Name: in vitro 3d cell-cultured arterial models for studying vascular drug targeting under flow
Uploaded: 2021-03-14T14:30:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about In Vitro 3D Cell-Cultured Arterial Models for Studying Vascular Drug Targeting Under Flow at JoVE.com

Questo lavoro è stato sostenuto dalla Israel Science Foundation (sovvenzione ISF # 902/18). La borsa di studio di Maria Khoury è stata sostenuta dal programma di dottorato femminile della baronessa Ariane de Rothschild.

NOTA: Questo protocollo descrive la fabbricazione di un modello 3D dell'arteria carotide e può essere applicato per generare qualsiasi altra arteria di interesse semplicemente modificando i parametri geometrici.
1. Progettazione e fabbricazione di una biforcazione 3D del modello di arteria carotide umana
<ol><li>Scegli le immagini dei pazienti o geometrie precedentemente studiate della biforcazione dell'arteria carotide umana e crea un modello di progettazione computerizzate dello stampo ch...

<ol>
	<li>Chiu, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+the+effect+of+disturbed+flow+on+monocytic+adhesion+to+endothelial+cells.">Analysis of the effect of disturbed flow on monocytic adhesion to endothelial cells.</a> Journal of Biomechanics. 36 (12), 1883-1895 (2003).</li><li>Martorell, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Extent+of+flow+recirculation+governs+expression+of+atherosclerotic+and+thrombotic+biomarkers+in+arterial+bifurcations.">Extent of flow recirculation governs expression of atherosclerotic and thrombotic biomarkers in arterial bifurcations.</a> Cardiovascular Research. 103 (1), 37-46 (2014).</li><li>Karino, T., Goldsmith, H. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Flow+behaviour+of+blood+cells+and+rigid+spheres+in+an+annular+vortex.">Flow behaviour of blood cells and rigid spheres in an annular vortex.</a> Philosophical transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological. 279 (967), 413-445 (1977).</li><li>Goldsmith, H. L., Karino, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Platelets+in+a+region+of+disturbed+flow.">Platelets in a region of disturbed flow.</a> Transactions - American Society for Artificial Internal Organs. 23, 632-638 (1977).</li><li>Farcas, M. A., Rouleau, L., Fraser, R., Leask, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+development+of+3-D,+in+vitro,+endothelial+culture+models+for+the+study+of+coronary+artery+disease.">The development of 3-D, in vitro, endothelial culture models for the study of coronary artery disease.</a> Biomedical Engineering Online. 8, 30 (2009).</li><li>Peng, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modeling+nanoparticle+targeting+to+a+vascular+surface+in+shear+flow+through+diffusive+particle+dynamics.">Modeling nanoparticle targeting to a vascular surface in shear flow through diffusive particle dynamics.</a> Nanoscale Research Letters. 10 (1), 942 (2015).</li><li>Shah, S., Liu, Y., Hu, W., Gao, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modeling+particle+shape-dependent+dynamics+in+nanomedicine.">Modeling particle shape-dependent dynamics in nanomedicine.</a> Journal of Nanoscience and Nanotechnology. 11 (2), 919-928 (2011).</li><li>Hossain, S. S., Hughes, T. J., Decuzzi, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vascular+deposition+patterns+for+nanoparticles+in+an+inflamed+patient-specific+arterial+tree.">Vascular deposition patterns for nanoparticles in an inflamed patient-specific arterial tree.</a> Biomechanics and Modeling in Mechanobiology. 13 (3), 585-597 (2014).</li><li>Charoenphol, P., Huang, R. B., Eniola-Adefeso, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Potential+role+of+size+and+hemodynamics+in+the+efficacy+of+vascular-targeted+spherical+drug+carriers.">Potential role of size and hemodynamics in the efficacy of vascular-targeted spherical drug carriers.</a> Biomaterials. 31 (6), 1392-1402 (2010).</li><li>Ta, H. T., Truong, N. P., Whittaker, A. K., Davis, T. P., Peter, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effects+of+particle+size,+shape,+density+and+flow+characteristics+on+particle+margination+to+vascular+walls+in+cardiovascular+diseases.">The effects of particle size, shape, density and flow characteristics on particle margination to vascular walls in cardiovascular diseases.</a> Expert Opinion on Drug Delivery. 15 (1), 33-45 (2018).</li><li>Cooley, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Influence+of+particle+size+and+shape+on+their+margination+and+wall-adhesion:+implications+in+drug+delivery+vehicle+design+across+nano-to-micro+scale.">Influence of particle size and shape on their margination and wall-adhesion: implications in drug delivery vehicle design across nano-to-micro scale.</a> Nanoscale. 10 (32), 15350-15364 (2018).</li><li>Jiang, X. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantum+dot+interactions+and+flow+effects+in+angiogenic+zebrafish+(Danio+rerio)+vessels+and+human+endothelial+cells.">Quantum dot interactions and flow effects in angiogenic zebrafish (Danio rerio) vessels and human endothelial cells.</a> Nanomedicine: Nanotechnology, Biology, and Medicine. 13 (3), 999-1010 (2017).</li><li>Zarins, C. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Carotid+bifurcation+atherosclerosis.+Quantitative+correlation+of+plaque+localization+with+flow+velocity+profiles+and+wall+shear+stress.">Carotid bifurcation atherosclerosis. Quantitative correlation of plaque localization with flow velocity profiles and wall shear stress.</a> Circulation Research. 53 (4), 502-514 (1983).</li><li>Chien, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+disturbed+flow+on+endothelial+cells.">Effects of disturbed flow on endothelial cells.</a> Annals of Biomedical Engineering. 36 (4), 554-562 (2008).</li><li>Malek, A. M., Alper, S. L., Izumo, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hemodynamic+shear+stress+and+its+role+in+atherosclerosis.">Hemodynamic shear stress and its role in atherosclerosis.</a> JAMA. 282 (21), 2035-2042 (1999).</li><li>Glagov, S., Zarins, C., Giddens, D. P., Ku, D. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hemodynamics+and+atherosclerosis.+Insights+and+perspectives+gained+from+studies+of+human+arteries.">Hemodynamics and atherosclerosis. Insights and perspectives gained from studies of human arteries.</a> Archives of Pathology &amp; Laboratory Medicine. 112 (10), 1018-1031 (1988).</li><li>Khoury, M., Epshtein, M., Zidan, H., Zukerman, H., Korin, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mapping+deposition+of+particles+in+reconstructed+models+of+human+arteries.">Mapping deposition of particles in reconstructed models of human arteries.</a> Journal of Controlled Release. 318, 78-85 (2020).</li></ol>

Gli attuali approcci per studiare il targeting vascolare delle particelle non sono all'altezza della replicazione delle condizioni fisiologiche presenti nel corpo umano. Qui è presentato un protocollo per fabbricare modelli di arterie umane ricostruiti in 3D per studiare il targeting delle particelle verso gli EC che rivestono l'arteria sotto flusso fisiologico applicato utilizzando un sistema di perfusione personalizzato. Quando si sceglie il materiale per la stampa 3D, è meglio utilizzare una plastica trasparente per...

Diversi approcci sono stati recentemente applicati utilizzando modelli 3D di arterie umane1,2,3,4,5. Questi modelli replicano l'anatomia fisiologica e l'ambiente delle diverse arterie del corpo umano in vitro. Tuttavia, sono stati utilizzati principalmente negli studi di biologia cellulare. Gli attuali studi sul targeting vascolare delle particelle all'endotelio comprendono simulazioni computazionali silico 6,7,8, modelli microfluidici in vitro 9,10,11e modelli animali in vivo 12. Nonostante le intuizioni che hanno fornito, questi modelli sperimentali non sono riusciti a simulare accuratamente il processo di targeting che si verifica nelle arterie umane, in cui il flusso sanguigno e l'emodinamica costituiscono fattori dominanti. Ad esempio, lo studio del targeting delle particelle verso le regioni aterosclerotiche nella biforcazione dell'arteria carotide, note per il loro complesso modello di flusso di ricircolo e il gradiente di sollecitazione di taglio della parete, può influire sul viaggio intrapreso dalle particelle prima che raggiungano l'endotelio13,14,15,16. Pertanto, questi studi devono essere eseguiti in condizioni che replicano l'ambiente fisiologico, cioèdimensioni, dimensione, anatomia e profilo di flusso.
Recentemente, questo gruppo di ricerca ha fabbricato modelli arteriosi umani ricostruiti in 3D per studiare la deposizione e il targeting delle particelle alla vascucolatura17. I modelli erano basati su repliche geometriche 3D di vasi sanguigni umani, che venivano poi coltivati con HC umani che successivamente fiancheggiavano le loro pareti interne. Inoltre, se sottoposti a un sistema di perfusione che produce flusso fisiologico, i modelli hanno replicato accuratamente le condizioni fisiologiche. Il sistema di perfusione è stato progettato per perfondere fluidi a una portata costante, utilizzando una pompa peristaltica sia in configurazioni a circuito chiuso che a circuito aperto(Figura 1). Il sistema può essere utilizzato come circuito chiuso per mappare la deposizione di particelle e mirare alle cellule sementi all'interno del modello carotide. Inoltre, può essere utilizzato come circuito aperto per lavare le particelle non aderenti alla fine degli esperimenti e per pulire e mantenere il sistema. Questo documento presenta protocolli per la fabbricazione di modelli 3D della biforcazione carotide umana, la progettazione del sistema di perfusione e la mappatura della deposizione di particelle mirate all'interno dei modelli.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>3D printer</td>
			<td>FormLabs</td>
			<td>PKG-F2-REFURB</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acetone, absolute (AR grade)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Connectors</td>
			<td>Nordson Medical</td>
			<td>FTLL013-1</td>
			<td>Female Luer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>FTLL230-1</td>
			<td>Female Luer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>FTLL360-1</td>
			<td>Female Luer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>LP4-1</td>
			<td>Male Luer Integral Lock</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Damper</td>
			<td>Thermo-Fisher Scientific</td>
			<td>DS2127-0250</td>
			<td>Nalgene Polycarbonate, Validation Bottle</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Damper Cover</td>
			<td>Thermo-Fisher Scientific</td>
			<td>2162-0531</td>
			<td>Nalgene Filling/Venting Closures</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Elastosil Elastosil RT 601 A</td>
			<td>Wacker</td>
			<td>60003805</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Elastosil RT 601 B</td>
			<td>Wacker</td>
			<td>60003817</td>
			<td>The crosslinker</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Endothelial Cell Media</td>
			<td>ScienCell</td>
			<td>1001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fibrontectin</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>F0895-5mg</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HUVEC</td>
			<td>Lonza</td>
			<td>CC-2519</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isopropyl alcohol, AR grade 99.5%</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Remove plastic dust from the sanded model</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lacquer</td>
			<td>Rust-Oleum</td>
			<td></td>
			<td>2X-Ultra cover Gloss Clear</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Matlab</td>
			<td>Mathworks</td>
			<td></td>
			<td>https://www.mathworks.com/products/matlab.html</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>SMZ25</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope Camera</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>DS-Qi2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Peristaltic pump</td>
			<td>Watson Marlow</td>
			<td>530U IP31</td>
			<td>With 2 pumpheads: 313D</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic tube clamp</td>
			<td>Quickun</td>
			<td>1-2240-stopvalve-2pcs</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polystyrene Particles</td>
			<td>&#160;Thermo-Fisher Scientific</td>
			<td>&#160;F8827</td>
			<td>&#160;Diameter = 2 &#181;m</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Printer resin</td>
			<td>FormLabs</td>
			<td>RS-F2-GPCL-04</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rotator</td>
			<td>ELMI Ltd.</td>
			<td></td>
			<td>Intelli-Mixer RM-2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Solidworks&#160;</td>
			<td>SolidWorks Corp.,&#160;Dassault Syst&#232;mes</td>
			<td></td>
			<td>https://www.solidworks.com/</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tubing</td>
			<td>Watson Marlow</td>
			<td>933.0064.016</td>
			<td>Tubing for the pump: 6.4 mm ID</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>All the other tubing: Silicon tubing: 4 mm ID</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

in vitro 3d cell-cultured arterial models for studying vascular drug targeting under flow

L'utilizzo di modelli tridimensionali (3D) di arterie umane, progettati con le dimensioni e l'anatomia corrette, consente la corretta modellazione di vari processi importanti nel sistema cardiovascolare. Recentemente, sebbene diversi studi biologici siano stati eseguiti utilizzando tali modelli 3D di arterie umane, non sono stati applicati allo studio del targeting vascolare. Questo articolo presenta un nuovo metodo per fabbricare modelli arteriosi umani di dimensioni reali e ricostruiti utilizzando una tecnica di stampa 3D, allinearli alle cellule endoteliali umane (EC) e studiare il targeting delle particelle sotto flusso fisiologico. Questi modelli hanno il vantaggio di replicare le dimensioni fisiologiche e le condizioni dei vasi sanguigni nel corpo umano utilizzando componenti a basso costo. Questa tecnica può servire come una nuova piattaforma per lo studio e la comprensione del targeting farmacologico nel sistema cardiovascolare e può migliorare la progettazione di nuove nanomedicine iniettabili. Inoltre, l'approccio presentato può fornire strumenti significativi per lo studio della somministrazione mirata di diversi agenti per le malattie cardiovascolari in condizioni fisiologiche e di flusso specifiche del paziente.

Questo documento presenta un nuovo protocollo per mappare la deposizione di particelle all'interno di modelli di arteria umana 3D di dimensioni reali, che possono fornire una nuova piattaforma per la ricerca sulla somministrazione di farmaci. Utilizzando una tecnica di stampa 3D, è stato fabbricato un modello dell'arteria di biforcazione carotide umana(Figura 2). Il modello era realizzato in gomma siliconica e sementi con HC umani(figura 3). È importante sotto...

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In Vitro 3D Cell-Cultured Arterial Models for Studying Vascular Drug Targeting Under Flow

Qui presentiamo un nuovo protocollo per studiare e mappare la deposizione mirata dei portatori di farmaci alle cellule endoteliali in modelli di arteria umana fabbricati, di dimensioni reali e tridimensionali sotto flusso fisiologico. Il metodo presentato può servire come una nuova piattaforma per colpire i portatori di farmaci all'interno del sistema vascolare.

Modelli arteriosi in vitro coltivati in cellule 3D per lo studio del targeting vascolare del farmaco sotto flusso

The use of three-dimensional (3D) models of human arteries, which are designed with the correct dimensions and anatomy, enables the proper modeling of ...

Il presente protocollo può servire come nuova piattaforma per lo studio e lo sviluppo di portatori di farmaci per indirizzare i siti di malattie all'interno del sistema vascolare umano. Il principale vantaggio della nostra tecnica è che consente lo studio dell'accumulo di portatori di farmaci all'interno del modello arterioso 3d replicato dall'uomo. Questo viene fatto in condizioni fisiologiche, incluso il flusso sanguigno.Questo approccio può essere utilizzato per ottimizzare i portatori di farmaci per la diagnosi e il trattamento di una vasta gamma di malattie vascolari, comprese le arterie aterosclerotiche. Inizia selezionando immagini da pazienti o geometrie precedentemente studiate della biforcazione dell'arteria carotide umana e utilizzando le immagini per creare un modello di progettazione computer-aided dello stampo. Utilizzare una stampante 3d per stampare il design, rimuovere i supporti di stampa temporanei e risciacquare il modello con acetone prima di utilizzare carta vetrata per lucidare e levigare gli stampi, in particolare le aree da cui sono stati tagliati i supporti.Dopo la levigatura, sciacquare il modello con alcool isopropile per rimuovere eventuali polvere di plastica e lasciare asciugare il modello in una cappa chimica per due o tre ore. Per facilitare una facile disillusione della plastica, spruzzare il modello con lacca trasparente tre volte, consentendo alla lacca di asciugare all'aria per un'ora tra un'applicazione e l'altra. Dopo l'ultima applicazione, utilizzare un pennello e una lacca per incollare strisce rettangolari trasparenti di plastica liscia su ciascun lato del telaio, in modo che il modello venga sigillato nella parte inferiore e aperto nella parte superiore.Dopo l'asciugatura, posizionare lo stampo in un essiccatore e lentamente scarsa soluzione di gomma siliconica preparata al momento nell'apertura. Rimuovere le bolle d'aria fino a quando la miscela non è chiara e lasciare lo stampo all'interno dell'essiccatore durante la notte. Quando la miscela è completamente asciutta, rimuovere i vetrini trasparenti e immergere il modello in acetone assoluto per 48 ore in una cappa chimica fino a quando la plastica non è completamente sciolta.Per evaporare l'acetone intrappolato prima della semina cellulare, incubare il modello per almeno quattro giorni a 60 gradi Celsius. Per seminare il modello con le cellule, sterilizzare prima il modello e due connettori di ingresso e uscita dalla luce ultravioletta o dalla radiazione. Dopo 20 minuti, utilizzare una siringa per rivestire il modello con quattro millilitri di 100 microgrammi per millilitro fibronectin per due ore a 37 gradi Celsius.Al termine dell'incubazione, rimuovere la soluzione di fibronectina attraverso l'uscita e lavare il modello con mezzo cellulare endoteliale. Utilizzare una siringa per riempire il modello risciacquato con quattro millilitri di un 2,5 per 10 alla sesta cellula endoteliale per millilitro di sospensione cellulare media endoteliale e fissare il modello a un rotatore all'interno di un incubatore di coltura cellulare 48 ore a una rivoluzione al minuto, per garantire una distribuzione omogenea delle cellule. Alla fine dell'incubazione, utilizzare una siringa di plastica da 10 millilitri per lavare il modello con PBS.Fissare le celle per 15 minuti, con quattro millilitri di paraformaldeide al 4%, quindi lavare il modello tre volte con PBS come dimostrato prima di conservare il modello a quattro gradi Celsius in quattro millilitri di PBS fresco. Prima di iniziare un esperimento, utilizzare i tubi di uscita per collegare uno smorzatore di oscillazione collegato a una pompa peristaltica all'ingresso del modello carotide coltivato e utilizzare un pezzo di tubo per unire le due prese. Quindi dividere i tubi di uscita su due tubi di uscita e aggiungere un morsetto di plastica a ciascun tubo.Per impostare una configurazione a circuito chiuso, aggiungere 300 millilitri di PBS a un contenitore a circuito chiuso e posizionare un tubo di ingresso e un tubo di uscita all'interno del contenitore riempito di PBS con i morsetti B e C aperti, rispettivamente, quindi posizionare l'altro tubo di ingresso in un contenitore di lavaggio da un litro riempito con acqua distillata e l'altro tubo di uscita in un contenitore di rifiuti vuoto da un litro con i morsetti A e D chiusi, rispettivamente. Posizionare il modello carotide al microscopio stereo, impostare la pompa su una portata iniziale di 10 giri al minuto, con cinque incrementi di giro al minuto ogni quattro-cinque minuti. Quando la portata raggiunge i 100 giri al minuto, aggiungere 1,6 microgrammi di particelle fluorescenti di polistirolo carbossilato per millilitro di PBS al contenitore a circuito chiuso e osservare la regione di interesse ogni 10 secondi per un'ora e mezza.Per impostare una configurazione a circuito aperto, aprire i morsetti A e D e chiudere immediatamente i morsetti B e C. Lascia che la maggior parte dell'acqua fluisa dal contenitore di lavaggio al contenitore dei rifiuti a 100 giri al minuto. Prima che l'acqua sia stata completamente trasferita, arrestare la pompa e chiudere i morsetti del tubo prima dell'ingresso e dopo l'uscita del modello carotide.Utilizzando i filtri appropriati, acquisire immagini del modello nella regione di interesse per mostrare la deposizione e l'adesione delle particelle alle cellule. Al termine dell'esperimento, utilizzare un codice software personalizzato per analizzare le immagini acquisite nella regione di interesse, immettere il nome dell'immagine e impostare la soglia stimata. Quindi eseguire il codice.Ispezionare l'immagine risultante e il numero contato di particelle nell'immagine. In questa analisi rappresentativa, le micrografie fotografiche di cellule endoteliali coltivate sementi in un modello di arteria carotide 3d possono essere osservate mediante imaging microscopico confocale a campo luminoso e fluorescenza. Le perle di vetro fluorescenti di 10 micron diametro, sementi nel modello 3d presentavano un modello di ricircolo, suggerendo un'imitazione riuscita delle condizioni fisiologiche all'interno del modello.L'imaging della deposizione di particelle ha rivelato che un livello più elevato di adesione delle particelle alle cellule è stato osservato al di fuori dell'area di ricircolo dove la sollecitazione di taglio della parete era alta. Seguendo questo protocollo, possono essere esplorate particelle funzionalizzate con una cinetica di legame specifica e una coltura fondamentale di cellule all'interno di diversi modelli di arteria umana per migliorare il modello e studiare formulazioni specifiche. Questa tecnica fornisce una nuova piattaforma per lo studio del targeting vascolare dei portatori di farmaci.Di recente l'abbiamo usato per mostrare come l'additività delle particelle possa essere adattata alle diverse regioni di vasi mascellati.

Research

JoVE Journal

Bioengineering

In Vitro 3D Cell-Cultured Arterial Models for Studying Vascular Drug Targeting Under Flow

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Ricerca

Bioingegneria

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Ingegneria 3D Cellularized collagene Gel per Vascolare Rigenerazione Tissutale

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To comply with the Seventh Amendment to the EU Cosmetics Directive and EU REACH legislation, validated non-animal alternative methods for reliable and ...

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