Name: preparing irradiated and marked male aedes aegypti mosquitoes for release in an operational sterile insect technique program
Uploaded: 2021-03-12T14:00:00
Duration: 8 min 58 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Preparing Irradiated and Marked Male Aedes aegypti Mosquitoes for Release in an Operational Sterile Insect Technique Program at JoVE.com

Nous remercions les Drs R.-D. Xue, C. Bibbs, W. Qualls et V. Aryaprema du Anastasia Mosquito Control District, St. Augustine, Floride, pour leur partenariat dans l’élaboration du programme SIT et leurs connaissances d’experts sur la libération opérationnelle efficace d’Aedes aegypti mâle stérile. Cette recherche a été soutenue par l’USDA-ARS et le Florida Department of Agriculture and Consumer Services (FDACS). La mention de noms commerciaux ou de produits commerciaux dans cette publication est uniquement dans le but de fournir des informations spécifiques et n’implique pas une recommandation ou une approbation de la part de l’USDA ou du FDACS.

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Tous les auteurs n’ont déclaré aucun conflit d’intérêts.

Le lancement d’un programme de contrôle mettant en vedette des TIS utilisant des rayonnements nécessite l’établissement d’une souche locale d’Aedes aegypti. Cette étape est essentielle et peut permettre à SIT de vraiment se distinguer des technologies de contrôle similaires. En développant le projet à partir d’une souche locale de moustique, les mâles générés auront probablement des comportements qui leur permettront de s’adapter aux changements environnementaux et aux signaux et de localiser et de s’accoupler avec les femelles sauvages dans les environs. En outre, la libération de mâles locaux irradiés peut ne pas générer d’opinion publique négative comparée, par exemple, à la libération d’une souche non locale de moustiques génétiquement modifiés qui pourrait, par exemple, introduire de nouveaux allèles dans la population locale de moustiques.
Dépenser des ressources substantielles pour élever de grandes quantités de moustiques seulement pour pouvoir utiliser environ la moitié d’entre eux à des fins de contrôle est une limitation du programme SIT Aedes aegypti . Des améliorations devraient être apportées au protocole d’élevage afin de condenser la maturation des larves dans des délais plus définis lorsque les pupes seront prêtes. Cela permettrait de collecter plus de pupes au moment optimal de la séparation. Cependant, l’ajout de pupes à traiter augmente le risque qu’un plus grand nombre de femelles se nymphosent lorsque les pupes sont collectées et, par conséquent, augmente la probabilité que les femelles se retrouvent dans des boîtes de Petri avec des mâles et éventuellement relâchées. Bien que la durée de vie, le comportement d’alimentation sanguine et le comportement de ponte chez les pupes femelles irradiées Aedes aegypti soient réduits chez les adultes, ce n’est pas une bonne stratégie de relâcher accidentellement les femelles aux côtés des mâles irradiés22. Par conséquent, il devrait demeurer prioritaire de réduire au minimum le nombre de femelles séparées, irradiées, marquées et relâchées par inadvertance avec des mâles.
Le succès d’un programme de TIS repose en fin de compte sur la réussite de la compétition entre partenaires par des mâles irradiés élevés par des colonies. La préservation de la compétitivité des mâles repose sur une sélection exhaustive de la dose dérivée expérimentalement et sur la maximisation du rapport estimé entre mâles stériles/sauvages dans la population. Le choix de la dose est déterminé par plusieurs facteurs clés, notamment la longévité, la fertilité, la fécondité et la mortalité nymphale. Il a été observé que les moustiques mâles présenteront une courbe de fertilité asymptotique qui se rapproche de zéro à mesure que le rayonnement augmente (données non publiées KJL, RLA, SCB). Simultanément, la longévité et les niveaux d’activité des moustiques mâles diminuent de façon exponentielle à mesure que la dose de rayonnement augmente (données non publiées de KJL, RLA, SCB). Par conséquent, plutôt que d’identifier une dose qui donne une stérilité de 99,9% chez les mâles, il est préférable de se concentrer sur un pourcentage de stérilité plus faible tout en soutenant la survie. Une fois qu’une plage de doses est déterminée qui ne différencie pas la longévité ou la mortalité nymphale des mâles irradiés de celle des mâles non irradiés, des évaluations supplémentaires de la fertilité devraient être effectuées pour déterminer une dose qui rend les mâles extrêmement stériles, mais compétitifs.
Simultanément, il est essentiel de comparer le nombre de moustiques mâles dans la population à celui des mâles irradiés relâchés. Cela peut être accompli en recueillant des mâles à divers endroits dans et autour de la zone de libération cible à plusieurs reprises au même endroit et avant, pendant et après le lancement du programme de TS. Une étude de marquage, de remise en liberté et de recapture devrait être menée pour évaluer le rapport entre les moustiques mâles sauvages et les moustiques relâchés. Une étude de marquage, de remise en liberté et de recapture repose sur la libération d’un nombre connu de moustiques marqués à partir d’un point spécifique et leur recapture ultérieure à des points situés à proximité immédiate du point de libération initial. En comparant le nombre de mâles et de mâles sauvages capturés à des distances du point de relâchement, il est possible d’estimer la population sauvage générale de mâles dans la région afin que des ratios compétitifs de mâles stériles puissent être relâchés23. Il est possible de maximiser le rapport entre mâles stériles et sauvages en relâchant davantage de mâles stériles et/ou en réduisant la population sauvage par des moyens de contrôle classiques tels que la réduction à la source, le contrôle immature ou les traitements adulticides.
Pour évaluer l’efficacité des libérations masculines stériles, les collections d’adultes peuvent être comparées chronologiquement à une zone de non-intervention. Au fur et à mesure que les mâles stériles sont relâchés et que le nombre de mâles et de femelles collectés dans une zone diminue par rapport à une zone comparable de non-intervention, on peut supposer que cela est dû au fait que les mâles stériles relâchés réussissent à supplanter les mâles fertiles locaux. Cet effet peut également être observé dans les coupelles de ponte déployées à la fois dans les sites d’intervention et de non-intervention. Les œufs peuvent encore être produits dans le site d’intervention, mais s’ils éclosent moins que ceux du site de non-intervention, on peut supposer qu’ils ne sont pas fécondés parce que les femelles s’accouplent avec des mâles stériles. De plus en plus de pontes d’œufs non fécondés pourraient éventuellement entraîner une réduction de la ponte due au non-remplacement des femelles dans le site d’intervention 8,24.
Les orientations futures de la technologie et des programmes SIT s’étendent naturellement à d’autres espèces de moustiques importantes sur le plan médical. Par exemple, cette technologie peut être facilement adaptée pour contrôler Aedes albopictus, étant donné la bionomie très similaire d’Aedes aegypti et d’Aedes albopictus. D’autres espèces de moustiques vecteurs de maladies d’intérêt comprennent Culex quinquefasciatus, Culex tarsalis et diverses espèces d’anophèles. L’amélioration de l’efficacité de cette technologie dépend de l’augmentation de la capacité des pupes mâles produites à un moment donné, ce qui pourrait être réalisé par manipulation génétique ou sélection artificielle, et de l’amélioration de la compétitivité des mâles, qui pourrait être obtenue en augmentant la virilité, la fertilité ou la longévité.
En fin de compte, les programmes SIT ne sont pas une solution miracle pour contrôler les moustiques. Ils sont plutôt un outil dans une suite d’autres techniques de contrôle, telles que les programmes de GIV, qui compensent de manière croisée les faiblesses entre les techniques. Par exemple, alors que la lutte chimique offre un contrôle rapide et peu coûteux, elle favorise également le développement de la résistance et de la mortalité non ciblée; et bien que la TIS soit propre à l’espèce et qu’elle ne soit pas susceptible de générer de la résistance, les mâles de la SIT doivent être produits et relâchés à perpétuité pour contrôler les populations immigrantes provenant de l’extérieur du district de lutte antivectorielle.

La transmission d’agents pathogènes transmis par les moustiques à l’homme provoque des millions de cas de maladies et de décès chaque année dans le monde. En l’absence de vaccins efficaces et approuvés contre les maladies transmises par les moustiques, telles que Zika ou la dengue, l’un des moyens les plus efficaces de réduire la transmission consiste à réduire les populations de moustiques vecteurs de maladies. De manière contrariante, un nombre croissant d’espèces de moustiques, traditionnellement ciblées par les pesticides, affichent des niveaux croissants de résistance aux pesticides1. Simultanément, les organismes gouvernementaux ont agressivement radié ou interdit les pesticides précédemment approuvés, et peu de nouvelles mesures efficaces de lutte chimique sont en cours d’élaboration 2,3. Cette constellation d’obstacles à la lutte contre les moustiques a motivé l’exploration de techniques alternatives non chimiques pour réduire les populations de moustiques.
Certaines espèces de moustiques présentent des défis pour contrôler les problèmes de résistance et d’homologation des pesticides. Aedes aegypti (L.) est un moustique vecteur de maladie important qui est extrêmement difficile à contrôler par la gestion traditionnelle intégrée des vecteurs en raison de l’habitat péridomestique cryptique exploité par cette espèce pour le développement immature et le repos adulte 4,5. Les défis liés à l’exploitation de l’habitat cryptique autour des résidences comprennent la difficulté d’atteindre ces endroits avec des techniques de pulvérisation de pesticides ainsi que le manque potentiel d’acceptation par le public d’un accès répété à la propriété privée pour les organismes de santé publique de lutte antivectorielle afin de mener les activités intensives de surveillance et de contrôle essentielles à une gestion intégrée efficace des vecteurs (GIV) pour cette espèce.
Heureusement, SIT, une approche qui s’est avérée efficace pour lutter durablement contre d’autres espèces d’insectes très difficiles6, est appliquée au problème d’Aedes aegypti dans le cadre d’une série révolutionnaire d’expériences et d’essais opérationnels basés à St. Augustine, en Floride (données non publiées KJL, RLA, SCB). La TIS a été appliquée à diverses espèces d’insectes, y compris les moustiques, et a fait l’objet d’un examen approfondi 7,8. SIT tire parti de la libération massive de mâles élevés en colonie stérilisés, par exemple, par l’exposition à des rayonnements ionisants ou à des produits chimiques pour submerger le choix du partenaire des populations naturelles de femelles. Les mâles stérilisés qui s’accouplent avec des femelles sauvages rendent les œufs infertiles en raison des dommages subis par les gamètes mâles et, s’ils sont présents en nombre suffisant, peuvent théoriquement écraser la population naturelle d’Aedes aegypti.
Un programme de TIS a été lancé pour tenter de réduire les populations d’Aedes aegypti dans une zone urbaine de la côte atlantique de la Floride où cette espèce a récemment recolonisé et est en expansion et présente un risque pour la santé publique pour la transmission de virus tels que Zika, la dengue ou le chikungunya. Afin de maximiser le potentiel de compatibilité avec les femelles sauvages, une nouvelle colonie a été établie en utilisant des Aedes aegypti capturés dans la nature de la population cible pour produire des mâles pour le programme9. Cela était basé sur l’hypothèse que les mâles d’origine locale élevés par colonie seraient plus susceptibles d’être compétitifs avec les mâles sauvages locaux pour l’accouplement avec les femelles sauvages locales. Pour que le SIT soit efficace, non seulement un nombre écrasant de mâles stériles doivent être présents dans la zone cible, mais ils doivent également être capables de courtiser et de s’accoupler efficacement avec les moustiques femelles sauvages locaux.
Une série d’expériences a été menée pour déterminer le nombre optimal de mâles stériles à libérer (données non publiées de KJL, RLA, SCB) ainsi que des doses optimales de rayonnement qui rendraient les mâles infertiles sans interférer avec la survie, le comportement ou l’acceptation par les femelles sauvages (données non publiées KJL, RLA, SCB). Ces données sont à paraître dans les publications alliées de ce groupe, mais certaines de ces conclusions sont également consignées dans ce protocole et pourraient être utilisées comme point de départ pour de nouveaux programmes de lutte contre SIT Aedes aegypti ailleurs. Cette espèce élargit constamment son aire de répartition, et les programmes de TIS sont très prometteurs pour être des solutions rentables et à long terme pour contrôler cette population. L’objectif de ce protocole est de produire des moustiques Aedes aegypti mâles stérilisés, élevés par colonies, pour les relâcher systématiquement dans des zones extérieures afin de perturber les cycles de reproduction naturels des populations locales d’Aedes aegypti dans le cadre d’un programme opérationnel de lutte antivectorielle de santé publique.
Bien que des protocoles et des flux de travail similaires aient été publiés pour la production de mâles transgéniques d’Aedes aegypti et que des flux de production pour Aedes SIT, ou des programmes d’incompatibilité basés sur Wolbachia aient été publiés ailleurs, ce protocole illustre comment les protocoles existants ont été adaptés pour la production, la séparation et l’irradiation des pupes mâles mâles, le marquage et l’emballage des mâles adultes, et l’expédition au site de dissémination pour ce programme9, 10,11,12,13,14,15,16,17,18. La composante de marquage de ce protocole peut ne pas être requise dans un programme de TIS opérationnel mature; cependant, il a été inclus ici parce qu’il s’agit d’une façon de surveiller l’efficacité et de contrôler la qualité de l’ensemble du processus au cours des premières années de l’établissement du programme de. Les programmes de lutte contre les moustiques sont généralement gérés par les autorités locales, de sorte qu’ils peuvent varier considérablement dans de nombreux aspects de leur organisation, de la taille et de la base de financement à l’ajustement des tactiques de contrôle pour maximiser le succès local. Par conséquent, la compatibilité du protocole décrit ici avec les ressources disponibles devrait être évaluée.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>1-1/8&#34; wrench (1&#34; (1 inch) = 2.54 cm)</td>
			<td>Craftsman</td>
			<td>CMMT44707</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1/2 pint cardstock cup (1/2 pint = 236.5 mL)</td>
			<td>Science Supplies WLE corp</td>
			<td>1/2 pint</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1/4&#34; tubing - tygon</td>
			<td>Hudson Extrusions</td>
			<td>LLDPE1/8 X 1/4 BLK</td>
			<td>to attach to CO2 gas regulator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1/8&#34; brass barb w/ MIP connection</td>
			<td>B&#38;K</td>
			<td>BHB-85NLB</td>
			<td>to attach to CO2 gas regulator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1000 mL graduated plastic beakers with handle</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>1223-1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3000 mL graduated plastic beakers with handle</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>1223-3000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adult large cage</td>
			<td>Bioquip</td>
			<td>1450D</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aspirator vials</td>
			<td>Bioquip</td>
			<td>2809V</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bovine liver powder</td>
			<td>MP Biomedicals</td>
			<td>290039601</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Brewers yeast</td>
			<td>MP Biomericals</td>
			<td>02903312-CF</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CO2 regulator</td>
			<td>Randor</td>
			<td>64003038</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CO2 tank (20# canister)</td>
			<td>Praxair</td>
			<td>CDBEVCARB20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Collection basin</td>
			<td>Treasure Gurus</td>
			<td>KI-ENAMELBOWL</td>
			<td>for separator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton balls - large</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>22-456-883</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Deli cups w/lids - 470 mL</td>
			<td>Pactiv DELItainer</td>
			<td>PCTYSD2516</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Deli cups w/lids - 1900 mL</td>
			<td>Berry Global</td>
			<td>T60764</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DoseReader 4</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>ND0.5 and ND1.0 QA Filter Set standards</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dosimetry film</td>
			<td colspan="2">Far West Technology, Inc.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Filter paper</td>
			<td>Millipore</td>
			<td>AP10045S0</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flashlight aspirator</td>
			<td>Bioquip</td>
			<td>2809D</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps - fine featherweight</td>
			<td>Bioquip</td>
			<td>4748 or 4750</td>
			<td>featherweight</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GAFchromic</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>radiochromic film</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gammator M</td>
			<td>Radiation Machinery Corporation, Parsippany, NJ</td>
			<td></td>
			<td>Cesium-137 irradiator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hand held mechanical aspirator</td>
			<td>Clarke Mosquito</td>
			<td>13500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lambskin condoms</td>
			<td>Trojan</td>
			<td>Naturalamb</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Large CO2 chamber</td>
			<td>Sterilite</td>
			<td colspan="2">Walmart #&#160;568789514</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Larval rearing pans</td>
			<td>Blue Ridge Thermoforming</td>
			<td>&#160;01-FG-400-3N-ABS</td>
			<td>Dimensions: 22.375 x 17.5 x 3 (inches)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Magnets - 20# pull</td>
			<td>Master magnetics</td>
			<td>MHHH20BX</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Marking dye</td>
			<td>Dayglo</td>
			<td>ECO-11</td>
			<td>Aurora Pink</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Marking dye</td>
			<td>Dayglo</td>
			<td>ECO-17</td>
			<td>Saturn Yellow</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mesh</td>
			<td>Falk</td>
			<td></td>
			<td>T301</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pasture pipettes</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>02-708-006</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petri dishes - large</td>
			<td>VWR International</td>
			<td>25384-090 CS</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petri dishes - small (60 mm x 15 mm)</td>
			<td>Fisher Brand</td>
			<td>FB0875713A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pupa separator</td>
			<td>J.W. Hock</td>
			<td>1512</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Red rubber hose</td>
			<td>Welch</td>
			<td>331040-5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Release containers</td>
			<td>Science Supplies WLE corp</td>
			<td>1 gallon</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rubber bands - cross #19</td>
			<td>Alliance</td>
			<td>ALL37196</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rubber bands - latitude #64</td>
			<td>Skillcraft</td>
			<td>NSN0589974</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scale</td>
			<td>Ohaus</td>
			<td>H-4737</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Seed germination paper - Heavy stock 76#</td>
			<td>Anchor Paper</td>
			<td>#76</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Shipping coolers- 16 x 13 x 12.5&#34;</td>
			<td>MrBoxonline.com</td>
			<td colspan="2">Husky Foam Cooler kit</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sieve #20</td>
			<td>Advantech</td>
			<td>20BS8F</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sieve #30</td>
			<td>Advantech</td>
			<td>30BS8F</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small cage - Bug Dorm</td>
			<td>MegaView</td>
			<td>Bug Dorm-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small CO2 chamber</td>
			<td>Mainstays</td>
			<td colspan="2">Walmart #&#160;562922221</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Souffle cup lid</td>
			<td>SOLO</td>
			<td>41165277456</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Souffle cups - 4 oz (1 oz = 29.6 mL)</td>
			<td>SOLO</td>
			<td>41165024104</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sponge</td>
			<td>ocelo</td>
			<td>MMM7274FD</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Squeeze bottle</td>
			<td>Dynalon</td>
			<td>3UUP6</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereoscope</td>
			<td>Meiji Techno</td>
			<td>EMZ-5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stockinette</td>
			<td>BSN Medical</td>
			<td>30-1006</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Styrofoam</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>extruded polystyrene foam</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tropical fish flake food</td>
			<td>Tetra</td>
			<td>4.52 pound</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vaccum chamber - desiccator</td>
			<td>BelArt</td>
			<td>T9FB892757</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Weigh boats</td>
			<td>Globe Scientific</td>
			<td>3621</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

preparing irradiated and marked male aedes aegypti mosquitoes for release in an operational sterile insect technique program

Le contrôle de maladies humaines telles que la dengue, le Zika et le chikungunya repose sur le contrôle de leur vecteur, le moustique Aedes aegypti , car il n’y a pas de prévention. La lutte contre les moustiques vecteurs peut s’appuyer sur des produits chimiques appliqués aux stades immatures et adultes, ce qui peut contribuer à la mortalité des non-cibles et, plus important encore, entraîner une résistance aux insecticides chez le vecteur. La technique de l’insecte stérile (TSS) est une méthode de contrôle des populations de ravageurs par la libération de mâles adultes stérilisés qui s’accouplent avec des femelles sauvages pour produire une progéniture non viable. Cet article décrit le processus de production de mâles stériles pour une utilisation dans un programme SIT opérationnel pour la lutte contre les moustiques Aedes aegypti . Les étapes utilisées dans le cadre du programme sont décrites ici, y compris l’élevage et le maintien d’une colonie, la séparation des pupes mâles et femelles, l’irradiation et le marquage des mâles adultes et l’expédition des mâles Aedes aegypti vers le site de remise en liberté. Les mises en garde procédurales, les limites du programme et les objectifs futurs sont également abordés.

Un élevage vigilant et adéquat des moustiques consiste en une disponibilité équilibrée des mâles et des femelles dans les cages des colonies, le maintien d’une solution de saccharose frais et de miel, et une alimentation sanguine constante de haute qualité. Ces conditions permettront d’obtenir des feuilles d’oeufs densément tassées optimales pour une utilisation dans les bacs d’élevage larvaire SIT. L’entreposage et l’utilisation appropriés des feuilles d’œufs séchés, comme l’étiquetage systématique pour faciliter l’utilisation du plus ancien au plus récent, favoriseront l’éclosion uniforme dans toutes les casseroles. Le fait de remplir toutes les cuvettes d’élevage larvaire avec de l’eau avant l’éclosion peut réduire le temps pendant lequel les feuilles d’œufs sont dans les contenants d’éclosion et favoriser un développement sain. L’entretien des bassins larvaires de l’écoutille à la nymphose exige un engagement prudent de la part du personnel de la colonie, car certaines cuvettes peuvent nécessiter plus ou moins de nourriture ou d’eau supplémentaire selon les stades de développement et les variables environnementales. S’il y a des problèmes avec le stade de développement au jour prévu de la séparation des sexes nymphaux, des ajustements doivent être effectués plus tôt dans le processus, tels que l’éclosion plus tôt ou plus tard, l’ajustement de la nourriture ou la modification de la température de l’incubateur.
Le processus d’élevage prévu dans ce protocole ne fait pas éclore tous les œufs à temps pour se transformer en nymphes qui peuvent être irradiées et utilisées à des fins de lutte. Entre 20 et 50% des moustiques élevés dans la colonie seront encore des larves au moment où les pupes devront être séparées. Cependant, ces larves ne sont pas gaspillées, mais laissées à maturité pendant 24 heures pour produire des pupes supplémentaires qui peuvent être combinées avec les pupes femelles de la séparation de la veille et recyclées dans des cages de colonie. Dans les cages de la colonie, les pupes seront autorisées à devenir adultes, à s’accoupler, à nourrir le sang et à produire des œufs qui soutiennent le projet SIT.
La séparation des nymphes, le versement des pupes dans des boîtes de Pétri, l’irradiation et le placement dans des cages de détention pour adultes après l’irradiation doivent se faire en une journée; Par conséquent, suffisamment de temps devrait être alloué pour traiter toutes les étapes confortablement. L’assemblage et la préparation des contenants de déversement doivent être effectués avant le processus de marquage. Lorsque les boîtes d’expédition sont retournées du lieu de mainlevée, les contenants de mainlevée doivent être inspectés et préparés pour leur prochaine utilisation. Jeter les boules de coton humides, aérer les contenants à libération humide, nettoyer les boîtes de Petri, remplacer les mailles et retirer les bandes élastiques du récipient, lorsqu’elles ne sont pas utilisées, prolongera considérablement la durée de vie des contenants de démoulage.
Compte tenu de la réalité mondiale de la pandémie virale de COVID-19, ce protocole, qui est généralement une opération impliquant plusieurs personnes, a été modifié pour être traité par une personne travaillant seule dans un laboratoire à chaque étape. Les étapes du processus qui sont le plus entravées par un scénario impliquant une seule personne sont les étapes de sexage, de marquage, de pesée et d’entretien de l’élevage des colonies. La séparation des pupes par sexe par une personne devrait être suffisante s’il y a plusieurs séparateurs fonctionnant simultanément dans différentes pièces. Dans une situation de pandémie où la distanciation sociale se produit sur le lieu de travail, il est nécessaire d’équiper plusieurs stations pour effectuer les étapes allant du sexage à l’emballage. Selon la vitesse de l’opérateur, il faut une personne ~ 4 h pour sexer 15 000 moustiques, puis 1 à 2 h pour les marquer, les peser et les emballer. Un scénario à deux personnes diminue le temps pendant lequel les moustiques sont anesthésiés pour le marquage et réduit le temps de travail global. Pourtant, même dans un scénario à deux personnes, l’allocation de la totalité des 2,0 g de moustiques par cage de relâchement peut être difficile en raison du temps de travail limité pendant que les moustiques sont sous sédation. Bien que le processus de nettoyage et de préparation du matériel d’élevage des larves et des adultes prenne beaucoup de temps et de main-d’œuvre, il peut être cloisonné de manière à ce que les opérateurs individuels puissent travailler de manière indépendante et en toute sécurité pendant une pandémie.
La libération de mâles adultes, marqués et irradiés d’Aedes aegypti n’entre pas dans le champ d’application de ce protocole, mais elle est présentée brièvement ici. Le processus de libération de moustiques mâles marqués et irradiés commence par la détermination d’une distribution uniforme des contenants de libération en fonction du poids (et donc du nombre présumé de mâles stériles), comme indiqué dans le tableau 3. Une fois les expéditions livrées au district de lutte antivectorielle, les boîtes sont ouvertes et les conteneurs de mainlevée sont évalués pour tout problème de mortalité ou d’état des conteneurs de mainlevée. Les moustiques dans les conteneurs de libération sont ensuite autorisés à s’acclimater à la température et à l’humidité ambiantes pendant 1 à 2 heures avant d’être transportés vers la zone de traitement. Les sites de remise en liberté dans la zone de traitement sont identifiés après une surveillance intensive des points chauds des populations sauvages d’Aedes aegypti. Le moment, la fréquence et la densité des rejets sont équilibrés par la bionomie de l’espèce ainsi que par la météorologie, le soutien du public et les capacités d’élevage en laboratoire.
Étant donné que des contenants de libération spécifiques sont adaptés à des sites de libération particuliers, l’étiquette doit être vérifiée avant que le contenant de démoulage ne soit ouvert en coupant le treillis sur le dessus, ce qui permet à l’opérateur de déformer le treillis de sorte qu’une partie des mâles puisse s’échapper. Cette méthode de libération fractionnée est répétée à chaque point de libération assigné pour le conteneur jusqu’à ce que tous les mâles volant librement aient été relâchés. Ce processus est ensuite répété pour chaque conteneur de rejet à leur emplacement de rejet assigné respectif jusqu’à ce que tous les conteneurs aient été traités. En option, après la libération des moustiques, tous les moustiques morts ou handicapés qui ne sont pas partis librement peuvent être rassemblés dans des boîtes de Petri et étiquetés pour être comptés à la main ou pesés pour corriger le nombre estimé de libérés. Une surveillance continue et généralisée des stades adulte, œuf et immature d’Aedes aegypti sauvage dans la zone cible, et possiblement dans les sites témoins non interventionnels, est effectuée pour évaluer l’efficacité de l’opération SIT.

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Preparing Irradiated and Marked Male Aedes aegypti Mosquitoes for Release in an Operational Sterile Insect Technique Program

La technique de l’insecte stérile (TS) est utilisée pour contrôler des populations de moustiques spécifiques et importantes sur le plan médical qui peuvent être résistantes aux contrôles chimiques. Ici, nous décrivons une méthode d’élevage de masse et de préparation de moustiques mâles stériles pour la libération dans le cadre d’un programme SIT opérationnel ciblant le moustique Aedes aegypti .

Préparation de moustiques mâles Aedes aegypti irradiés et marqués en vue de leur libération dans le cadre d’un programme opérationnel de techniques d’insectes stériles

The control of such human diseases as dengue, Zika, and chikungunya relies on the control of their vector, the Aedes aegypti mosquito, because there is no ...

La valeur unique de ce protocole est que deux membres du personnel utilisant de l’équipement facilement disponible dans de petits espaces de laboratoire peuvent produire suffisamment de moustiques stériles pour soutenir un programme SIT opérationnel de 50 acres. L’efficacité et le faible coût de cette technique la rendent accessible, intraitable même pour les petits districts de lutte contre les moustiques afin d’augmenter leur programme intégré de lutte antivectorielle. Barbara Bayer, technicienne de laboratoire en sciences biologiques de l’unité de recherche, feront la démonstration de la procédure.Pour élever des Aedes aegypti adultes à partir de nymphes, préparez des cages d’élevage en aluminium pliables de 60 centimètres sur 60 centimètres avec un filet en fibre de verre de 0,84 par 0,84 millimètre et un manchon de stockinette sur une paroi verticale de chaque cage. Placez un gobelet en plastique de 1 900 millilitres avec des pupes Aedes aegypti à un rapport de masculinité de un à un dans chaque cage d’élevage et attachez le manchon fermé, laissant les tasses dans des cages pour l’enclosion pendant environ quatre jours à 28 à 30 degrés Celsius supérieurs à 50% d’humidité relative dans un cycle lumière:obscurité de 12:12 ou 14:10 jusqu’à ce qu’il n’y ait plus d’adultes émergent. 24 heures après avoir placé les pupes dans les cages d’élevage, placez un récipient de solution de saccharose à 10% avec une mèche éponge dans chaque cage et suspendez une éponge de 10 centimètres sur 2 centimètres imbibée de miel à partir d’un crochet métallique pour fournir respectivement hydratation et nutrition aux moustiques adultes.48 à 72 heures après l’apparition de la plupart des adultes tous les deux ou trois jours pendant les trois à quatre semaines suivantes, remplissez le condom en peau d’agneau avec 50 à 100 millilitres de sang bovin défibriné par cage et réchauffez les condoms à environ 37 degrés Celsius dans un bain d’eau chaude. Après avoir soigneusement tapoté les préservatifs avec la serviette, placez les préservatifs partiellement séchés dans des boîtes de Petri doublées de papier individuelles à l’intérieur des cages pendant 30 à 60 minutes. 48 à 72 heures après chaque alimentation en sang, placer une tasse de ponte de 1 900 millilitres contenant 800 millilitres d’eau nymphale filtrée et munie d’une feuille de papier de germination des graines de 8 à 10 à 10 centimètres sur 30 insérée au ras de la circonférence interne de la tasse dans chaque cage.Pour éloigner les larves d’Aedes aegypti des œufs, utilisez un papier de ponte avec 5 000 à 10 000 œufs présents et coupez une section de trois à sept centimètres perpendiculaire à la ligne de ponte. Placez la pièce dans un nouveau récipient de 460 millilitres à moitié rempli d’eau du robinet et d’une pincée de flocons de nourriture pour poissons pulvérisés. Couvrir et agiter vigoureusement le récipient pendant au moins une minute avant de verser tout le contenu dans un bac d’élevage contenant trois litres d’eau du robinet et 50 millilitres de lisier brun.Marquez la poêle avec la date de début, les informations sur la souche et le calendrier d’alimentation. Une fois que la proportion seuil approximative de larves dans les bacs à larves a été atteinte, versez le contenu de chaque casserole à travers un tamis de taille 20 à 40 et utilisez une bouteille d’eau du robinet pressée pour laver les pupes et les larves du tamis dans un bécher en plastique gradué de trois litres. Pour séparer les pupes mâles des larves et des pupes femelles, divisez le contenu de chaque bécher entre plusieurs récipients en plastique de 1,9 litre et placez un récipient de collecte rigide peu profond de quatre litres sous l’écluse à la base d’un séparateur nymphal.Remplissez deux béchers en plastique gradué de trois litres environ aux trois quarts d’eau du robinet et versez l’eau à travers l’espace entre les plaques de verre du séparateur tout en ajustant les boutons supérieur et inférieur pour permettre à l’eau de circuler continuellement à travers le séparateur. Une fois que l’eau stagnante s’est accumulée uniformément à une hauteur d’environ 1,25 centimètre à partir de la base des plaques, marquer les positions de départ aux boutons inférieurs du séparateur avec du ruban adhésif et commencer à verser les récipients de pupes et de larves dans le séparateur tout en faisant tourner continuellement les boutons inférieurs dans le sens inverse des aiguilles d’une montre d’un à deux centimètres des positions de départ. Lorsque la plupart ou la totalité des larves ont traversé l’écluse dans le récipient de collecte, interrompez l’écoulement de l’eau et utilisez un tamis numéro 30 pour nettoyer le récipient de collecte des larves.Lorsque toutes les larves ont été enlevées, versez l’eau et ajustez à nouveau les boutons pour permettre aux pupes mâles d’être rincées dans le récipient de collecte. Ensuite, versez les pupes mâles du récipient dans un tamis numéro 20 et utilisez une bouteille d’eau du robinet d’un litre pour laver les pupes du tamis dans un récipient séparé de 1,9 litre. Lorsque toutes les pupes mâles ont été collectées, versez l’eau et ajustez les boutons pour permettre aux pupes femelles d’être recueillies.Utilisation du tamis numéro 20 pour transférer les pupes femelles dans un nouveau récipient de 1,9 litre comme nous venons de le démontrer. Ensuite, versez l’eau et ajustez à nouveau les boutons jusqu’à ce que tous les moustiques immatures aient été éliminés du séparateur. Filtrer les pupes mâles collectées avec un tamis et laver le caca dans un bécher gradué d’un litre avec le moins d’eau possible.Versez délicatement les pupes dans des boîtes de Petri tapissées de papier filtre humide en une seule couche. Retirez l’eau stagnante du fond de la boîte de Petri à l’aide d’une pipette de pâturage fraîche de trois millilitres pour empêcher les mouvements nymphaux pendant le travail. Empaquetez les boîtes de Petri et les empilements avant de les sceller dans un sac refermable étiqueté de 3,8 litres pour l’adapter à la chambre d’irradiation.Pour marquer les lots quantifiés de moustiques mâles adultes irradiés, retirez toutes les sources de nutrition de la cage d’élevage et placez une cage dans une grande chambre de dioxyde de carbone pendant cinq à sept minutes, en frappant les côtés du récipient pour déloger tous les moustiques accrochés aux murs. À la fin de la période d’exposition, transférer les moustiques dans un flacon d’aspirateur et anesthésier à nouveau les moustiques avant de secouer les moustiques dans une surface de travail recouverte de papier blanc. Aspirer soigneusement tous les mâles de la surface de travail dans un nouveau flacon et répéter les expositions et le prélèvement jusqu’à ce que tous les mâles adultes aient été prélevés dans toutes les cages d’élevage.À un moment donné au cours du processus de tri sexuel, générez un flacon contenant seulement 25 moustiques mâles adultes. Lorsque tous les mâles ont été recueillis, pesez chaque vil de moustiques dans un bateau de pesée tared sur une balance, et versez rapidement les moustiques pesés dans un récipient en carton de 240 millilitres contenant 50 milligrammes un colorant de marquage. Inclinez et tournez le récipient d’une rotation complète dans le sens horaire et antihoraire jusqu’à ce que tous les moustiques aient été légèrement enduits et versez les moustiques dans un nouveau bateau de pesée, puis pliez le bateau de pesage en deux pour permettre aux moustiques d’être canalisés à travers le manchon de stockinette dans le récipient de libération.Lorsqu’environ deux grammes de moustiques mâles ont été ajoutés au contenant de libération, attachez le manchon de la stockinette fermé et marquez le ruban d’étiquetage sur la lunette du contenant de libération avec la couleur du colorant, le numéro du contenant et le poids total des moustiques. Dans cette expérience représentative d’élevage, d’irradiation et de commercialisation de moustiques mâles adultes Aedes aegypti, deux grammes de moustiques adultes mâles ont pu être collectés dans trois cages d’élevage et avec deux flacons de 25 mâles de deux cages pour permettre le calcul du poids moyen par moustique. 25 femelles ont été éliminées au total de deux des lots.Une alimentation opportune et observationnelle pendant la semaine d’élevage des larves est essentielle pour générer des pupes bien développées pour la séparation. Cela génère une distinction claire entre les mâles et les femelles, ce qui conduit à une faible occurrence de femelles dans les étapes de marquage. En plus de les utiliser dans les programmes SIT opérationnels, ces mâles stériles peuvent également être largement utilisés dans des expériences sur la compétition d’accouplement, la survie et la dispersion des mâles irradiés par rapport aux mâles sauvages non irradiés.La modification de la technique pour inclure les moustiques femelles nous permet d’étudier l’impact de la libération involontaire de femelles irradiées en ce qui concerne la fécondité et la compétence du vecteur.

Research

JoVE Journal

Biology

Preparing Irradiated and Marked Male Aedes aegypti Mosquitoes for Release in an Operational Sterile Insect Technique Program

Microinjection of A. aegypti Embryos to Obtain Transgenic Mosquitoes

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