Name: multi-system monitoring for identification of seizures, arrhythmias and apnea in conscious restrained rabbits
Uploaded: 2021-03-27T13:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Multi-system Monitoring for Identification of Seizures, Arrhythmias and Apnea in Conscious Restrained Rabbits at JoVE.com

Gli autori riconoscono che questo studio è stato supportato da sovvenzioni dell'American Heart Association, dell'American Epilepsy Society e del SUNY Upstate Department of Pharmacology.

Tutti gli esperimenti sono stati condotti in conformità con le linee guida del National Institutes of Health (NIH) e dell'Upstate Medical University Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC). Inoltre, nella figura 1 è fornita una descrizione di questo protocollo.
1. Preparazione delle apparecchiature di registrazione
<ol><li>Collegare il computer a un amplificatore con un headbox a 64 pin. NOTA: Ogni animale ha quattro elettrodi p...

<ol>
	<li>Kaese, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+ECG+in+cardiovascular-relevant+animal+models+of+electrophysiology.">The ECG in cardiovascular-relevant animal models of electrophysiology.</a> Herzschrittmacherther Elektrophysiology. 24 (2), 84-91 (2013).</li><li>Pogwizd, S. M., Bers, D. 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Questa configurazione sperimentale facilita registrazioni e analisi video-EEG-ECG-ossimametria-capnografia simultanee dettagliate nei conigli, in particolare nei modelli di malattie cardiache e/o neuronali. I risultati di questo articolo mostrano che questo metodo è in grado di rilevare convulsioni e aritmie e differenziarle dagli artefatti elettrografici. I risultati attesi sono stati ottenuti quando si dà ai conigli un proconvulsivo, che ha indotto convulsioni. I dati ottenuti dalle registrazioni video-EEG sono stati...

L'elettrocardiografia (ECG) viene utilizzata regolarmente nell'ambiente clinico per valutare la dinamica della conduzione elettrica cardiaca e il processo di attivazione-recupero elettrico. L'ECG è importante per rilevare, localizzare e valutare il rischio di aritmie, ischemia e infarizioni. Tipicamente, gli elettrodi sono apposti sul petto, sulle braccia e sulle gambe del paziente al fine di fornire una visione tridimensionale del cuore. Una deflessione positiva viene prodotta quando la direzione della depolarizzazione del miocardio è verso l'elettrodo e viene prodotta una deflessione negativa quando la direzione della depolarizzazione del miocardio è lontana dall'elettrodo. I componenti elettrografici del ciclo cardiaco includono la depolarizzazione atriale (onda P), la conduzione atriale-ventricolare (intervallo P-R), l'eccitazione ventricolare (complesso QRS) e la ripolarizzazione ventricolare (onda T). Ci sono grandi somiglianze nell'ECG e misure potenziali d'azione in molti mammiferi tra cui umani, conigli, cani, porcellini d'India, maiali, capre e cavalli1,2,3.
I conigli sono un modello ideale per la ricerca traslizionale cardiaca. Il cuore di coniglio è simile al cuore umano in termini di composizione del canale ionica e proprietà potenzialid'azione 2,4,5. I conigli sono stati utilizzati per la generazione di modelli genetici, acquisiti e indotti da farmaci di malattiecardiache 2,4,6,7,8. Ci sono grandi somiglianze nell'ECG cardiaco e una potenziale risposta d'azione ai farmaci negli esseriumani e nei conigli 7,10,11.
La frequenza cardiaca e il processo di attivazione-recupero elettrico cardiaco sono molto diversi nei roditori, rispetto ai conigli, agli esseri umani e ad altri mammiferipiù grandi 12,13,14. Il cuore del roditore batte ~ 10 volte più velocemente degli esseri umani. Al contrario, al segmento ST iso-elettrico negli ECG umani e dei conigli, non esiste un segmento ST nei roditori14,15,16. Inoltre, i roditori hanno una forma d'onda QRS-r' con un'onda T invertita14,15,16. Le misurazioni dell'intervallo QT sono molto diverse nei roditori rispetto agli esseri umani e aiconigli 14,15,16. Inoltre, i normali valori ECG sono molto diversi negli esseri umani rispetto ai roditori12,15,16. Queste differenze nelle forme d'onda ECG possono essere attribuite alle differenze nella morfologia del potenziale d'azione e nei canali ionici che guidano la ripolarizzazionecardiaca 9,14. Mentre la corrente transitoria verso l'esterno di potassio è la principale corrente ripolarizzante nella morfologia del potenziale di azione cardiaca corta (non dome) nei roditori, nell'uomo e nei conigli c'è una grande cupola di fase 2 sul potenziale d'azione, e le correnti di potassio raddrizzatore ritardato (I Kr e IKs)sono le principali correnti di ridimensionamento polari nell'uomo e nei conigli4,9,13,17. È importante sottolineare che l'espressione di IKr e IKs è assente / minima nei roditori, e a causa della cinetica di attivazione temporale di IKr e IKs non ha un ruolo nella morfologia del potenziale di azione cardiaca9,13. Pertanto, i conigli forniscono un modello più traslazionale per valutare i meccanismi per le anomalie e le aritmie ECG indotte, acquisite ed ereditarie da farmaci4,7,13. Successivamente, poiché numerosi studi hanno dimostrato la presenza di anomalie elettriche neuronali e cardiache nelle malattie cardiache primarie (sindrome QT lunga18,19,20) o neuronali (epilessia21,22,23,24), è importante studiare i meccanismi sottostanti in un modello animale che riproduce da vicino la fisiologia umana. Mentre i roditori possono essere sufficienti per modellare il cervello umano, i roditori non sono un modello ideale di fisiologia cardiaca umana7.
L'elettroencefalografia (EEG) utilizza elettrodi, solitamente posti sul cuoio capelluto o intracranicialmente, per registrare la funzione elettrica corticale. Questi elettrodi possono rilevare cambiamenti nella velocità di cottura e sincronicità di gruppi di neuroni piramidali vicini nella corteccia cerebrale25. Queste informazioni possono essere utilizzate per valutare la funzione cerebrale e lo stato di veglia / sonno. Inoltre, gli EEG sono utili per localizzare l'attività epileptiforme e distinguere le convulsioni epilettiche da eventi non epilettici (ad esempio, attività psicogenica non epilettiforme ed eventi cardiogenici). Al fine di diagnosticare il tipo di epilessia, i fattori provocatori e l'origine della crisi epilessia, i pazienti con epilessia sono sottoposti a varie manovre che possono portare a una crisi epilettica. Vari metodi includono iperventilazione, stimolazione fotica e privazione del sonno. Questo protocollo dimostra l'uso della stimolazione fotica per indurre aberrazioni e convulsioni EEG neiconigli 26,27,28,29.
Registrazioni video-EEG-ECG simultanee sono state ampiamente utilizzate negli esseri umani e nei roditori per valutare l'attività comportamentale, neuronale e cardiaca durante gli stati pre-ictal, ictal e post-ictal30. Mentre diversi studi hanno condotto registrazioni EEG ed ECG separatamente nei conigli4,31,32,33, un sistema per acquisire e analizzare video-EEG-ECG simultaneo nel coniglio trattenuto cosciente non è ben consolidato34. Questo documento descrive la progettazione e l'implementazione di un protocollo in grado di registrare dati video-EEG-ECG -capnografia-ossimametria simultanei nei conigli coscienti al fine di valutare la funzione elettrica e respiratoria neuro-cardiaca. I risultati raccolti da questo metodo possono indicare la suscettibilità, i fattori scatenanti, la dinamica e la concordanza tra aritmie, convulsioni, disturbi respiratori e manifestazioni fisiche. Un vantaggio del nostro sistema sperimentale è che acquisiamo registrazioni consapevoli senza la necessità di un sedativo. I conigli rimangono nei limitatori per ≥5 ore, con un movimento minimo. Come anestetici perturb funzione neuronale, cardiaca, respiratoria e autonomica, le registrazioni durante lo stato cosciente forniscono i dati più fisiologici.
Questo sistema di registrazione può in definitiva fornire informazioni dettagliate per far progredire la comprensione dei meccanismi neurologici, cardiaci e respiratori per la morte improvvisa e inaspettata nell'epilessia (SUDEP). Oltre al monitoraggio neurologico e cardiaco di cui sopra, recenti prove hanno anche supportato il ruolo dell'insufficienza respiratoria come potenziale contributo alla morte improvvisa dopo unacrisi epilettica 35,36. Per monitorare lo stato respiratorio dei conigli, sono stati implementati ossimametria e capnografia per valutare lo stato dell'apparato respiratorio prima, durante e dopo una crisi epilettica. Il protocollo qui presentato è stato concepito allo scopo di valutare la soglia per le convulsioni di coniglio indotte da stimoli farmacologici e fotici. Questo protocollo è in grado di rilevare sottili anomalie EEG ed ECG che potrebbero non provocare manifestazioni fisiche. Inoltre, questo metodo può essere utilizzato per la sicurezza cardiaca e test di efficacia antiaritmica di nuovi farmaci e dispositivi.

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	<tbody>
		<tr>
			<td>0.9% Sodium Chloride Irrigation, USP - Flexible Container</td>
			<td>PFIZER (HOSPIRA)</td>
			<td>7983-09</td>
			<td>Dilutant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10cc Luer Lock syringe with 20G x 1&#34; Needle</td>
			<td>Sur-Vet</td>
			<td>SS-10L2025</td>
			<td>Used as a flush after drug injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4x4 gauze sponges</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>22-415-469</td>
			<td>Rolled in a tube to splint ear with angiocatheter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Apple Sauce</td>
			<td>Kirkland</td>
			<td>897971</td>
			<td>Vehicle for oral medications</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Computer</td>
			<td>Dell</td>
			<td>Optiplex 5040</td>
			<td>Acquisition computer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>E-4031</td>
			<td>Tocris</td>
			<td>1808</td>
			<td>Agent known to prolong the QT interval</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ECG Electrode</td>
			<td>RhythmLink</td>
			<td>RLSND116-2.5</td>
			<td>13mm 35-degree bent (0.4 mm diameter) subdermal pin electrodes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EEG Electrode</td>
			<td>RhythmLink</td>
			<td>RLSP513</td>
			<td>5-twist 13mm straight (0.4mm diameter) subdermal pin electrodes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EEGLAB (2020)</td>
			<td>Swartz Center for Computational Neuroscience</td>
			<td>Open Access</td>
			<td>Can perform spectral analysis of EEG</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethernet-to-ethernet adapter</td>
			<td>Linksys</td>
			<td>USB3G16</td>
			<td>Adapter for connecting the camera to the computer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Euthanasia-III Solution</td>
			<td>Med-Pharmex</td>
			<td>ANADA 200-280</td>
			<td>Contains pentobarbital sodium and phenytoin sodium, controlled substance</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Foam padding</td>
			<td>Generic</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Reduces pressure applied to the neck of small rabbits by the restrainer in order to prevent the adverse cardiorespiratory effects of neck compression</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin Lock Flush</td>
			<td>Medline</td>
			<td>EMZ50051240</td>
			<td>To maintain patency of angiocatheter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IR Light</td>
			<td>Bosch</td>
			<td>EX12LED-3BD-8W</td>
			<td>Facilitates recordings in the dark</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LabChart Pro (2019, Version 8.1.16)</td>
			<td>ADInstruments</td>
			<td>N/A</td>
			<td>ECG Analysis</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>JELCO PROTECTIV Safety I.V. Catheters, 25 gauge</td>
			<td>Smiths Medical</td>
			<td>3060</td>
			<td>Used to catherize marginal ear vein</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MATLAB (R2019b, Update 5)</td>
			<td>MathWorks</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Required to run EEGLAB</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microphone</td>
			<td>Sony Stereo</td>
			<td>ECM-D570P</td>
			<td>Recording of audible manifestions of seizures</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micropore Medical Tape, Paper, White</td>
			<td>3M</td>
			<td>1530-1</td>
			<td>Used to secure wires and create ear splint</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Natus NeuroWorks</td>
			<td>Natus</td>
			<td>LC101-8</td>
			<td>Acquisition and review software</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pentylenetetrazol (1 - 10 mg/kg always in 1mL volume)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>88580</td>
			<td>Dilutions prepared in saline</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Photic Stimulator</td>
			<td>Grass</td>
			<td>PS22</td>
			<td>Stimulator to control frequency, delay, duration, intensity of the light pulses</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic wire organizer / bundler</td>
			<td>12Vwire.com</td>
			<td>LM-12-100-BLK</td>
			<td>Bundle wires to cut down on noise</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PS 22 Photic Stimulator</td>
			<td>Grass Instruments</td>
			<td>BZA641035</td>
			<td>Strobe light with adjustable flash frequency, delay, and intensity</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PVC pipe</td>
			<td>Generic</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Prevents small rabbits from kicking their hind legs and causing spinal injury</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Quantum Amplifier</td>
			<td>Natus</td>
			<td>13926</td>
			<td>Amplifier / digitizer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Quantum HeadBox Amplifier</td>
			<td>Natus</td>
			<td>22134</td>
			<td>64-pin breakout box</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rabbit Restrainer</td>
			<td>Plas-Labs</td>
			<td>501-TC</td>
			<td>Various size rabbit restrainers are available. 6&#34; x 18&#34; x 6&#34; in this study.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rubber pad (booster)</td>
			<td>Generic</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Raises small rabbits up in the restrainer to prevent neck compression</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SpO2 ear clip</td>
			<td>NONIN</td>
			<td>61000</td>
			<td>PureSAT/SpO2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SpO2 sensor adapter</td>
			<td>NONIN</td>
			<td>13931</td>
			<td>XPOD PureSAT/SpO2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SRG-X120 1080p PTZ Camera with HDMI, IP &#38; 3G-SDI Output</td>
			<td>Sony</td>
			<td>SRG-X120</td>
			<td>Impela Camera</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Terumo Sur-Vet Tuberculin Syringe 1cc 25G X 5/8&#34; Regular Luer</td>
			<td>Sur-Vet</td>
			<td>13882</td>
			<td>Used to inject intravenous medications</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Veterinary Injection Plug Luer Lock</td>
			<td>Sur-Vet</td>
			<td>SRIP2V</td>
			<td>Injection plug for inserting the needle for intravenous medication</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Webcol Alcohol Prep, Sterile, Large, 2-ply</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>5110</td>
			<td>To prepare ear vein before catheterization</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

multi-system monitoring for identification of seizures, arrhythmias and apnea in conscious restrained rabbits

I pazienti con channelopatie ioniche sono ad alto rischio di sviluppare convulsioni e aritmie cardiache fatali. C'è una maggiore prevalenza di malattie cardiache e aritmie nelle persone con epilessia (cioè cuore epilettico). Inoltre, sono stati segnalati disturbi cardiaci e autonomici che circondano le convulsioni. 1:1.000 pazienti con epilessia/anno muoiono di morte improvvisa e inaspettata nell'epilessia (SUDEP). I meccanismi per il SUDEP rimangono incompleti. Gli elettroencefalogrammi (EEG) e gli elettrocardiogrammi (ECG) sono due tecniche abitualmente utilizzate nell'ambiente clinico per rilevare e studiare i substrati/trigger per convulsioni e aritmie. Mentre molti studi e descrizioni di questa metodologia sono nei roditori, la loro attività elettrica cardiaca differisce significativamente dagli esseri umani. Questo articolo fornisce una descrizione di un metodo non invasivo per la registrazione simultanea di video-EEG-ECG-oximetry-capnoography nei conigli coscienti. Poiché la funzione elettrica cardiaca è simile nei conigli e nell'uomo, i conigli forniscono un eccellente modello di studi diagnostici e terapeutici traslittiali. Oltre a delineare la metodologia per l'acquisizione dei dati, discutiamo gli approcci analitici per l'esame della funzione elettrica neuro-cardiaca e della patologia nei conigli. Ciò include il rilevamento dell'aritmia, l'analisi spettrale dell'EEG e una scala di crisi sviluppata per conigli trattenuti.

Il metodo sopra descritto è in grado di rilevare anomalie nel sistema di conduzione elettrica del cervello e del cuore, nonché disturbi respiratori. Un software di acquisizione dati viene utilizzato per valutare la morfologia dell'ECG e rilevare eventuali frequenza cardiache anomale, disturbi della conduzione o ritmi ECG (battiti ectopici atriali/ventricolari e bradi-/tachi-aritmie)(Figura 6). Oltre a visualizzare la morfologia dell'ECG, le tracce vengono a...

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Multi-system Monitoring for Identification of Seizures, Arrhythmias and Apnea in Conscious Restrained Rabbits

Utilizzando video-EEG-ECG-oximetry-capnography simultanei, abbiamo sviluppato una metodologia per valutare la suscettibilità dei modelli di coniglio per sviluppare aritmie e convulsioni provocate. Questo nuovo sistema di registrazione stabilisce una piattaforma per testare l'efficacia e la sicurezza delle terapie e può catturare la complessa cascata di eventi multi-sistema che culminano nella morte improvvisa.

Monitoraggio multi-sistema per l'identificazione di convulsioni, aritmie e apnee nei conigli trattenuti coscienti

Patients with ion channelopathies are at a high risk of developing seizures and fatal cardiac arrhythmias. There is a higher prevalence of heart disease ...

La disfunzione cardiaca e respiratoria contribuisce alla morte improvvisa dopo una crisi epilettica. Pertanto, per studiare questo fenomeno, è stato applicato un approccio multi-sistema a un modello di coniglio. Questa tecnica consente il monitoraggio simultaneo e l'analisi successiva della funzione neurologica, cardiaca e respiratoria di più conigli che circondano convulsioni, aritmie e morte precedente.Mentre una malattia può essere principalmente neuronale o cardiaca, può includere disturbi elettrici sia nel cervello che nel cuore, come convulsioni e aritmie, così come disfunzione respiratoria. Può essere difficile lavorare con i conigli a causa della loro forza della gamba posteriore. Fai attenzione a mantenere i conigli calmi quando li muovi e quando colleghi i monitor.Inizia collegando il computer a un amplificatore con un headbox a 64 pin. Per fare di riferimento ogni ottavo perno sulla casella della testa, impostare l'elettrodo di riferimento su indipendente. Per l'impianto degli elettrodi ECG, fissare un coniglio in posizione supina con la testa alle ginocchia dell'investigatore e inferiore al resto del corpo.Con un secondo ricercatore che diffonde la pelliccia per esporre la pelle sottostante, inserire subdermicamente elettrodi piegati ad angolo di 35 gradi in ogni ascella. Posizionare i cavi sul petto, posteriore a destra e a sinistra. E sull'addome, anteriore all'arto posteriore sinistro.Quindi posizionare un elettrodo a perno di terra anteriore all'arto posteriore destro sull'addome. Quando tutti i cavi ECG sono stati posizionati correttamente, fissare il coniglio in un limitatore di dimensioni appropriato con gli arti posteriori sotto l'animale. Utilizzando un approccio ad angolo di 45 gradi, inserire elettrodi subdermico a perno dritto nel cuoio capelluto.Posizionare un vantaggio EEG sulle regioni occipitali destra anteriore, anteriore sinistra, occipitale destra e sinistra della testa. E posizionare un vantaggio di riferimento centrale nel punto centrale tra gli altri quattro lead. Eseguire i fili tra le orecchie e collegarli liberamente al trattenutore dietro la testa.Per monitorare la respirazione durante l'esperimento, attaccare un pulsossimetro a un orecchio sopra la vena dell'orecchio marginale e fissare delicatamente una maschera facciale con tubi di capnografia sulla bocca e sul naso dell'animale. Quindi attaccare l'altra estremità del tubo al monitor dei segni vitali. Per registrare video EEG-ECG, aprire un programma software EEG disponibile in commercio appropriato e regolare il video in modo che tutti i conigli possano essere osservati all'interno del campo visivo.Eseguire una registrazione di base per l'animale per un minimo di 10-20 minuti o fino a quando la frequenza cardiaca si stabilizza a 200-250 battiti al minuto per almeno cinque minuti. Impostare il filtro a bassa frequenza su un hertz e il filtro ad alta frequenza su 59 hertz. Aggiungi note bloccate nel tempo in tempo reale per indicare la tempistica degli interventi, degli eventi neuro-cardiaci e degli artefatti motori o investigativi.Per la stimolazione fotica, posizionare una sorgente luminosa con un riflettore circolare di 30 centimetri davanti al coniglio a livello degli occhi con l'intensità del flash impostata al massimo. E posizionare due specchi su ciascun lato della testa, e uno specchio dietro il coniglio, in modo che la luce entri negli occhi del coniglio. Collegare la luce a un controller con una velocità, un'intensità e una durata regolabili.Con lo stimolatore fotico impostato su un hertz e il flash on, registrare la risposta per 30 secondi. Coprire gli occhi del coniglio con una maschera per simulare o causare la chiusura degli occhi e stimolare per altri 30 secondi. Dopo aver registrato gli occhi aperti e gli occhi chiusi a ciascuna frequenza, spegnere lo stimolatore fotico per 30 secondi e impostare il controller sull'impostazione della frequenza successiva.Dopo aver registrato per 60 secondi ad ogni frequenza da uno a 25 hertz in due intervalli hertz, diminuire la frequenza da 60 a 25 hertz in cinque incrementi hertz e registrare per 30 secondi con gli occhi aperti e 30 secondi con gli occhi chiusi. Alla fine dell'esperimento, rimuovere i cavi EEG ed ECG dal coniglio e riportare gli animali nelle loro gabbie di casa per le cure di routine da parte del personale zootecno. Prima di somministrare il farmaco, raccogliere da 10 a 20 minuti di video EEG-ECG di base dal coniglio non trattato come dimostrato.Per la somministrazione orale di un farmaco di interesse, mescolare 0,3 milligrammi per chilogrammo del farmaco di interesse in tre millilitri di salsa di mele di grado alimentare e caricare la miscela in una siringa orale da tre millilitri. Sollevando delicatamente il labbro superiore del coniglio, far scorrere la punta della siringa nel lato della bocca che non è strutturato dai denti del coniglio e iniettare l'intero volume di salsa di mele integrata dal farmaco nella bocca del coniglio. Quindi raccogli due ore di dati video EEG-ECG prima di riportare il coniglio nella sua gabbia di casa per cure di routine.Prima di registrare la risposta EEG-ECG alla somministrazione di farmaci per via endovenosa, radere la superficie posteriore dell'orecchio del coniglio e utilizzare il 70% di etanolo per disinfettare il sito e dilatare la vena dell'orecchio marginale. Con attenzione, puònucolare la vena dell'orecchio marginale con un angiocatetere calibro 25 e posizionare una spina di iniezione alla fine del catetere. Rastrettare una stecca creata da tre pezzi arrotolati di garza all'orecchio per fissare il catetere in posizione e tenere l'orecchio in posizione verticale.Iniettare un millilitro di 10 unità USP per millilitro di salina eparinata per mantenere il brevetto del catetere. Al termine della registrazione di base, iniettare soluzione salina integrata da uno a 10 milligrammi per chilogrammo del farmaco di interesse nel catetere una volta ogni 10 minuti. Dopo ogni dose, monitorare attentamente il video EEG-ECG, capnografia ossima, per eventuali anomalie neuro, cardiache, elettriche e respiratorie o prove visive di attività epileptiforme.Nota queste modifiche in tempo reale, così come durante l'analisi post. Per analizzare il video ECG, utilizzare un software appropriato disponibile in commercio per identificare periodi di tachicardia, brachicardia, battiti ectopici o altre aritmie all'interno dei dati ECG. Per ridurre la quantità di dati da rivedere, creare un tachigramma per aumentare la facilità con cui è possibile identificare periodi di tachicardia, bradicardia o irregolarità dell'intervallo RR.Per l'analisi EEG video dopo un esperimento di somministrazione di farmaci, scorrere visivamente il tracciamento EEG per distinguere i movimenti epilettici rispetto a quelli non epilettici per almeno un minuto dopo ogni dose di farmaco. Per l'analisi EEG video dopo un esperimento di stimolazione fotica, creare un grafico di analisi spettrale in un programma software di analisi EEG appropriato. Quindi analizzare i lead occipitali dell'EEG per la presenza e l'assenza del ritmo di guida occipitale.Il ritmo di guida occipitale creerà un picco nell'analisi spettrale che corrisponde alla frequenza dello stimolatore fotico. La valutazione della morfologia ECG consente di rilevare frequenza cardiaca anomala, conduzione e forme d'onda ECG. Le tracce possono anche essere utilizzate per quantificare la frequenza cardiaca, l'intervallo RR, l'intervallo PR, la durata P, l'intervallo QRS, l'intervallo QT, QTc, l'intervallo JT e l'intervallo T-peak-end.Le registrazioni dei lead EEG occipitali mostrano in genere un'ampiezza superiore a quella osservata per i dati frontali del piombo. E la frequenza dominante in tutti i lead è comunemente misurata nell'intervallo Delta. Qui vengono mostrate le onde del mandrino del sonno di un esperimento rappresentativo del coniglio.Più montaggi EEG di un periodo di sonno dimostrano che queste onde derivano dal centro della testa, il che è coerente con i risultati umani. Oltre ai normali cambiamenti EEG, vari movimenti coscienti e non epilettici del coniglio possono anche essere osservati durante le registrazioni di base che possono essere utilizzate per distinguere questi dati dalle scariche epilettiche. È importante posizionare il piombo ECG saldamente nella pelle per tenere i fili lontani dalle gambe e fare attenzione che gli elettrodi rimangano attaccati quando si trasferiscono conigli nel trattino.Questo apparato di registrazione multi-sistema consentirà futuri studi sulla sicurezza e l'efficacia dei farmaci e faciliterà una comprensione completa di varie malattie acquisite ed ereditarie. Questa tecnica cattura il corso di disfunzione multiorgano potenzialmente fatale dopo una crisi epilettica, che porterà a una migliore comprensione del meccanismo del SUDEP.

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Analisi delle registrazioni elettrocardiografiche a lungo termine per rilevare le aritmie nei topi

Arrhythmias are common, affecting millions of patients worldwide. Current treatment strategies are associated with significant side effects and remain ...