equilíbrio. A eletrofisiologia pode revelar a sensibilidade de neurônios diferentes através de gravações diretas. Embora a remenda celular inteira das células ciliares possa ser desafiadora, o registro a partir de neurônios a montante é mais fácil e permite a avaliação dos potenciais de ação em resposta às estimulações controladas1,2,3. Estimular as células ciliadas leva à sua deflexão, o que modifica estruturas mecanosensoriais, desencadeando assim um aumento nos potenciais de ação (picos) em neurônios diferentes4,5,6. Na ausência de estímulos externos, os neurônios aferentes também aumentam espontaneamente devido ao vazamento de glutamato das células ciliadas nos diferentes terminais pós-sinápticos7,8, e têm se mostrado contribuintes para a manutenção da sensibilidade9,10. O registro do grampo de correção da atividade aferente permite a observação da sensibilidade das células ciliares e da dinâmica do sinal que não são possíveis utilizando técnicas com menor resolução temporal, como na microfônica11,12 ou imagem funcional de cálcio13,14,15. O protocolo a seguir permitirá o registro de atividades diferentes concomitantemente com comandos motores para revelar alterações instantâneas na sensibilidade das células ciliares.
Os zebrafish (Danio rerio) utilizam células ciliares contidas em neuromasses que compõem o sistema de linha lateral para detectar o movimento da água em relação ao seu corpo, o que é traduzido em sinais neurais essenciais para a navegação16,17,18, prevenção de predadores, captura de presas19,20, e escolaridade21. O fluxo de água também pode ser autogerado pelos movimentos da natação22,23,24, respiração22,25,26e alimentação27. Esses comportamentos compreendem movimentos repetitivos que podem fadigar as células ciliares e prejudicar a detecção. Portanto, é fundamental que o sistema de linha lateral diferencie entre estímulos de fluxo externos (exafentes) e autogerado (reafeto). Uma descarga corolária atenua sinais de fluxo autogerados durante a locomoção em zebrafish. Este sinal motor preditivo inibidor é retransmitido através de neurônios descendentes para os receptores sensoriais para modificar a entrada ou interromper o processamento do feedback reafesso28,29. O trabalho seminal que contribuiu para a nossa compreensão inicial deste sistema de alimentação contou com preparações in vitro onde a conectividade e a atividade endógena do circuito neural não foram mantidas28,30,31,32,33,34,35. Este protocolo descreve uma abordagem para preservar um circuito neural intacto onde a dinâmica de feedback endógeno é mantida, permitindo assim uma melhor compreensão da descarga corolária in vivo.
O protocolo aqui descrito descreve como monitorar a linha lateral posterior a atividade de neurônios e neurônios motores simultaneamente em zebrafish larval. Caracterizar uma dinâmica de sinal diferente antes, durante e depois dos comandos motores, fornece insights sobre o feedback endógeno em tempo real do sistema nervoso central que modula a sensibilidade das células ciliares durante a locomoção. Este protocolo descreve quais materiais precisarão ser preparados antes dos experimentos e, em seguida, descreve como paralisar e preparar larvas de zebrafish. O protocolo descreverá como estabelecer uma gravação de remendo solto estável de neurônios aferentes e gravações de raiz ventral extracelular (VR) de neurônios motores. Os dados representativos que podem ser obtidos por meio deste protocolo são apresentados a partir de um indivíduo exemplar e a análise foi realizada em múltiplas réplicas do protocolo experimental. O pré-processamento de dados é realizado usando scripts escritos personalizados no MATLAB. No geral, esse paradigma experimental in vivo está pronto para proporcionar uma melhor compreensão do feedback sensorial durante a locomoção em um modelo de sistema de células ciliadas vertebradas.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>100 mL beaker</td>
			<td>PYREX</td>
			<td>1000</td>
			<td>resceptacle for etchant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10x water immersion objective</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>UMPLFLN10xW</td>
			<td>low magnification for positioning larvae and recording electrode</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>40x water immersion objective</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>LUMPLFLN40XW</td>
			<td>higher magnification for position electrode tip and establishing patch-clamp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>abfload.m</td>
			<td></td>
			<td>supplemental coding file</td>
			<td>custom written MATLAB script for converting raw electrophysiology recordings to .mat files</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AffVR_preprocess.m</td>
			<td></td>
			<td>supplemental coding file</td>
			<td>custom written MATLAB script for preprocessing recording data</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BNC coaxial cables</td>
			<td>ThorLabs</td>
			<td>2249-C-12</td>
			<td>connecting amplifier and digitizer channels; require 4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>borosilicate glass capillaries w/ filament</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>G150F-3</td>
			<td>inner diameter: 0.86, outer diameter: 1.50; capillary glass used to form recording electrodes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>burst_detect</td>
			<td></td>
			<td>supplemental coding file</td>
			<td>custom written MATLAB function necessary to run AffVR_preprocess.m</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>computer</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>any computer should work</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DC Power Supply</td>
			<td>Tenma</td>
			<td>72-420</td>
			<td>used for electrically etching dissection pins</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>electrophysiology digitizer</td>
			<td>Axon Instruments, Molecular Devices</td>
			<td>Axon DigiData 1440A</td>
			<td>enables acquisition of patch-clamp data</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>filament</td>
			<td>Sutter Instrument Company</td>
			<td>FB255B</td>
			<td>2.5 mm box filament used in micropipette puller</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>fine forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>Dumont #5 (0.05 x 0.02 mm) Item No. 11295-10</td>
			<td>used to manipulate larvae and insert pins</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>fixed stage DIC microscope</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>BX51WI</td>
			<td>microscope used to visualize and establish patch-clamp recordings</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>flexible, tapered pipette tip</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>02-707-169</td>
			<td>flexible tips enable insertion into recording electrode to dispense extracellular solution at the tip</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FluoroDish</td>
			<td>World Precision Instruments Inc.</td>
			<td>FD3510-100</td>
			<td>cover glass bottomed dish recording dish</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KimWipe</td>
			<td>KimTech</td>
			<td>34155</td>
			<td>task wipe used for wicking away excess fluid from larvae</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kwik-Gard</td>
			<td>World Precision Instruments Inc.</td>
			<td>710172</td>
			<td>self-mixing sylgard elastomer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MATLAB</td>
			<td>MathWorks</td>
			<td>R2020b</td>
			<td>command line software for preprocessing data</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>microelectrode amplifier</td>
			<td>Axon Instruments, Molecular Devices</td>
			<td>MultiClamp 700B</td>
			<td>patch clamp amplifier for dual channel recordings</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>microforge</td>
			<td>Narishige</td>
			<td>MF-830 microforge</td>
			<td>to polish recording electrode</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>micromanipulator control unit</td>
			<td>Siskiyou</td>
			<td>MC1000-eR/T</td>
			<td>4-axis dial coordinator for controlling micromanipulator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>micropipette puller</td>
			<td>Sutter Instrument Company</td>
			<td>Flaming/Brown P-97</td>
			<td>for pulling capillary glass into recording electrodes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>microscope control unit</td>
			<td>Siskiyou</td>
			<td>MC1000e</td>
			<td>positions the microscope around the fixed stage and preparation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>motorized micromanipulator</td>
			<td>Siskiyou</td>
			<td>MX7600</td>
			<td>positions the headstage and attached recording electrode for patch-clamp recording</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MultiClamp Commander</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td>2.2.2</td>
			<td>downloadable from Axon MultiClamp 700B Commander download page</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>optical air table</td>
			<td>Newport Corporation</td>
			<td>VH3036W-OPT</td>
			<td>breadboard isolation table to float microscope and minimize vibrations during recordings</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pCLAMP</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td>10.7.0</td>
			<td>downloadable from Axon pCLAMP 10 Electrophysiology Data Acquisition &#38; Analysis Software Download page</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>permanent ink marker</td>
			<td>Sharpie</td>
			<td>order from amazon.com</td>
			<td>for marking the leading edge side of the VR electrode to ensure proper orientation when inserting into pipette holder</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>petri-dish</td>
			<td>Falcon</td>
			<td>35-3001</td>
			<td>used to immerse larvae in paralytic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pipette holder</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td>1-HL-U</td>
			<td>hold recording electrode and connect to the headstage</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pneumatic transducer</td>
			<td>Fluke Biomedical Instruments</td>
			<td>DPM1B</td>
			<td>for controlling recording electrode internal pressure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>potassium hydroxide</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>221473-25G</td>
			<td>etchant for etching dissection pins</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>silicone tubing</td>
			<td>Tygon</td>
			<td>14-169-1A</td>
			<td>tubing to connect pneumatic transducer to pipette holder</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>spike_detect</td>
			<td></td>
			<td>supplemental coding file</td>
			<td>custom written MATLAB function necessary to run AffVR_preprocess.m</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>stereomicroscope</td>
			<td>Carl Zeiss</td>
			<td>Stemi 2000-C</td>
			<td>used to visualize pin tips and during preparation of larvae</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>straight edge razor blade</td>
			<td>Canopus</td>
			<td>order from amazon.com</td>
			<td>cuts the tungsten wire while making dissection pins</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>swimbout_detect</td>
			<td></td>
			<td>supplemental coding file</td>
			<td>custom written MATLAB function necessary to run AffVR_preprocess.m</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>syringe</td>
			<td>Becton Dickinson Compoany</td>
			<td>309602</td>
			<td>filled with extracellular solution to inject into recording electrodes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>transfer pipette</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>Z135003-500EA</td>
			<td>single use, non-sterile pipette for transfering larvae</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>tricaine methanesulfonate</td>
			<td>Syndel</td>
			<td>12854</td>
			<td>pharmaceutical aneasthetic used to euthanize larvae with high dosage.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>tungsten wire</td>
			<td>World Precision Instruments Inc.</td>
			<td>715500</td>
			<td>0.002 inch, 50.8 &#956;m diameter; used to make dissection pins</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>vacuum filtration unit</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>SCGVU11RE</td>
			<td>single use, sterile, vacuum filtration units used to sterilize extracellular solution used for electrophysiology electrode ringer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>voltage-clamp current-clamp headstage</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td>CV-7B</td>
			<td>supplied with MultiClamp 700B amplifier used as left and right headstages</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#945;-bungarotoxin</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>B1601</td>
			<td>for immobilizing the larvae prior to recording</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

activity of posterior lateral line afferent neurons during swimming in zebrafish

Sistemas sensoriais reúnem pistas essenciais para o direcionamento do comportamento, mas os animais devem decifrar quais informações são biologicamente relevantes. A locomoção gera sinais reafemináveis de que os animais devem se desembaraçar de pistas sensoriais relevantes do ambiente circundante. Por exemplo, quando um peixe nada, o fluxo gerado a partir de ondulações corporais é detectado pelos neuromasts mecanorreceptivos, compreendendo células ciliar, que compõem o sistema de linha lateral. As células ciliares então transmitem informações de movimento fluido do sensor para o cérebro através dos neurônios sensoriais diferentes. Simultaneamente, a descarga corolária do comando motor é transmitida para as células ciliadas para evitar sobrecarga sensorial. A contabilização do efeito inibidor dos sinais motores preditivos durante a locomoção é, portanto, crítica ao avaliar a sensibilidade do sistema de linha lateral. Desenvolvemos uma abordagem eletrofisiológica in vivo para monitorar simultaneamente a linha lateral posterior aferente neurônio e atividade de raiz motor ventral em larvas de zebrafish (4-7 dias após a fertilização) que pode durar várias horas. Gravações extracelulares de neurônios aferentes são obtidas usando a técnica de grampo de remendo solto, que pode detectar atividade a partir de neurônios únicos ou múltiplos. Gravações radiculares ventrais são realizadas através da pele com eletrodos de vidro para detectar a atividade do neurônio motor. Nosso protocolo experimental fornece o potencial para monitorar mudanças endógenas ou evocadas na entrada sensorial através de comportamentos motores em um vertebrado intacto e comportado.

Depois que as larvas de zebrafish são devidamente imobilizadas e a linha lateral posterior é alcançada, a atividade em neurônios aferentes e motores pode ser medida simultaneamente. Os canais de gravação são exibidos usando protocolos de gravação livres de lacunas (etapa 1.4) para monitoramento contínuo de atividades aferentes e vr. Em tempo real, podem ser observadas reduções na taxa de pico espontâneo efervescente, concomitantemente com atividade vr indicativa de natação fictícia(Fi...

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Activity of Posterior Lateral Line Afferent Neurons during Swimming in Zebrafish

Descrevemos um protocolo para monitorar mudanças na atividade de neurônios diferentes durante comandos motores em um sistema de células ciliadas vertebrados modelo.

Atividade da Linha Lateral Posterior Neurônios Diferentes durante a Natação em Zebrafish

Sensory systems gather cues essential for directing behavior, but animals must decipher what information is biologically relevant. Locomotion generates ...

Este protocolo permite que o pesquisador monitore a atividade e a resposta de neurônios sensoriais únicos a uma estimulação controlada em uma vértebra de comportamento intacta. Esta eletrofisiologia de patches é uma maneira rápida e direta de registrar a partir da atividade de espiar de neurônios individuais em tempo real. E isso proporciona melhor resolução de tempo e sensibilidade a um custo menor do que a maioria das técnicas de imagem óptica.As células ciliares da linha lateral são homólogas às do ouvido interno humano. Então essa técnica está pronta para revelar as propriedades dos circuitos de células ciliadas que se aplicam à surdez humana e distúrbios auditivos. Eletrofisiologia é uma nave que utiliza habilidades motoras finas que precisa ser vista e imitada fisicamente.As instruções do texto deixam muito espaço para má interpretação. Para começar, dispense uma fina camada de elastômero de silicone auto-misturado, como Sylgard, em um prato de cultura de tecido com fundo de vidro para fazer um prato de gravação de fundo de elastômero de silicone. Para fazer pinos de dissecção, forneça uma carga negativa de cinco volts a um béquer de 100 mililitros de Etchant usando uma fonte de alimentação DC e conecte um fio de tungstênio à saída carregada positivamente.Mergulhe repetidamente a ponta do fio no banho Etchant até que a ponta se reduza a um ponto afiado. Sob um microscópio estéreo, corte o fio aproximadamente um milímetro da ponta com uma lâmina de barbear de borda reta. Repita isso três vezes e insira pinos no prato de gravação curado usando fórceps finos.Para preparar eletrodos de gravação, puxe tubos capilares de vidro borossilicato usando um puxador de micropipette com filamento de caixa. O eletrodo deve ter uma ponta de diâmetro de 30 micrômetros com um taper que será usado para registrar neurônios diferentes da linha lateral posterior. Puxe um tubo capilar de vidro borossilicato adicional em um par de eletrodos com diâmetros menores de uma a cinco mímetros.Segurando um eletrodo em cada mão, execute delicadamente as pontas umas pelas outras para quebrar as pontas. Com um microforge, polir a ponta chanfrada até ficar homogêneo. O diâmetro da ponta final deve ser entre 30 a 50 micrômetros.Imobilize as larvas de zebrafish e transfira-as para uma placa de petri de 35 milímetros usando uma grande ponta para transferir pipeta. Remova o máximo possível da solução circundante. Mergulhe larvas em 10 microlitadores de 0,1% alfa-Bungarotoxin por aproximadamente cinco minutos.Lave a larva paralisada com solução extracelular por 10 minutos. Em seguida, use uma pipeta de transferência para mover a larva do banho de solução extracelular para o prato de gravação com fundo de silicone. Sob um microscópio estéreo, posicione suavemente as larvas com fórceps finos sobre o centro deste tapete de silicone, lado lateral para cima com as extremidades anterior e posterior do corpo correndo da esquerda para a direita.Utilizando fórceps finos, insira o pino da borda ortogonalmente ao silicone através do notochord dorsal das larvas diretamente dorsal ao ânus. Insira o segundo pino através do notochord perto da extremidade da cauda e insira o terceiro pino através do notochord dorsal da bexiga de gás. Insira o quarto pino através da vesícula otica, proporcionando uma leve rotação à medida que o pino se insere no encapsulante.À medida que uma leve rotação é aplicada, observe o tecido entre o cleithrum e o vesícula otic para revelar o aglomerado de somata aferente. Coloque a larva do pino sob o objetivo de 10 vezes em um estágio fixo do microscópio DIC e oriente as fissuras mioceptais dos blocos musculares paralelos ao vetor do estágio da cabeça esquerda. Coloque o fio moído na solução do banho e certifique-se de que ele esteja conectado ao estágio da cabeça esquerda.Encha o eletrodo de gravação VR com 30 microliters de solução extracelular usando uma ponta flexível de pipeta de carregamento de gel e insira-o no suporte de pipeta da cabeça esquerda. Aumente a ampliação para 40 vezes e baixe a pipeta de gravação na solução do prato, aplicando pressão positiva produzida por um transdutor pneumático. Leve a ponta do eletrodo sobre um myoseptum entre os dois myomeres ventral para a linha lateral até que a fissura esteja centrada na abertura da ponta do eletrodo VR Abaixe a pipeta até que a borda defasada da abertura da ponta entre em contato suavemente com o epitélio.Após o contato inicial, manobre a pipeta na diagonal para garantir que a borda principal faça contato e possa gerar uma vedação. Aplique pressão negativa com o transdutor pneumático e segure-o. No software de grampo de correção, clique no botão Reproduzir na barra de ferramentas para monitorar o sinal VR.Certifique-se de que a gravação vr está sendo alcançada uma vez que a atividade do neurônio motor com a dinâmica de sinal de explosão estereotipado de Wells é observada. Encha o eletrodo de gravação aferente com 30 microliters de solução extracelular e insira-o no suporte de pipeta da cabeça direita. Em seguida, abaixe-o na solução de prato enquanto aplica pressão positiva produzida por um transdutor pneumático.Localize o eletrodo e traga a ponta do eletrodo sobre a amostra. Usando um micromanipulador, abaixe a ponta de eletrodo diferente até que esteja mantendo posição acima do cleithrum. Aumente a ampliação para 40 vezes a imersão e localize a intersecção do nervo da linha lateral posterior e do cleithrum.Leve a ponta do eletrodo sobre o gânglio aferente e baixe a pipeta até que a ponta entre em contato com o epitélio. Suavemente, manobre o eletrodo para que toda a circunferência da ponta entre em contato com o gânglio aferente. Aplique pressão negativa com o transdutor pneumático e segure-o.Depois de clicar em Reproduzir no software de grampo de remendo, certifique-se de que toda a gravação de correção solta de células de neurônios aferentes seja alcançada quando os picos ocorrerem espontaneamente aproximadamente a cada 100 a 200 milissegundos. Uma vez detectada a atividade de neurônios e neurônios motores, clique no botão Gravar na barra de ferramentas no grampo de pico 10 para capturar gravações simultâneas livres de lacunas em ambos os canais. Realize o pré-processamento de dados conforme descrito no manuscrito do texto.Usando este protocolo de gravação livre de lacunas, a atividade em tempo real de neurônios aferentes e VR pode ser medida simultaneamente. Scripts escritos personalizados e pré-processamento geram parcelas para auxiliar na visualização da detecção de picos usando parâmetros como limiar, duração mínima e intervalo mínimo de interspike. Sinais isolados foram obtidos ajustando as variáveis de detecção de limite inferior e superior no script de pré-processamento.A detecção de picos de raízes ventral segue parâmetros idênticos com entradas adicionais. As rajadas dentro de um comando motor são definidas por um mínimo de dois picos dentro de 0,1 milissegundos com duração de cinco milissegundos pelo menos e delineadas por um mínimo de três rajadas com intervalos de bloqueio inferiores a 200 milissegundos Os scripts pré-processamento irão sobrepor seções de atividade aferente inseridas em um período bem definido de interesse. Neste caso, a atividade espontânea média mostra mudanças dramáticas em resposta ao início da atividade motora retratada no eixo X como tempo igual a zero.Diferenças significativas foram detectadas em diferentes taxas de pico entre as taxas de pico pré-natação e as taxas de pico dos períodos de natação e pós-natação. As taxas de pico aferentes foram negativamente correlacionadas com a duração da natação. Não há correlação detectada entre a taxa de pico relativo e a frequência de natação.A saúde animal é a coisa mais importante na tentativa desse procedimento. É crucial monitorar o fluxo sanguíneo rápido para não apenas garantir o bem-estar animal, mas também aumentar a probabilidade de sucesso de registro neural. Ao aproveitar ferramentas genéticas disponíveis no Zebrafish, este protocolo de eletrofisiologia pode ser elogiado por linhas transgênicas para investigar poderosamente a conectividade de circuitos anatômicos e funcionais em sistemas de células ciliadas e além.Esta modificação simplificada da técnica de grampo de remendo nos permite monitorar como os sistemas sensoriais funcionam in vivo.

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Dissection and Culture of Commissural Neurons from Embryonic Spinal Cord

Dissecção e Cultura de Neurônios da Medula Espinhal comissural embrionárias

Commissural neurons have been widely used to investigate the mechanisms underlying axon guidance during embryonic spinal cord development. The cell bodies ...

Neurociência

Lateral Diffusion and Exocytosis of Membrane Proteins in Cultured Neurons Assessed using Fluorescence Recovery and Fluorescence-loss Photobleaching

Difusão lateral e Exocitose de proteínas de membrana em neurônios cultivados avaliada através da recuperação de fluorescência e fluorescência perda de fotobranqueamento

Membrane proteins such as receptors and ion channels undergo active trafficking in neurons, which are highly polarised and morphologically complex. This ...

Optogenetic Activation of Zebrafish Somatosensory Neurons using ChEF-tdTomato

Optogenética ativação de neurônios Zebrafish somatossensoriais usando chef-tdTomato

Larval  zebrafish are emerging as a model for describing the development and function  of simple neural circuits. Due to their  external fertilization, ...

Recording Electrical Activity from Identified Neurons in the Intact Brain of Transgenic Fish

Registro da atividade elétrica dos neurônios identificados no cérebro intacto de peixes transgénicos

Understanding the cell physiology of neural circuits that regulate complex behaviors is greatly enhanced by using model systems in which this work can be ...

Dissection and Lateral Mounting of Zebrafish Embryos: Analysis of Spinal Cord Development

Dissecção e montagem lateral de embriões Zebrafish: Análise de Desenvolvimento da Medula Espinhal

The zebrafish spinal cord is an effective investigative model for nervous system research for several reasons. First, genetic, transgenic and gene ...

A Large Lateral Craniotomy Procedure for Mesoscale Wide-field Optical Imaging of Brain Activity

Um Procedimento craneotomia Lateral Grande para Wide-campo Mesoscale imagens ópticas de atividade cerebral

The craniotomy is a commonly performed procedure to expose the brain for in vivo experiments. In mouse research, most labs utilize a small craniotomy, ...

In Vitro Recording of Mesenteric Afferent Nerve Activity in Mouse Jejunal and Colonic Segments

In Vitro Recording of Mesenteric Afferent Nerve Activity in Mouse Jejunal and Colonic Segments

In Vitro A gravação de mesentérica aferentes a atividade do nervo no mouse jejuno e segmentos do cólon

Afferent nerves not only convey information concerning normal physiology, but also signal disturbed homeostasis and pathophysiological processes of the ...

In Vitro Characterization of the Electrophysiological Properties of Colonic Afferent Fibers in Rats

In Vitro Characterization of the Electrophysiological Properties of Colonic Afferent Fibers in Rats

In Vitro Caracterização das propriedades eletrofisiológicas das fibras aferentes do cólon em ratos

Dysfunction of the colonic sensory nerves has been implicated in the pathophysiology of several common conditions, including functional and inflammatory ...

In Vivo Calcium Imaging of Lateral-line Hair Cells in Larval Zebrafish

Na imagem latente de cálcio Vivo de células de cabelo linha Lateral no Zebrafish Larval

Sensory hair cells are mechanoreceptors found in the inner ear that are required for hearing and balance. Hair cells are activated in response to sensory ...

Wireless Electrophysiological Recording of Neurons by Movable Tetrodes in Freely Swimming Fish

Gravação eletrofisiológica sem fio dos neurônios por tetrodes móveis em peixes livremente da natação

The neural mechanisms governing fish behavior remain mostly unknown, although fish constitute the majority of all vertebrates. The ability to record brain ...