Name: intranasal immunization and milk collection in studies of maternal immunization in new zealand white rabbits (oryctolagus cuniculus)
Uploaded: 2021-07-31T13:30:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Intranasal Immunization and Milk Collection in Studies of Maternal Immunization in New Zealand White Rabbits Oryctolagus cuniculus at JoVE.com

Les auteurs tiennent à remercier la Division des ressources animales de laboratoire de l’Université Duke et son équipe d’élevage pour leur aide et les grands soins prodigués aux animaux. De plus, les auteurs aimeraient remercier l’équipe de PhotoPath du Département de pathologie pour son aide dans les parties audio et vidéo du manuscrit. Ces travaux ont été soutenus par des fonds de recherche discrétionnaires du laboratoire Staats.

Toutes les procédures ont été approuvées et exécutées conformément aux politiques de l’IACUC de l’Université Duke.
REMARQUE : Les matériaux nécessaires sont fournis dans la table des matériaux.
1. Sédation et anesthésie du lapin
<ol><li>Calmer le lapin femelle (sexuellement mature; environ 5-30 mois) en administrant l’acepromazine par voie intramusculaire (IM) à une dose de 1 mg/kg. Selon la taille de l’animal, utilisez une s...

Bien que cela ne soit pas décrit dans le protocole ci-dessus, un élevage réussi des lapins est nécessaire pour ce modèle maternel et pour permettre la collecte du lait. Les lapins sont facilement élevés par couverture vivante dans un cadre de recherche. Il est recommandé de le transférer dans la cage du mâle pour la reproduction, car il peut être territorial et agressif s’il est gardé dans sa propre cage avec le mâle. Si les femelles ne sont pas réceptives après 15 minutes (comme indiqué en s’envolant...

Les études sur l’immunisation maternelle et le transfert d’anticorps sont inestimables pour de nombreuses raisons, car il s’agit de la voie initiale du transfert de l’immunité et de la protection subséquente contre les agents pathogènes et les maladies chez les nouveau-nés et les nourrissons. La vaccination maternelle a le potentiel d’avoir un impact positif sur la santé maternelle et infantile/infantile au niveau mondial en réduisant la morbidité et la mortalité associées à certains agents pathogènes au cours de cette période vulnérable1. L’objectif principal de cette stratégie est d’augmenter les niveaux d’anticorps maternels spécifiques tout au long de la grossesse. Ces anticorps peuvent ensuite être transférés au nouveau-né et au nourrisson à des niveaux suffisants pour protéger contre les infections jusqu’à ce que leur système immunitaire soit suffisamment mature pour répondre adéquatement aux défis1,2,3. Des travaux antérieurs ont démontré que des titres d’anticorps plus élevés à la naissance sont associés soit à une protection complète, soit à une apparition retardée et à une gravité réduite de nombreuses maladies infectieuses différentes chez le nouveau-né, y compris le tétanos, la coqueluche, le virus respiratoire syncytial (VRS), la grippe et les infections streptococciques du groupe B1,2,3.
Chez l’homme, les anticorps maternels sont transférés passivement à travers le placenta et sont également transférés à travers le lait maternel via l’allaitement. Des travaux antérieurs ont démontré que les taux d’IgA spécifiques au VIH dans le lait maternel humain chez les mères infectées par le virus étaient associés à une réduction de la transmission postnatale du virus, ce qui suggère un rôle protecteur pour les IgA4anti-VIH dans le lait maternel. Des études chez des primates non humains ont démontré que l’immunisation contre le VIH peut induire une réponse anticorps significative dans le lait maternel, et bien que des réponses sériques similaires aux IgG aient été induites à la suite d’une immunisation systémique par rapport à l’immunisation muqueuse, l’immunisation muqueuse a induit une réponse significativement plus élevée aux IgA dans le lait5,6.
L’identification d’un modèle animal approprié sur le plan translationnelle pour ces études devrait tenir compte du type de placentation et des mécanismes de transfert d’anticorps passifs, ainsi que du transfert d’anticorps par le lait maternel. Il existe trois principaux types de placentation chez les mammifères en fonction des types de tissus et des couches à l’interface materno-fœtale, y compris l’hémochorial (primates, rongeurs et lapins), l’endothéliochorial (carnivores) et l’épithéliochorial (chevaux, porcs et ruminants). Le placenta hémochorial est le type le plus invasif, permettant une communication directe entre l’apport sanguin maternel et le chorion, ou la membrane fœtale la plus externe. Sur la base du nombre de couches de trophoblastes, il existe plusieurs variations de placentation hémochoriale, y compris le placenta hémomonochorial trouvé chez les primates, le placenta hémochichorial chez le lapin et le placenta hémotrichorial observé chez le rat et la souris7. Ce contact direct entre l’apport sanguin maternel et le chorion permet le transfert passif d’anticorps à travers le placenta pendant la gestation. Les IgG sont la seule classe d’anticorps qui traverse de manière significative le placenta humain8,tandis que les IgA sont la classe prédominante d’Ig présente dans le lait maternel humain9. Parmi les modèles scientifiquement pertinents, seuls les primates (y compris les humains), les lapins et les cobayes transfèrent des IgG in utero et des IgA dans le lait10,11. Par conséquent, le modèle du lapin intègre des facteurs comparables à ceux chez l’homme qui contrôlent le transfert transplacentaire d’IgG et le transfert lactationnel d’IgA.
En plus de servir de modèle exceptionnel pour l’immunité maternelle et le développement de vaccins, les similitudes entre les cavités nasales du lapin et de l’homme en font un modèle approprié pour l’immunisation intranasale. Le volume de la cavité nasale du lapin est plus similaire à celui des humains que les modèles de rongeurs basés sur la masse corporelle relative12. De plus, Casteleyn et coll. 12 ont démontré que le tissu lymphoïde associé nasal (NALT) est plus volumineux chez le lapin que chez les rongeurs. Le NALT est situé principalement à l’aspect ventral et ventromedial du méat nasal ventral et à l’aspect latéral et dorsolatéral du méat nasopharyngé chez le lapin, tandis que chez les rongeurs, le tissu lymphoïde n’est présent que le long de l’aspect ventral du méat nasopharyngé12. Chez le lapin, la structure et l’emplacement des lymphocytes intraépithéliales et lamina propria, ainsi que les follicules lymphoïdes isolés, sont similaires à ceux des humains12.
Les avantages supplémentaires de l’utilisation du lapin comme modèle d’immunité maternelle et muqueuse comprennent sa fécondité élevée et sa période de gestation relativement courte. Les gros vaisseaux sanguins auriculaires permettent un accès relativement facile à de grands volumes de sang pour les collectes en série. Une variété d’échantillons muqueux peuvent être prélevés pour les tests de réponse anticorps spécifiques à l’antigène, y compris le lait maternel13 (lors de l’allaitement), les sécrétions muqueuses ou les lavages (par exemple, orale14,15,16,lavage bronchoalvéolaire13,17,18,19,vaginal20,21,22)et matières fécales20,23,24,25. Des échantillons de lait peuvent être facilement prélevés pendant l’allaitement pour évaluer la présence de réponses anticorps spécifiques à l’antigène. Bien qu’ils ne soient pas aussi abondants que pour les humains et les souris, une grande variété de réactifs expérimentaux sont disponibles pour les études et les essais spécifiques aux lapins. Dans cet article, nous décrirons et démontrerons l’immunisation intranasale et la collecte de lait chez les lapins blancs de Nouvelle-Zélande (Oryctolagus cuniculus).

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	<tbody>
		<tr>
			<td>Intranasal Immunization</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anesthesia Machine/Vaporizer</td>
			<td>Vet Equip</td>
			<td>901807</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hypodermic Needle (25 g)</td>
			<td>Terumo</td>
			<td>07-806-7584</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane (250 mL Bottle)</td>
			<td>Patterson Veterinary</td>
			<td>07-893-1389</td>
			<td>2-4%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Luer Lock Syringe (1 mL)</td>
			<td>Air-Tite</td>
			<td>07-892-7410</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mucosal Vaccine</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Experimental Vaccine</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nose Cone</td>
			<td>McCulloch Medical</td>
			<td>07891-1097</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pipette Tips</td>
			<td>VWR</td>
			<td>53503-290</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pipettor</td>
			<td>VWR</td>
			<td>89079-962</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PromAce (Acepromazine maleate)</td>
			<td>Boehringer Ingelheim</td>
			<td>07-893-5734</td>
			<td>1mg/kg IM</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Puralube Sterile Ophthalmic Ointment</td>
			<td>Dechra</td>
			<td>07-888-2572</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Milk Collection</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alcohol Prep 2-ply</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>07-839-8871</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anesthesia Machine/Vaporizer</td>
			<td>Vet Equip</td>
			<td>901807</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hypodermic Needles (25 g)</td>
			<td>Terumo</td>
			<td>07-806-7584</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane (250 mL Bottle)</td>
			<td>Patterson Veterinary</td>
			<td>07-893-1389</td>
			<td>2-4%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Luer Lock Syringe (1 mL)</td>
			<td>Air-Tite</td>
			<td>07-892-7410</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Non-Woven Sponge (4x4)</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>07-891-5815</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nose Cone</td>
			<td>McCulloch Medical</td>
			<td>07891-1097</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PromAce (Acepromazine Maleate)</td>
			<td>Boehringer Ingelheim</td>
			<td>07-893-5734</td>
			<td>1mg/kg IM</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Puralube Sterile Ophthalmic Ointment</td>
			<td>Dechra</td>
			<td>07-888-2572</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Conical Vial (15 mL)</td>
			<td>Falcon</td>
			<td>14-959-49B</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

intranasal immunization and milk collection in studies of maternal immunization in new zealand white rabbits (oryctolagus cuniculus)

En raison des similitudes dans la placentation et le transfert d’anticorps avec les humains, les lapins sont un excellent modèle d’immunisation maternelle. D’autres avantages de ce modèle de recherche sont la facilité de reproduction et de prélèvement d’échantillons, une période de gestation relativement courte et une portée de grande taille. Les voies d’immunisation couramment évaluées comprennent les voies d’immunisation sous-cutanées, intramusculaires, intranasales et intradermiques. Le prélèvement d’échantillons non terminaux pour la détection chronologique des réponses immunologiques à ces immunisations comprend le prélèvement de sang, à la fois des mères et des trousses, et le lait provenant de l’allée. Dans cet article, nous démontrerons les techniques que notre laboratoire a utilisées dans les études de vaccination maternelle chez les lapins blancs de Nouvelle-Zélande(Oryctolagus cuniculus),y compris l’immunisation intranasale et la collecte de lait.

La figure 1donne un aperçu d’un plan d’étude typique de l’immunisation intranasale de la mère, qui comprend les immunisations, la reproduction, l’allaitement, la lactation et le transfert d’anticorps. Bien qu’il ne soit pas illustré, le sang devrait être prélevé avant l’immunisation initiale pour les mesures de base et tout au long du reste de l’étude à intervalles réguliers. Le sang est facilement obtenu par l’intermédiaire de l’artère centrale d’oreille av...

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Intranasal Immunization and Milk Collection in Studies of Maternal Immunization in New Zealand White Rabbits Oryctolagus cuniculus

Cet article décrit et démontre l’administration de vaccins intranasaux et la collecte de lait de lapins en conctation (Oryctolagus cuniculus) comme moyen d’évaluer l’immunité muqueuse dans un modèle translationnelle approprié de vaccination maternelle.

Vaccination intranasale et collecte de lait dans les études sur l’immunisation maternelle chez le lapin blanc de Nouvelle-Zélande (Oryctolagus cuniculus)

Due to similarities in placentation and antibody transfer with humans, rabbits are an excellent model of maternal immunization. Additional advantages of ...

Les études sur l’immunisation maternelle et le transfert d’anticorps sont inestimables pour de nombreuses raisons, car il s’agit de la voie initiale du transfert de l’immunité et de la protection subséquente contre les agents pathogènes et les maladies chez les nouveau-nés et les nourrissons. En raison des similitudes dans la placentation et le transfert d’anticorps avec les humains, les lapins sont un excellent modèle d’immunisation maternelle. Dans cet article vidéo, nous démontrons les techniques que notre laboratoire a utilisées dans les études de vaccination maternelle chez les lapins blancs de Nouvelle-Zélande, y compris la vaccination intranasale et la collecte de lait.Nous allons d’abord décrire un exemple de chronologie et de série d’événements pour une étude d’immunisation maternelle muqueuse chez les lapins blancs de Nouvelle-Zélande. Les lapines sont immunisées par voie intranasale, comme le démontre cette vidéo. Selon l’étude, le vaccin peut nécessiter un coup de pouce ou peut devoir être administré par une voie supplémentaire, comme l’immunisation intramusculaire.Bien qu’il ne soit pas représenté, le sang devrait être prélevé avant l’immunisation initiale pour les mesures de base et tout au long du reste de l’étude à intervalles réguliers. Le sang est facilement obtenu par l’artère centrale de l’oreille avec une sédation légère et un agent analgésique topique. La présence de taux d’IgG spécifiques à l’antigène peut être mesurée dans ces échantillons.Les lapins sont ensuite élevés. Nous préférons acheter des éleveurs éprouvés auprès de fournisseurs à utiliser pour assurer un taux de grossesse plus élevé pour ces études. Selon le calendrier d’immunisation, les lapines peuvent recevoir des vaccins supplémentaires tout au long de la grossesse.Les IgG spécifiques à l’antigène sont transférées transplacentairement aux trousses. À environ 30 à 32 jours après la reproduction, les femmes enceintes s’en vont. Nous vous recommandons de limiter la manipulation des kits pendant les premiers jours afin de minimiser le rejet des faits.Des échantillons de sang peuvent être prélevés dans les trousses pour évaluer les taux d’IgG spécifiques à l’antigène qui ont été transférés transplacentairement. Le sang peut être prélevé à partir d’un petit nombre de trousses au moment de la naissance ou près de celle-ci afin d’évaluer les niveaux précoces d’anticorps spécifiques à l’antigène. En plus d’une grande variété de nutriments, les kits reçoivent des IgA spécifiques à l’antigène de la bèvrante allaitante pendant l’allaitement.Les trousses sont généralement sevrées à l’âge de quatre à huit semaines. Avant le sevrage, le lait peut facilement être collecté à partir de la lait maternel, comme le montre cette vidéo. Les échantillons de lait prélevés sont ensuite traités pour la détection d’IgA spécifiques à l’antigène.Selon l’étude, des vaccins et un coup de pouce peuvent être administrés aux trousses et des échantillons de sang en série peuvent être prélevés sur les trousses à un très jeune âge en utilisant la veine saphène latérale. Nous allons maintenant démontrer l’immunisation intranasale et la collecte de lait dans le protocole de lapins blancs de Nouvelle-Zélande. Toutes les procédures ont été approuvées et exécutées conformément aux politiques du Comité institutionnel de protection et d’utilisation des animaux de l’Université Duke.Immunisation intranasale. Matériaux nécessaires:Acepromazine, seringue et aiguille, lubrifiant ophtalmique, Isoflurane, cône de nez, pipette, et pipettes, vaccin muqueux. Préparer la solution d’immunisation avant la manipulation de l’animal.Les lapins sont sédents avec de l’acepromazine un milligramme par kilogramme par voie intramusculaire et anesthésiés avec de l’isoflurane à l’aide d’un cône de nez. Une fois entièrement anesthésié comme évalué par réflexe de paupière, un lubrifiant ophtalmique est ajouté à chaque oeil pour empêcher le dessèchement des yeux et l’ulcération cornéenne subséquente. Une fois que le membre du laboratoire est prêt à administrer le vaccin et que le lapin est dans un plan d’anesthésie adéquat, éteignez l’isoflurane et l’oxygène et retirez le cône de nez.Placez le lapin en réamence dorsale et soutenez le cou et la tête à un angle d’environ 45 degrés qui permet un accès et une visualisation faciles des deux alaires par le membre du laboratoire qui administre le vaccin. Chargez la pipette avec pas plus de 100 microlitres de la solution vaccinale et administrez rapidement la solution à une narine et répétez la procédure pour la deuxième narine. La pipette doit être maintenue dans un angle d’environ 45 degrés.Angle vers l’aspect médial du passage nasal. Le but de l’immunisation est que la solution entre en contact avec les membranes muqueuses des narines. La pointe ne doit donc pas être placée dans les narines, car cela pourrait entraîner une abrasion ou une irritation des tissus muqueux et potentiellement influencer l’immunogénicité du vaccin administré par voie nasale.Le vaccin doit être administré rapidement et fait de la même manière dans l’autre narine. Après administration dans les deux voies nasales, le lapin est maintenu en réorgence dorsale pendant 30 secondes afin de minimiser les fuites de la solution vaccinale. Le laboratoire n’administre généralement pas plus de 100 microlitres par narine à la fois.Si un volume plus important doit être administré avec un volume total maximal de 500 microlitres, le vaccin peut être administré en 100 aliquotes microlitres avec une période de repos de 30 secondes entre les vaccinations. Et des administrations supplémentaires de vaccins répétées avec 30 secondes de repos entre chaque administration jusqu’à ce que le volume total de vaccins soit livré. Après la vaccination, placez le lapin sur le ventrum pour la récupération et surveillez de près l’animal jusqu’à ce qu’il soit capable de maintenir la réamence sternale.Dans certains cas, la formulation vaccinale peut ne pas être complètement administrée dans les fosses nasales et une partie de la formulation vaccinale peut demeurer sur la partie extérieure des narines. Dans ce cas, comme il n’est pas clair du volume exact du vaccin qui a été correctement administré dans les fosses nasales, ne recommandez pas une nouvelle application de matériel vaccinal supplémentaire, car cela ajouterait une variable non définie à l’expérience. Il est important d’utiliser une technique d’administration du vaccin qui assure l’administration complète et uniforme de la formulation du vaccin aux narines.Collecte du lait. Matériel nécessaire: Acepromazine, seringues et aiguilles, tampon d’alcool, gaze, lubrifiant ophtalmique, Isoflurane, cône de nez, ocytocine et flacon de collecte. Les lapins sont sédents avec de l’acepromazine un milligramme par kilogramme par voie intramusculaire et anesthésiés avec de l’isoflurane à l’aide d’un cône de nez.Une fois entièrement anesthésié tel qu’évalué par réflexe de paupière, un lubrifiant ophtalmique est appliqué sur chaque œil pour empêcher le dessèchement des yeux et l’ulcération cornéenne subséquente. Nettoyez la peau sur la veine marginale de l’oreille avec l’écouvillon d’alcool. À l’aide d’une seringue d’un mil et d’une aiguille de calibre 25, administrer environ une à deux unités internationales d’ocytocine par voie intraveineuse par la veine marginale de l’oreille pour induire le lait laissé tomber.En raison de la relaxation des muscles lisses, il est courant que le lapin urine ou défèque après l’administration d’ocytocine. Après l’administration d’ocytocine, appliquez une pression sur le site d’injection avec un morceau de gaze pour fournir une hémostase. Tout en maintenant le masque d’anesthésie ou le cône de nez sur le nez du lapin, soutenez le lapin sur ses quartiers arrière.En passant, la collecte de lait peut également être effectuée avec l’animal en recumbency latérale, mais le laboratoire constate que la collecte est plus facile lorsque le lapin est appuyé sur sa croupe avec un assistant tenant le lapin debout avec le masque d’anesthésie. Ouvrez le tube stérile pour vous préparer à la collecte du lait et localisez le tissu mammaire et les trayons associés. Les lapins ont généralement quatre à cinq paires de glandes mammaires.Les trayons sont généralement entourés de fourrure humide provenant d’allaitements récents et le tissu mammaire est facilement palpable lorsqu’il est plein de lait. Saisissez le tissu mammaire associé au trayon entre le pouce et l’index et appliquez une douce pression massante sur le tissu glandulaire dans la direction du trayon. Placez le tube de collecte sur le trayon pour recueillir le lait exprimé.L’efficacité de l’ocytocine peut parfois prendre plusieurs minutes, et la production de lait semble varier d’une glande mammaire à l’autre. Si l’expression du lait n’est pas réussie, attendez plusieurs minutes ou tournez autour d’une glande mammaire supplémentaire. Le lait de toutes les tétines peut être collecté dans le même vile.Typiquement, plusieurs millilitres de lait peuvent être facilement collectés à partir d’une bèce en lait. Une fois que le volume de lait souhaité a été collecté, éteignez l’isoflurane et l’oxygène et retirez le cône nasal du lapin et laissez le lapin récupérer tout en étant surveillé de près jusqu’à ce que l’animal soit en mesure de maintenir le recumbency sternal. Résultats représentatifs.Figure un. Pour les études maternelles, il est utile de déterminer la grossesse le plus tôt possible pour confirmer que la bè quinz a pas besoin d’être reproduite. Les options pour la détection de grossesse incluent la palpation, l’ultrason, les radiographies, le gain de poids, et les techniques moléculaires telles que des mesures des facteurs de croissance d’insuline et de la progestérone.Des niveaux adéquats de progestérone sont nécessaires pour le maintien de la grossesse chez le lapin. Par conséquent, plusieurs études ont également évalué les niveaux de progestérone chez les lapines gestantées et démontré des niveaux élevés par rapport aux lapines non gestantines, en particulier pendant l’organogenèse vers le milieu de la gestation. Comme le montre la figure un, des niveaux élevés de progestérone peuvent être détectés chez les lapines gestantes par rapport aux lapines non gestantes, même après que les accouplements par un mâle ont été confirmés pour tous les cas.Des niveaux de progestérone de sérum ont été mesurés utilisant une analyse chemiluminescente automatisée. Figure deux. Les IgG spécifiques à l’antigène qui ont été transférés transplacentairement pendant la gestation peuvent être mesurées dans le sérum des kits par Elisa.Le sang peut être prélevé à partir d’un petit nombre de trousses au moment de la naissance ou près de celle-ci afin d’évaluer les niveaux précoces d’anticorps spécifiques à l’antigène. La collecte de sang en série est techniquement beaucoup plus facile à mesure que les kits vieillissent et augmentent en taille. Comme le montre la figure deux, les concentrations sériques d’IgG spécifiques à l’antigène dans les trousses peuvent être mesurées et comparées aux concentrations maternelles.Les taux d’IgG transférés par la mère sont plus élevés à la naissance et diminuent avec le temps. Figure trois. Le lait de lapin peut être collecté comme le montre cette vidéo et traité pour mesurer les niveaux d’anticorps totaux et spécifiques à l’antigène par Elisa.Comme le montre cette figure, les IgA constituent une partie importante des anticorps totaux dans le lait maternel qui sont disponibles pour le transfert passif vers les trousses. Les niveaux d’IgA et d’IgG sont considérablement plus élevés que ceux d’IgM.Summary. Cet article vidéo décrit et démontre l’administration de vaccins intranasaux et la collecte de lait de lapins allaitants comme moyen d’évaluer l’immunité muqueuse dans un modèle translationnellement approprié d’immunisation maternelle.On y voit une image sommaire d’une étude d’immunisation intranasale maternelle typique intégrant les immunisations, la reproduction, l’allaitement, la lactation et le transfert d’anticorps.

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Intranasal Immunization and Milk Collection in Studies of Maternal Immunization in New Zealand White Rabbits (Oryctolagus cuniculus)

Retroviral Transduction of T-cell Receptors in Mouse T-cells

Transduction rétrovirale des récepteurs de cellules T dans les lymphocytes T de souris

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Recherche

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L&#39;établissement d&#39;une culture liquide recouvert de Airway humaines épithéliales polarisées cellules Calu-3 pour étudier la réponse cellulaire aux agents pathogènes respiratoires hôte<em&gt; In vitro</em

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Monitoring Changes in Membrane Polarity, Membrane Integrity, and Intracellular Ion Concentrations in Streptococcus pneumoniae Using Fluorescent Dyes

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La surveillance des changements dans la membrane de polarité, Membrane intégrité, et intracellulaires d&#39;ions concentrations dans<em&gt; Streptococcus pneumoniae</em&gt; Utilisation des colorants fluorescents

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Myéloïde cellule d&#39;isolement de la peau de souris et Vidange ganglion Après intradermique immunisation avec Live Atténuée<em&gt; Plasmodium</em&gt; sporozoïtes

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