Name: activity of posterior lateral line afferent neurons during swimming in zebrafish
Uploaded: 2021-02-10T15:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Activity of Posterior Lateral Line Afferent Neurons during Swimming in Zebrafish at JoVE.com

Agradecemos el apoyo del Instituto Nacional de Salud (DC010809), la Fundación Nacional de Ciencias (IOS1257150, 1856237) y el Laboratorio Whitney de Biociencias Marinas a J.C.L. Nos gustaría agradecer a los miembros pasados y presentes del Laboratorio Liao por estimular las discusiones.

Todo el cuidado y los experimentos con animales se realizaron de acuerdo con los protocolos aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad de Florida.
1. Preparación de materiales para grabaciones electrofisiológicas
<ol><li>Haga un plato de grabación con fondo de elastómero de silicona.<ol>
<li>Dispense una capa delgada de componentes de elastómero de silicona automezclados (por ejemplo, Sylgard) en un plato de cultivo de tejido con fondo de vidri...

El protocolo experimental descrito proporciona el potencial para monitorear los cambios endógenos en la entrada sensorial a través de los comportamientos motores en un vertebrado intacto y comportándose. Específicamente, detalla un enfoque in vivo para realizar grabaciones extracelulares simultáneas de neuronas aferentes de línea lateral y raíces motoras ventrales en larvas de pez cebra. La actividad aferente espontánea se ha caracterizado previamente en el pez cebra sin tener en cuenta la potencial actividad mot...

Las neuronas aferentes de los sistemas mechanosensoriales transmiten información de las células ciliadas al cerebro durante la audición y el equilibrio. La electrofisiología puede revelar la sensibilidad de las neuronas aferentes a través de grabaciones directas. Mientras que el parcheo de células enteras de las células ciliadas puede ser un desafío, el registro de las neuronas aferentes aguas abajo es más fácil y permite la evaluación de los potenciales de acción en respuesta a los estímulos controlados1,2,3. La estimulación de las células ciliadas conduce a su deflexión, lo que modifica las estructuras medenosensoriales, desencadenando así un aumento de los potenciales de acción (picos) en las neuronas aferentes4,5,6. En ausencia de estímulos externos, las neuronas aferentes también se disparan espontáneamente debido a la fuga de glutamato de las células ciliadas a los terminales post-sinápticos aferentes7,8,y se ha demostrado que contribuyen a mantener la sensibilidad9,10. El registro de la abrazadera de parches de la actividad aferente permite la observación de la sensibilidad de las células ciliadas y la dinámica de la señal que no son posibles utilizando técnicas con menor resolución temporal, como en microfonías11, 12 o imágenes funcionales de calcio13,14,15. El siguiente protocolo permitirá el registro de la actividad aferente concurrente con los comandos motores para revelar cambios instantáneos en la sensibilidad de las células ciliadas.
El pez cebra(Danio rerio)utiliza células ciliadas contenidas en neuromastos que componen el sistema de línea lateral para detectar el movimiento del agua en relación con su cuerpo, lo que se traduce en señales neuronales esenciales para la navegación16,17,18,evitación de depredadores, captura de presas19,20,y escolaridad21. El flujo de agua también puede ser autogenerado por los movimientos de natación22,23,24,respiración22,25,26,y alimentación27. Estos comportamientos comprenden movimientos repetitivos que pueden fatigar las células ciliadas y perjudicar la detección. Por lo tanto, es fundamental que el sistema de línea lateral diferencie entre estímulos de flujo externos (exaferentes) y autogenerados (reaferentes). Una descarga corolario atenúa las señales de flujo autogeneradas durante la locomoción en el pez cebra. Esta señal motora predictiva inhibitoria se retransmite a través de neuronas descendentes a los receptores sensoriales para modificar la entrada o interrumpir el procesamiento de la retroalimentación reaferente28,29. El trabajo seminal que contribuyó a nuestra comprensión temprana de este sistema feedforward se basó en preparaciones in vitro donde no se mantuvo la conectividad y la actividad endógena del circuito neuronal28,30,31,32,33,34,35. Este protocolo describe un acercamiento a preservar un circuito de los nervios intacto donde la dinámica endógena de la regeneración se mantiene así permitiendo una mejor comprensión de la descarga del corolario in vivo.
El protocolo descrito aquí describe cómo monitorear la actividad de la neurona aferente de la línea lateral posterior y la neurona motora simultáneamente en el pez cebra larval. La caracterización de la dinámica de señales aferentes antes, durante y después de los comandos motores proporciona información sobre la retroalimentación endógena en tiempo real del sistema nervioso central que modula la sensibilidad de las células ciliadas durante la locomoción. Este protocolo describe qué materiales deberán prepararse antes de los experimentos y luego describe cómo paralizar y preparar las larvas de pez cebra. El protocolo describirá cómo establecer un registro de parches sueltos estables de neuronas aferentes y grabaciones de raíz ventral extracelular (VR) de neuronas motoras. Los datos representativos que se pueden obtener utilizando este protocolo se presentan a partir de un individuo ejemplar y el análisis se realizó en múltiples réplicas del protocolo experimental. El preprocesamiento de datos se realiza utilizando scripts escritos personalizados en MATLAB. En general, este paradigma experimental in vivo está preparado para proporcionar una mejor comprensión de la retroalimentación sensorial durante la locomoción en un sistema modelo de células ciliadas de vertebrados.

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	<tbody>
		<tr>
			<td>100 mL beaker</td>
			<td>PYREX</td>
			<td>1000</td>
			<td>resceptacle for etchant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10x water immersion objective</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>UMPLFLN10xW</td>
			<td>low magnification for positioning larvae and recording electrode</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>40x water immersion objective</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>LUMPLFLN40XW</td>
			<td>higher magnification for position electrode tip and establishing patch-clamp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>abfload.m</td>
			<td></td>
			<td>supplemental coding file</td>
			<td>custom written MATLAB script for converting raw electrophysiology recordings to .mat files</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AffVR_preprocess.m</td>
			<td></td>
			<td>supplemental coding file</td>
			<td>custom written MATLAB script for preprocessing recording data</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BNC coaxial cables</td>
			<td>ThorLabs</td>
			<td>2249-C-12</td>
			<td>connecting amplifier and digitizer channels; require 4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>borosilicate glass capillaries w/ filament</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>G150F-3</td>
			<td>inner diameter: 0.86, outer diameter: 1.50; capillary glass used to form recording electrodes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>burst_detect</td>
			<td></td>
			<td>supplemental coding file</td>
			<td>custom written MATLAB function necessary to run AffVR_preprocess.m</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>computer</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>any computer should work</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DC Power Supply</td>
			<td>Tenma</td>
			<td>72-420</td>
			<td>used for electrically etching dissection pins</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>electrophysiology digitizer</td>
			<td>Axon Instruments, Molecular Devices</td>
			<td>Axon DigiData 1440A</td>
			<td>enables acquisition of patch-clamp data</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>filament</td>
			<td>Sutter Instrument Company</td>
			<td>FB255B</td>
			<td>2.5 mm box filament used in micropipette puller</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>fine forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>Dumont #5 (0.05 x 0.02 mm) Item No. 11295-10</td>
			<td>used to manipulate larvae and insert pins</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>fixed stage DIC microscope</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>BX51WI</td>
			<td>microscope used to visualize and establish patch-clamp recordings</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>flexible, tapered pipette tip</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>02-707-169</td>
			<td>flexible tips enable insertion into recording electrode to dispense extracellular solution at the tip</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FluoroDish</td>
			<td>World Precision Instruments Inc.</td>
			<td>FD3510-100</td>
			<td>cover glass bottomed dish recording dish</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KimWipe</td>
			<td>KimTech</td>
			<td>34155</td>
			<td>task wipe used for wicking away excess fluid from larvae</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kwik-Gard</td>
			<td>World Precision Instruments Inc.</td>
			<td>710172</td>
			<td>self-mixing sylgard elastomer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MATLAB</td>
			<td>MathWorks</td>
			<td>R2020b</td>
			<td>command line software for preprocessing data</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>microelectrode amplifier</td>
			<td>Axon Instruments, Molecular Devices</td>
			<td>MultiClamp 700B</td>
			<td>patch clamp amplifier for dual channel recordings</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>microforge</td>
			<td>Narishige</td>
			<td>MF-830 microforge</td>
			<td>to polish recording electrode</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>micromanipulator control unit</td>
			<td>Siskiyou</td>
			<td>MC1000-eR/T</td>
			<td>4-axis dial coordinator for controlling micromanipulator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>micropipette puller</td>
			<td>Sutter Instrument Company</td>
			<td>Flaming/Brown P-97</td>
			<td>for pulling capillary glass into recording electrodes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>microscope control unit</td>
			<td>Siskiyou</td>
			<td>MC1000e</td>
			<td>positions the microscope around the fixed stage and preparation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>motorized micromanipulator</td>
			<td>Siskiyou</td>
			<td>MX7600</td>
			<td>positions the headstage and attached recording electrode for patch-clamp recording</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MultiClamp Commander</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td>2.2.2</td>
			<td>downloadable from Axon MultiClamp 700B Commander download page</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>optical air table</td>
			<td>Newport Corporation</td>
			<td>VH3036W-OPT</td>
			<td>breadboard isolation table to float microscope and minimize vibrations during recordings</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pCLAMP</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td>10.7.0</td>
			<td>downloadable from Axon pCLAMP 10 Electrophysiology Data Acquisition &#38; Analysis Software Download page</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>permanent ink marker</td>
			<td>Sharpie</td>
			<td>order from amazon.com</td>
			<td>for marking the leading edge side of the VR electrode to ensure proper orientation when inserting into pipette holder</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>petri-dish</td>
			<td>Falcon</td>
			<td>35-3001</td>
			<td>used to immerse larvae in paralytic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pipette holder</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td>1-HL-U</td>
			<td>hold recording electrode and connect to the headstage</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pneumatic transducer</td>
			<td>Fluke Biomedical Instruments</td>
			<td>DPM1B</td>
			<td>for controlling recording electrode internal pressure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>potassium hydroxide</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>221473-25G</td>
			<td>etchant for etching dissection pins</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>silicone tubing</td>
			<td>Tygon</td>
			<td>14-169-1A</td>
			<td>tubing to connect pneumatic transducer to pipette holder</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>spike_detect</td>
			<td></td>
			<td>supplemental coding file</td>
			<td>custom written MATLAB function necessary to run AffVR_preprocess.m</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>stereomicroscope</td>
			<td>Carl Zeiss</td>
			<td>Stemi 2000-C</td>
			<td>used to visualize pin tips and during preparation of larvae</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>straight edge razor blade</td>
			<td>Canopus</td>
			<td>order from amazon.com</td>
			<td>cuts the tungsten wire while making dissection pins</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>swimbout_detect</td>
			<td></td>
			<td>supplemental coding file</td>
			<td>custom written MATLAB function necessary to run AffVR_preprocess.m</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>syringe</td>
			<td>Becton Dickinson Compoany</td>
			<td>309602</td>
			<td>filled with extracellular solution to inject into recording electrodes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>transfer pipette</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>Z135003-500EA</td>
			<td>single use, non-sterile pipette for transfering larvae</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>tricaine methanesulfonate</td>
			<td>Syndel</td>
			<td>12854</td>
			<td>pharmaceutical aneasthetic used to euthanize larvae with high dosage.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>tungsten wire</td>
			<td>World Precision Instruments Inc.</td>
			<td>715500</td>
			<td>0.002 inch, 50.8 &#956;m diameter; used to make dissection pins</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>vacuum filtration unit</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>SCGVU11RE</td>
			<td>single use, sterile, vacuum filtration units used to sterilize extracellular solution used for electrophysiology electrode ringer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>voltage-clamp current-clamp headstage</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td>CV-7B</td>
			<td>supplied with MultiClamp 700B amplifier used as left and right headstages</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#945;-bungarotoxin</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>B1601</td>
			<td>for immobilizing the larvae prior to recording</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

activity of posterior lateral line afferent neurons during swimming in zebrafish

Los sistemas sensoriales reúnen señales esenciales para dirigir el comportamiento, pero los animales deben descifrar qué información es biológicamente relevante. La locomoción genera señales reaferentes que los animales deben desentrañar de las señales sensoriales relevantes del entorno circundante. Por ejemplo, cuando un pez nada, el flujo generado a partir de ondulaciones corporales es detectado por los neuromastos mecanorreceptivos, que comprenden las células ciliadas, que componen el sistema de línea lateral. Las células ciliadas luego transmiten información de movimiento fluido desde el sensor al cerebro a través de las neuronas aferentes sensoriales. Simultáneamente, la descarga corolario del comando motor se transmite a las células ciliadas para prevenir la sobrecarga sensorial. Por lo tanto, tener en cuenta el efecto inhibitorio de las señales motoras predictivas durante la locomoción es fundamental a la hora de evaluar la sensibilidad del sistema de línea lateral. Hemos desarrollado un enfoque electrofisiológico in vivo para monitorear simultáneamente la neurona aferente de la línea lateral posterior y la actividad de la raíz motora ventral en larvas de pez cebra (4-7 días después de la fertilización) que pueden durar varias horas. Las grabaciones extracelulares de neuronas aferentes se logran utilizando la técnica de abrazadera de parches sueltos, que puede detectar la actividad de neuronas únicas o múltiples. Las grabaciones de la raíz ventral se realizan a través de la piel con electrodos de vidrio para detectar la actividad de la neurona motora. Nuestro protocolo experimental proporciona el potencial para monitorear los cambios endógenos o evocados en la entrada sensorial a través de los comportamientos motores en un vertebrado intacto y que se comporta.

Después de que las larvas de pez cebra se inmovilizan correctamente y se logra el ganglio aferente de la línea lateral posterior y el registro de VR, la actividad en las neuronas aferentes y motoras se puede medir simultáneamente. Los canales de grabación se muestran utilizando protocolos de grabación sin brechas (paso 1.4) para el monitoreo continuo de la actividad aferente y vr. En tiempo real, se pueden observar disminuciones en la tasa de picos aferentes espontáneos simultáneamente con la actividad de RV indic...

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Activity of Posterior Lateral Line Afferent Neurons during Swimming in Zebrafish

Describimos un protocolo para supervisar cambios en la actividad aferente de la neurona durante comandos del motor en un sistema de la célula de pelo vertebrado modelo.

Actividad De Las Neuronas Aferentes De La Línea Lateral Posterior Durante La Natación En El Pez Cebra

Sensory systems gather cues essential for directing behavior, but animals must decipher what information is biologically relevant. Locomotion generates ...

Este protocolo permite al investigador monitorear la actividad y la respuesta de neuronas sensoriales individuales a una estimulación controlada en una vértebra que se comporta intacta. Esta electrofisiología de parche es una forma rápida y directa de registrar a partir de la actividad de spiking de neuronas individuales en tiempo real. Y eso proporciona una mejor resolución de tiempo y sensibilidad a un costo menor que la mayoría de las técnicas de imagen óptica.Las células ciliadas de la línea lateral son homólogas a las del oído interno humano. Así que esta técnica está preparada para revelar las propiedades de los circuitos de células ciliadas que se aplican a la sordera humana y los trastornos auditivos. La electrofisiología es un arte que utiliza habilidades motoras finas que necesita ser visto e imitado físicamente.Las instrucciones de solo texto dejan demasiado espacio para la interpretación errónea. Para comenzar, dispense una capa delgada de elastómero de silicona automezclado como Sylgard en un plato de cultivo de tejido con fondo de vidrio de cubierta para hacer un plato de grabación de fondo de elastómero de silicona. Para hacer pines de disección, proporcione una carga negativa de cinco voltios a un casto de 100 mililitros de grabador utilizando una fuente de alimentación de CC y conecte un cable de tungsteno a la salida con carga positiva.Sumerja repetidamente la punta del alambre en el baño de grabado hasta que la punta se estreche a un punto agudo. Bajo un microscopio estéreo, corte el cable aproximadamente un milímetro de la punta con una cuchilla de afeitar de borde recto. Repita esto tres veces y luego inserte pines en el plato de grabación curado con pinzas finas.Para preparar electrodos de grabación, tire de tubos capilares de vidrio de borosilicato utilizando un tirador de micropipeta con filamento de caja. El electrodo debe tener una punta de 30 micrómetros de diámetro con un cono que se utilizará para registrar las neuronas aferentes de la línea lateral posterior. Tire de un tubo capilar de vidrio de borosilicato adicional en un par de electrodos con diámetros de punta de uno a cinco micrómetros más pequeños.Sosteniendo un electrodo en cada mano, ejecute suavemente las puntas unas a otras para romper las puntas. Usando un microforge, pula la punta biselada hasta que esté suave. El diámetro final de la punta debe estar entre 30 y 50 micrómetros.Inmovilizar las larvas de pez cebra y transferirlas a una placa de Petri de 35 milímetros utilizando una punta grande para transferir pipeta. Retire la mayor cantidad posible de la solución circundante. Sumerja las larvas en 10 microlitros de 0,1% alfa-bungarotoxina durante aproximadamente cinco minutos.Lave la larva paralizada con solución extracelular durante 10 minutos. Luego, use una pipeta de transferencia para mover la larva desde el baño de solución extracelular hasta el plato de grabación con fondo de silicona. Bajo un microscopio estéreo, coloque suavemente las larvas con pinzas de punta fina por encima del centro de esta estera de silicona, lateralmente hacia arriba con los extremos anterior y posterior del cuerpo corriendo de izquierda a derecha.Usando pinzas de punta fina, inserte el pasador del borde ortogonalmente a la silicona a través de la notocorda dorsal de las larvas directamente dorsal al ano. Inserte el segundo pasador a través de la notocorda cerca del extremo de la cola e inserte el tercer pasador a través de la notocorda dorsal de la vejiga gaseosa. Inserte el cuarto pin a través de la vesícula ótica mientras proporciona una ligera rotación a medida que el pin se inserta en el encapsulante.A medida que se aplica una ligera rotación, observe el tejido entre el cleithrum y la vesícula ótica para revelar el grupo de somata aferente. Coloque la larva del perno debajo del objetivo de 10 veces en una etapa fija del microscopio DIC y oriente las hendiduras mioceptal de los bloques del músculo paralelos al vector izquierdo de la etapa principal. Coloque el cable de tierra en la solución de baño y asegúrese de que esté conectado a la etapa de la cabeza izquierda.Llene el electrodo de grabación VR con 30 microlitros de solución extracelular usando una punta de pipeta flexible de carga de gel e insértela en el soporte de la pipeta de la etapa de la cabeza izquierda. Aumente el aumento a 40 veces y baje la pipeta de grabación en la solución para platos mientras aplica la presión positiva producida por un transductor neumático. Lleve la punta del electrodo sobre un mioseptum entre los dos miómeros ventrales a la línea lateral hasta que la hendidura se centre en la abertura de la punta del electrodo VR Baje la pipeta hasta que el borde rezagado de la abertura de la punta entre en contacto suavemente con el epitelio.Después del contacto inicial, maniobje la pipeta en diagonal para asegurarse de que el borde de ataque hace contacto y puede generar un sello. Aplique presión negativa con el transductor neumático y suba agárralo. En el software de abrazadera de parche, haga clic en el botón Reproducir en la barra de herramientas para monitorear la señal de realidad virtual.Asegúrese de que la grabación de RV se está logrando una vez que se observe la actividad de la neurona motora con la dinámica de la señal de ráfaga estereotipada de Wells. Llene el electrodo de grabación aferente con 30 microlitros de solución extracelular e insértelo en el soporte de la pipeta de la etapa de la cabeza derecha. Luego bájelo en la solución del plato mientras aplica la presión positiva producida por un transductor neumático.Localice el electrodo y lleve la punta del electrodo sobre la muestra. Usando un micromanipulador, baje la punta del electrodo aferente hasta que se mantenga en posición por encima del cleithrum. Aumente el aumento a 40 veces la inmersión y localice la intersección del nervio de la línea lateral posterior y el cleithrum.Lleve la punta del electrodo sobre el ganglio aferente y baje la pipeta hasta que la punta entre en contacto con el epitelio. Suavemente, manipule el electrodo para que toda la circunferencia de la punta entre en contacto con el ganglio aferente. Aplique presión negativa con el transductor neumático y suba agárralo.Después de hacer clic en Reproducir en el software de abrazadera de parche, asegúrese de que la grabación de parches sueltos de toda la célula de las neuronas aferentes se logra cuando los picos ocurren espontáneamente aproximadamente cada 100 a 200 milisegundos. Una vez que se detecta la actividad aferente de la neurona y la neurona motora, haga clic en el botón Grabar en la barra de herramientas en la abrazadera máxima 10 para capturar grabaciones simultáneas libres de brechas en ambos canales. Realice el pre-proceso de los datos según lo descrito en el manuscrito del texto.Utilizando este protocolo de grabación sin brechas, la actividad en tiempo real de las neuronas aferentes y vr se puede medir simultáneamente. Los scripts escritos personalizados y de preprocesamiento generan gráficas para ayudar en la visualización de la detección de picos utilizando parámetros como el umbral, la duración mínima y el intervalo mínimo de interspike. Las señales aisladas se obtuvieron ajustando las variables de detección de límite inferior y límite superior en el script de preprocesamiento.La detección de espigas de raíces ventrales sigue parámetros idénticos con entradas adicionales. Las ráfagas dentro de un comando de motor se definen por un mínimo de dos picos dentro de 0,1 milisegundos que duran al menos cinco milisegundos y se delinean por un mínimo de tres ráfagas con intervalos de interburst de menos de 200 milisegundos Los scripts de preprocesamiento superponerán secciones de actividad aferente ingresadas en un período de interés bien definido. En este caso, la actividad espontánea media muestra cambios dramáticos en respuesta al inicio de la actividad motora representada en el eje X como tiempo igual a cero.Se detectaron diferencias significativas en las tasas de picos aferentes entre las tasas de picos antes de nadar y las tasas de picos de los períodos de natación y post-natación. Las tasas de picos aferentes se correlacionaron negativamente con la duración de la natación. No se ha detectado ninguna correlación entre la tasa de picos relativos y la frecuencia de natación.La salud animal es lo más importante cuando se intenta intentar este procedimiento. Es crucial monitorear el flujo sanguíneo rápido no solo para garantizar el bienestar animal, sino también para aumentar la probabilidad de éxito en el registro neuronal. Al aprovechar las herramientas genéticas disponibles en el pez cebra, este protocolo de electrofisiología puede complementarse con líneas transgénicas para investigar poderosamente la conectividad de circuitos anatómicos y funcionales en sistemas de células ciliadas y más allá.Esta modificación simplificada de la técnica de abrazadera de parche nos permite monitorear cómo funcionan los sistemas sensoriales in vivo.

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Dissection and Culture of Commissural Neurons from Embryonic Spinal Cord

La disección y la Cultura de las neuronas comisurales de médula espinal embrionaria

Commissural neurons have been widely used to investigate the mechanisms underlying axon guidance during embryonic spinal cord development. The cell bodies ...

Investigación

Neurociencias

Lateral Diffusion and Exocytosis of Membrane Proteins in Cultured Neurons Assessed using Fluorescence Recovery and Fluorescence-loss Photobleaching

Difusión lateral y exocitosis de proteínas de membrana en neuronas cultivadas evaluó a través de la recuperación de fluorescencia y la pérdida de fluorescencia photobleaching

Membrane proteins such as receptors and ion channels undergo active trafficking in neurons, which are highly polarised and morphologically complex. This ...

Optogenetic Activation of Zebrafish Somatosensory Neurons using ChEF-tdTomato

Optogenético La activación de las neuronas somatosensoriales pez cebra utilizando Chef-tdTomato

Larval  zebrafish are emerging as a model for describing the development and function  of simple neural circuits. Due to their  external fertilization, ...

Recording Electrical Activity from Identified Neurons in the Intact Brain of Transgenic Fish

Registro de la actividad eléctrica de las neuronas identificadas en el cerebro intacto de peces transgénicos

Understanding the cell physiology of neural circuits that regulate complex behaviors is greatly enhanced by using model systems in which this work can be ...

Dissection and Lateral Mounting of Zebrafish Embryos: Analysis of Spinal Cord Development

La disección y de montaje lateral de embriones de pez cebra: Análisis para el Desarrollo de la médula espinal

The zebrafish spinal cord is an effective investigative model for nervous system research for several reasons. First, genetic, transgenic and gene ...

A Large Lateral Craniotomy Procedure for Mesoscale Wide-field Optical Imaging of Brain Activity

Un procedimiento de craneotomía lateral grande para el campo amplio de mesoescala imágenes ópticas de la actividad cerebral

The craniotomy is a commonly performed procedure to expose the brain for in vivo experiments. In mouse research, most labs utilize a small craniotomy, ...

In Vitro Recording of Mesenteric Afferent Nerve Activity in Mouse Jejunal and Colonic Segments

In Vitro Recording of Mesenteric Afferent Nerve Activity in Mouse Jejunal and Colonic Segments

In Vitro de grabación de la actividad nerviosa aferente mesentérica en ratón yeyunal y segmentos del colon

Afferent nerves not only convey information concerning normal physiology, but also signal disturbed homeostasis and pathophysiological processes of the ...

In Vitro Characterization of the Electrophysiological Properties of Colonic Afferent Fibers in Rats

In Vitro Characterization of the Electrophysiological Properties of Colonic Afferent Fibers in Rats

In Vitro Caracterización de las propiedades electrofisiológicas de las fibras aferentes colónicas en ratas

Dysfunction of the colonic sensory nerves has been implicated in the pathophysiology of several common conditions, including functional and inflammatory ...

In Vivo Calcium Imaging of Lateral-line Hair Cells in Larval Zebrafish

En proyección de imagen del calcio Vivo de las células de pelo de la línea Lateral en el pez cebra larvas

Sensory hair cells are mechanoreceptors found in the inner ear that are required for hearing and balance. Hair cells are activated in response to sensory ...

Wireless Electrophysiological Recording of Neurons by Movable Tetrodes in Freely Swimming Fish

Grabación electrofisiológica inalámbrica de las neuronas por tetrodes móviles en la natación libre de peces

The neural mechanisms governing fish behavior remain mostly unknown, although fish constitute the majority of all vertebrates. The ability to record brain ...