Name: in vitro 3d cell-cultured arterial models for studying vascular drug targeting under flow
Uploaded: 2021-03-14T14:30:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about In Vitro 3D Cell-Cultured Arterial Models for Studying Vascular Drug Targeting Under Flow at JoVE.com

Ce travail a été soutenu par l’Israel Science Foundation (subvention ISF # 902/18). La bourse de Maria Khoury a été soutenue par le programme doctoral féminin de la baronne Ariane de Rothschild.

REMARQUE: Ce protocole décrit la fabrication d’un modèle 3D de l’artère carotide et peut être appliqué pour générer toute autre artère d’intérêt en modifiant simplement les paramètres géométriques.
1. Conception et fabrication d’une bifurcation 3D du modèle de l’artère carotide humaine
<ol><li>Choisissez des images de patients ou des géométries précédemment étudiées de la bifurcation humaine de l’artère carotide, et créez un modèle de conception assistée ...

<ol>
	<li>Chiu, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+the+effect+of+disturbed+flow+on+monocytic+adhesion+to+endothelial+cells.">Analysis of the effect of disturbed flow on monocytic adhesion to endothelial cells.</a> Journal of Biomechanics. 36 (12), 1883-1895 (2003).</li><li>Martorell, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Extent+of+flow+recirculation+governs+expression+of+atherosclerotic+and+thrombotic+biomarkers+in+arterial+bifurcations.">Extent of flow recirculation governs expression of atherosclerotic and thrombotic biomarkers in arterial bifurcations.</a> Cardiovascular Research. 103 (1), 37-46 (2014).</li><li>Karino, T., Goldsmith, H. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Flow+behaviour+of+blood+cells+and+rigid+spheres+in+an+annular+vortex.">Flow behaviour of blood cells and rigid spheres in an annular vortex.</a> Philosophical transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological. 279 (967), 413-445 (1977).</li><li>Goldsmith, H. L., Karino, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Platelets+in+a+region+of+disturbed+flow.">Platelets in a region of disturbed flow.</a> Transactions - American Society for Artificial Internal Organs. 23, 632-638 (1977).</li><li>Farcas, M. A., Rouleau, L., Fraser, R., Leask, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+development+of+3-D,+in+vitro,+endothelial+culture+models+for+the+study+of+coronary+artery+disease.">The development of 3-D, in vitro, endothelial culture models for the study of coronary artery disease.</a> Biomedical Engineering Online. 8, 30 (2009).</li><li>Peng, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modeling+nanoparticle+targeting+to+a+vascular+surface+in+shear+flow+through+diffusive+particle+dynamics.">Modeling nanoparticle targeting to a vascular surface in shear flow through diffusive particle dynamics.</a> Nanoscale Research Letters. 10 (1), 942 (2015).</li><li>Shah, S., Liu, Y., Hu, W., Gao, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modeling+particle+shape-dependent+dynamics+in+nanomedicine.">Modeling particle shape-dependent dynamics in nanomedicine.</a> Journal of Nanoscience and Nanotechnology. 11 (2), 919-928 (2011).</li><li>Hossain, S. S., Hughes, T. J., Decuzzi, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vascular+deposition+patterns+for+nanoparticles+in+an+inflamed+patient-specific+arterial+tree.">Vascular deposition patterns for nanoparticles in an inflamed patient-specific arterial tree.</a> Biomechanics and Modeling in Mechanobiology. 13 (3), 585-597 (2014).</li><li>Charoenphol, P., Huang, R. B., Eniola-Adefeso, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Potential+role+of+size+and+hemodynamics+in+the+efficacy+of+vascular-targeted+spherical+drug+carriers.">Potential role of size and hemodynamics in the efficacy of vascular-targeted spherical drug carriers.</a> Biomaterials. 31 (6), 1392-1402 (2010).</li><li>Ta, H. T., Truong, N. P., Whittaker, A. K., Davis, T. P., Peter, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effects+of+particle+size,+shape,+density+and+flow+characteristics+on+particle+margination+to+vascular+walls+in+cardiovascular+diseases.">The effects of particle size, shape, density and flow characteristics on particle margination to vascular walls in cardiovascular diseases.</a> Expert Opinion on Drug Delivery. 15 (1), 33-45 (2018).</li><li>Cooley, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Influence+of+particle+size+and+shape+on+their+margination+and+wall-adhesion:+implications+in+drug+delivery+vehicle+design+across+nano-to-micro+scale.">Influence of particle size and shape on their margination and wall-adhesion: implications in drug delivery vehicle design across nano-to-micro scale.</a> Nanoscale. 10 (32), 15350-15364 (2018).</li><li>Jiang, X. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantum+dot+interactions+and+flow+effects+in+angiogenic+zebrafish+(Danio+rerio)+vessels+and+human+endothelial+cells.">Quantum dot interactions and flow effects in angiogenic zebrafish (Danio rerio) vessels and human endothelial cells.</a> Nanomedicine: Nanotechnology, Biology, and Medicine. 13 (3), 999-1010 (2017).</li><li>Zarins, C. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Carotid+bifurcation+atherosclerosis.+Quantitative+correlation+of+plaque+localization+with+flow+velocity+profiles+and+wall+shear+stress.">Carotid bifurcation atherosclerosis. Quantitative correlation of plaque localization with flow velocity profiles and wall shear stress.</a> Circulation Research. 53 (4), 502-514 (1983).</li><li>Chien, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+disturbed+flow+on+endothelial+cells.">Effects of disturbed flow on endothelial cells.</a> Annals of Biomedical Engineering. 36 (4), 554-562 (2008).</li><li>Malek, A. M., Alper, S. L., Izumo, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hemodynamic+shear+stress+and+its+role+in+atherosclerosis.">Hemodynamic shear stress and its role in atherosclerosis.</a> JAMA. 282 (21), 2035-2042 (1999).</li><li>Glagov, S., Zarins, C., Giddens, D. P., Ku, D. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hemodynamics+and+atherosclerosis.+Insights+and+perspectives+gained+from+studies+of+human+arteries.">Hemodynamics and atherosclerosis. Insights and perspectives gained from studies of human arteries.</a> Archives of Pathology &amp; Laboratory Medicine. 112 (10), 1018-1031 (1988).</li><li>Khoury, M., Epshtein, M., Zidan, H., Zukerman, H., Korin, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mapping+deposition+of+particles+in+reconstructed+models+of+human+arteries.">Mapping deposition of particles in reconstructed models of human arteries.</a> Journal of Controlled Release. 318, 78-85 (2020).</li></ol>

Les approches actuelles pour étudier le ciblage vasculaire des particules ne parviennent pas à reproduire les conditions physiologiques présentes dans le corps humain. Présenté ici est un protocole pour fabriquer des modèles 3D-reconstruits des artères humaines pour étudier le ciblage de particules aux ECs tapissant l’artère sous le flux physiologique appliqué utilisant un système de perfusion personnalisé. Lors du choix du matériau pour l’impression 3D, il est préférable d’utiliser un plastique tran...

Plusieurs approches ont récemment été appliquées en utilisant des modèles 3D d’artères humaines1,2,3,4,5. Ces modèles reproduisent l’anatomie physiologique et l’environnement de différentes artères dans le corps humain in vitro. Cependant, ils ont été principalement utilisés dans les études de biologie cellulaire. Les études actuelles sur le ciblage vasculaire des particules vers l’endothélium comprennent des simulations informatiques in silico 6,7,8,des modèles microfluidiques in vitro 9,10,11et des modèles animaux in vivo 12. Malgré les informations qu’ils ont fournies, ces modèles expérimentaux n’ont pas réussi à simuler avec précision le processus de ciblage qui se produit dans les artères humaines, dans lesquelles le flux sanguin et l’hémodynamique constituent des facteurs dominants. Par exemple, l’étude du ciblage des particules vers les régions athérosclérotiques dans la bifurcation de l’artère carotide, qui sont connues pour leur schéma d’écoulement de recirculation complexe et leur gradient de contrainte de cisaillement de la paroi, peut avoir un impact sur le trajet effectué par les particules avant qu’elles n’atteignent l’endothélium13,14,15,16. Par conséquent, ces études doivent être effectuées dans des conditions qui reproduisent l’environnement physiologique, c’est-à-direla taille, la dimension, l’anatomie et le profil d’écoulement.
Récemment, ce groupe de recherche a fabriqué des modèles artériels humains reconstruits en 3D pour étudier le dépôt et le ciblage des particules sur la vascularisation17. Les modèles étaient basés sur des répliques géométriques 3D de vaisseaux sanguins humains, qui ont ensuite été cultivés avec des CE humains qui ont ensuite tapoté leurs parois internes. De plus, lorsqu’ils sont soumis à un système de perfusion qui produit un flux physiologique, les modèles reproduisent avec précision les conditions physiologiques. Le système de perfusion a été conçu pour perfuser les fluides à débit constant, à l’aide d’une pompe péristaltique dans les configurations fermées et en circuit ouvert(Figure 1). Le système peut être utilisé comme circuit fermé pour cartographier le dépôt de particules et le ciblage vers les cellules ensemencées à l’intérieur du modèle carotide. En outre, il peut être utilisé comme circuit ouvert pour laver les particules non adhérentes à la fin des expériences et pour nettoyer et entretenir le système. Cet article présente des protocoles pour la fabrication de modèles 3D de la bifurcation carotide humaine, la conception du système de perfusion et la cartographie du dépôt de particules ciblées à l’intérieur des modèles.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>3D printer</td>
			<td>FormLabs</td>
			<td>PKG-F2-REFURB</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acetone, absolute (AR grade)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Connectors</td>
			<td>Nordson Medical</td>
			<td>FTLL013-1</td>
			<td>Female Luer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>FTLL230-1</td>
			<td>Female Luer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>FTLL360-1</td>
			<td>Female Luer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>LP4-1</td>
			<td>Male Luer Integral Lock</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Damper</td>
			<td>Thermo-Fisher Scientific</td>
			<td>DS2127-0250</td>
			<td>Nalgene Polycarbonate, Validation Bottle</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Damper Cover</td>
			<td>Thermo-Fisher Scientific</td>
			<td>2162-0531</td>
			<td>Nalgene Filling/Venting Closures</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Elastosil Elastosil RT 601 A</td>
			<td>Wacker</td>
			<td>60003805</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Elastosil RT 601 B</td>
			<td>Wacker</td>
			<td>60003817</td>
			<td>The crosslinker</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Endothelial Cell Media</td>
			<td>ScienCell</td>
			<td>1001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fibrontectin</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>F0895-5mg</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HUVEC</td>
			<td>Lonza</td>
			<td>CC-2519</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isopropyl alcohol, AR grade 99.5%</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Remove plastic dust from the sanded model</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lacquer</td>
			<td>Rust-Oleum</td>
			<td></td>
			<td>2X-Ultra cover Gloss Clear</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Matlab</td>
			<td>Mathworks</td>
			<td></td>
			<td>https://www.mathworks.com/products/matlab.html</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>SMZ25</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope Camera</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>DS-Qi2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Peristaltic pump</td>
			<td>Watson Marlow</td>
			<td>530U IP31</td>
			<td>With 2 pumpheads: 313D</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic tube clamp</td>
			<td>Quickun</td>
			<td>1-2240-stopvalve-2pcs</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polystyrene Particles</td>
			<td>&#160;Thermo-Fisher Scientific</td>
			<td>&#160;F8827</td>
			<td>&#160;Diameter = 2 &#181;m</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Printer resin</td>
			<td>FormLabs</td>
			<td>RS-F2-GPCL-04</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rotator</td>
			<td>ELMI Ltd.</td>
			<td></td>
			<td>Intelli-Mixer RM-2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Solidworks&#160;</td>
			<td>SolidWorks Corp.,&#160;Dassault Syst&#232;mes</td>
			<td></td>
			<td>https://www.solidworks.com/</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tubing</td>
			<td>Watson Marlow</td>
			<td>933.0064.016</td>
			<td>Tubing for the pump: 6.4 mm ID</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>All the other tubing: Silicon tubing: 4 mm ID</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

in vitro 3d cell-cultured arterial models for studying vascular drug targeting under flow

L’utilisation de modèles tridimensionnels (3D) d’artères humaines, conçus avec les dimensions et l’anatomie correctes, permet la modélisation appropriée de divers processus importants dans le système cardiovasculaire. Récemment, bien que plusieurs études biologiques aient été réalisées à l’aide de tels modèles 3D d’artères humaines, elles n’ont pas été appliquées pour étudier le ciblage vasculaire. Cet article présente une nouvelle méthode pour fabriquer des modèles artériels humains reconstruits de taille réelle à l’aide d’une technique d’impression 3D, les aligner sur des cellules endothéliales humaines (CE) et étudier le ciblage des particules sous flux physiologique. Ces modèles ont l’avantage de reproduire la taille physiologique et les conditions des vaisseaux sanguins dans le corps humain en utilisant des composants à faible coût. Cette technique peut servir de nouvelle plate-forme pour étudier et comprendre le ciblage des médicaments dans le système cardiovasculaire et peut améliorer la conception de nouvelles nanomédecines injectables. De plus, l’approche présentée peut fournir des outils importants pour l’étude de l’administration ciblée de différents agents pour les maladies cardiovasculaires dans des conditions physiologiques et de flux spécifiques au patient.

Cet article présente un nouveau protocole pour cartographier le dépôt de particules à l’intérieur de modèles d’artères humaines 3D de taille réelle, qui pourraient fournir une nouvelle plate-forme pour la recherche sur l’administration de médicaments. À l’aide d’une technique d’impression 3D, un modèle de l’artère de bifurcation carotide humaine a été fabriqué(figure 2). Le modèle était en caoutchouc de silicone et ensemencé avec des CE humains (<strong class=...

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In Vitro 3D Cell-Cultured Arterial Models for Studying Vascular Drug Targeting Under Flow

Ici, nous présentons un nouveau protocole pour étudier et cartographier le dépôt ciblé de porteurs de drogue aux cellules endothéliales dans les modèles fabriqués, réels, tridimensionnels d’artère humaine sous l’écoulement physiologique. La méthode présentée peut servir de nouvelle plate-forme pour cibler des porteurs de drogue dans le système vasculaire.

Modèles artériels 3D cultivés en cellules in vitro pour l’étude du ciblage de médicaments vasculaires sous flux

The use of three-dimensional (3D) models of human arteries, which are designed with the correct dimensions and anatomy, enables the proper modeling of ...

Le protocole actuel peut servir de nouvelle plate-forme pour l’étude et le développement des porteurs de drogue pour cibler des emplacements de la maladie dans le système vasculaire humain. Le principal avantage de notre technique est qu’elle permet l’étude de l’accumulation de porteurs de médicaments à l’intérieur d’un modèle artériel 3D répliqué par l’homme. Cela se fait dans des conditions physiologiques, y compris la circulation sanguine.Cette approche peut être utilisée pour optimiser les porteurs de médicaments pour le diagnostic et le traitement d’un large éventail de maladies vasculaires, y compris les artères athérosclérotiques. Commencez par sélectionner des images de patients ou des géométries précédemment étudiées de la bifurcation humaine de l’artère carotide et utilisez les images pour créer un modèle de conception assistée par ordinateur du moule. Utilisez une imprimante 3D pour imprimer le dessin, retirez les supports d’impression temporaires et rincez le modèle avec de l’acétone avant d’utiliser du papier de verre pour polir et lisser les moules, en particulier les zones à partir desquelles les supports ont été coupés.Après le ponçage, rincez le modèle avec de l’alcool isopropylique pour éliminer toute poussière plastique et laissez le modèle sécher dans une hotte chimique pendant deux à trois heures. Pour faciliter la désillusion du plastique, vaporisez le modèle avec de la laque transparente trois fois, permettant à la laque de sécher à l’air pendant une heure entre les applications. Après la dernière application, utilisez un pinceau et une laque pour coller des bandes rectangulaires transparentes de plastique lisse de chaque côté du cadre, de sorte que le modèle soit scellé en bas et ouvert en haut.Après séchage, placez le moule dans un dessicateur et pauvre en solution de caoutchouc de silicone fraîchement préparée dans l’ouverture. Retirez les bulles d’air jusqu’à ce que le mélange soit clair et laissez le moule à l’intérieur du desséchant pendant la nuit. Lorsque le mélange est complètement sec, retirez les lames transparentes et plongez le modèle dans de l’acétone absolue pendant 48 heures dans une hotte chimique jusqu’à ce que le plastique soit complètement dissous.Pour évaporer l’acétone piégée avant l’ensemencement des cellules, incuber le modèle pendant au moins quatre jours à 60 degrés Celsius. Pour amorcer le modèle avec des cellules, stérilisez d’abord le modèle et deux connecteurs d’entrée et de sortie par lumière ultraviolette ou rayonnement. Après 20 minutes, à l’aide d’une seringue pour recouvrir le modèle de quatre millilitres de 100 microgrammes par millilittre de fibronectine pendant deux heures à 37 degrés Celsius.À la fin de l’incubation, retirer la solution de fibronectine par la sortie et laver le modèle avec un milieu cellulaire endothélial. Utilisez une seringue pour remplir le modèle rincé avec quatre millilitres d’un 2,5 fois 10 à la sixième cellules endothéliales par millilitre de suspension cellulaire de milieu cellulaire endothélial et fixer le modèle à un rotateur à l’intérieur d’un incubateur de culture cellulaire 48 heures à un tour par minute, pour assurer une distribution homogène des cellules. À la fin de l’incubation, utilisez une seringue en plastique de 10 millilitres pour laver le modèle avec du PBS.Fixer les cellules pendant 15 minutes, avec quatre millilitres de paraformaldéhyde à 4%, puis laver le modèle trois fois avec du PBS comme démontré avant de stocker le modèle à quatre degrés Celsius dans quatre millilitres de PBS frais. Avant de commencer une expérience, utilisez le tube de sortie pour connecter un amortisseur d’oscillation connecté à une pompe péristaltique à l’entrée du modèle carotide cultivé et utilisez un morceau de tube pour fusionner les deux sorties. Ensuite, divisez le tube de sortie en deux tubes de sortie et ajoutez une pince en plastique à chaque tube.Pour mettre en place une configuration en circuit fermé, ajouter 300 millilitres de PBS à un récipient en circuit fermé et placer un tube d’entrée et un tube de sortie à l’intérieur du récipient rempli de PBS avec les pinces B et C ouvertes, respectivement, puis placer l’autre tube d’entrée dans un récipient de lavage d’un litre rempli d’eau distillée, et l’autre tube de sortie dans un conteneur à déchets vide d’un litre avec les pinces A et D fermées, respectivement. Placez le modèle carotide sous un microscope stéréoscopique, réglez la pompe sur un débit de départ de 10 tours par minute, avec cinq tours par minute incrément augmente toutes les quatre à cinq minutes. Lorsque le débit atteint 100 tours par minute, ajoutez 1,6 microgramme de particules de polystyrène carboxylé fluorescent par millilitre de PBS au récipient en circuit fermé et imagez la région d’intérêt toutes les 10 secondes pendant une heure et demie.Pour configurer une configuration de circuit ouvert, ouvrez les pinces A et D et fermez immédiatement les pinces B et C. Laissez la majeure partie de l’eau s’écouler du récipient de lavage vers le conteneur à déchets à 100 tours par minute. Avant que l’eau n’ait été complètement transférée, arrêtez la pompe et fermez les pinces du tube avant l’entrée et après la sortie du modèle carotide.À l’aide des filtres appropriés, capturez des images du modèle dans la région d’intérêt pour montrer le dépôt et l’adhérence des particules aux cellules. À la fin de l’expérience, utilisez un code logiciel personnalisé pour analyser les images capturées dans la région d’intérêt, entrez le nom de l’image et définissez le seuil estimé. Exécutez ensuite le code.Inspectez l’image résultante et le nombre compté de particules dans l’image. Dans cette analyse représentative, on peut observer des micrographies photo des cellules endothéliales cultivées ensemencées dans un modèle 3d d’artère carotide par brightfield et formation image microscopique confocale de fluorescence. Les billes de verre fluorescentes de 10 microns de diamètre, ensemencées dans le modèle 3D, présentaient un motif de recirculation, suggérant une imitation réussie des conditions physiologiques dans le modèle.L’imagerie du dépôt de particules a révélé qu’un niveau plus élevé d’adhérence des particules aux cellules a été observé en dehors de la zone de recirculation où la contrainte de cisaillement de la paroi était élevée. Suivant ce protocole, des particules fonctionnalisées avec une cinétique de liaison spécifique et une culture de noyau de cellules dans différents modèles d’artère humaine peuvent être explorées pour améliorer le modèle et pour étudier des formulations spécifiques. Cette technique fournit une nouvelle plate-forme pour étudier le ciblage vasculaire des porteurs de médicaments.Nous l’avons récemment utilisé pour montrer comment l’additivité des particules peut être adaptée pour cibler différentes régions de vaisseaux malades.

Research

JoVE Journal

Bioengineering

In Vitro 3D Cell-Cultured Arterial Models for Studying Vascular Drug Targeting Under Flow

A Novel Three-dimensional Flow Chamber Device to Study Chemokine-directed Extravasation of Cells Circulating under Physiological Flow Conditions

A Novel tridimensionnelle chambre d&#39;écoulement périphérique pour étudier chimiokine dirigée extravasation des cellules circulantes des conditions d&#39;écoulement physiologiques

Extravasation of circulating cells from the bloodstream plays a central role in many physiological and pathophysiological processes, including stem cell ...

Recherche

Bio-ingénierie

Engineering 3D Cellularized Collagen Gels for Vascular Tissue Regeneration

Ingénierie 3D cellularisé collagène Gels pour la régénération tissulaire vasculaire

Synthetic materials are known to initiate clinical complications such as inflammation, stenosis, and infections when implanted as vascular substitutes. ...

Eye Irritation Test (EIT) for Hazard Identification of Eye Irritating Chemicals using Reconstructed Human Cornea-like Epithelial (RhCE) Tissue Model

Eye Irritation Test EIT for Hazard Identification of Eye Irritating Chemicals using Reconstructed Human Cornea-like Epithelial RhCE Tissue Model

Irritation des yeux Test (IET) pour l&#39;identification des dangers des produits chimiques irritants oculaires utilisant épithélial (RHCE) Tissue modèle reconstruit humain Cornea-like

To comply with the Seventh Amendment to the EU Cosmetics Directive and EU REACH legislation, validated non-animal alternative methods for reliable and ...

In Vitro Model of Physiological and Pathological Blood Flow with Application to Investigations of Vascular Cell Remodeling

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Modèle in vitro de physiologiques et pathologiques Blood Flow avec application aux enquêtes de cellules vasculaires Rénovation

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Improving 2D and 3D Skin In Vitro Models Using Macromolecular Crowding

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