Name: &#181;tongue: a microfluidics-based functional imaging platform for the tongue in vivo
Uploaded: 2021-04-22T15:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Ã‚ÂµTongue: A Microfluidics-Based Functional Imaging Platform for the Tongue In Vivo at JoVE.com

Diese Arbeit wurde vom Institute of Basic Science (IBS-R015-D1), dem von der koreanischen Regierung finanzierten Stipendium der National Research Foundation of Korea (NRF) (NRIT) (Nr. 2019M3A9E2061789) und von der National Research Foundation of Korea (NRF) unterstützt, das von der koreanischen Regierung (MSIT) finanziert wird (Nr. 2019M3E5D2A01058329). Wir danken Eunsoo Kim und Eugene Lee für ihre technische Unterstützung.

Alle chirurgischen Eingriffe wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) der Sungkyunkwan University und der Seoul National University genehmigt.
1. Herstellung von Lösungen: künstlicher Speichel und Geschmacksstoffe
<ol><li>Künstlichen Speichel durch Auflösen von 2 mM NaCl, 5 mM KCl, 3 mM NaHCO3, 3 mM KHCO3, 0,25 mM CaCl2, 0,25 mM MgCl2, 0,12 mMK2HPO4, 0,12 mM KH2PO4und 1,8 mM HCl ...

<ol>
	<li>Mao, T., O'Connor, D. H., Scheuss, V., Nakai, J., Svoboda, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+and+subcellular+targeting+of+GCaMP-type+genetically-encoded+calcium+indicators.">Characterization and subcellular targeting of GCaMP-type genetically-encoded calcium indicators.</a> PLoS One. 3 (3), 1-10 (2008).</li><li>Shih, A. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two-photon+microscopy+as+a+tool+to+study+blood+flow+and+neurovascular+coupling+in+the+rodent+brain.">Two-photon microscopy as a tool to study blood flow and neurovascular coupling in the rodent brain.</a> Journal of Cerebral Blood Flow &amp; Metabolism. 32 (7), 1277-1309 (2012).</li><li>Choi, M., Kwok, S. J. J., Yun, S. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+fluorescence+microscopy:+Lessons+from+observing+cell+behavior+in+their+native+environment.">In vivo fluorescence microscopy: Lessons from observing cell behavior in their native environment.</a> Physiology. 30 (1), 40-49 (2015).</li><li>Caicedo, A., Samir Jafri, M., Roper, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+situ+Ca2++imaging+reveals+neurotransmitter+receptors+for+glutamate+in+taste+receptor+cells.">In situ Ca2+ imaging reveals neurotransmitter receptors for glutamate in taste receptor cells.</a> Journal of Neuroscience. 20 (21), 7978-7985 (2000).</li><li>Tomchik, S. M., Berg, S., Kim, J. W., Chaudhari, N., Roper, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Breadth+of+tuning+and+taste+coding+in+mammalian+taste+buds.">Breadth of tuning and taste coding in mammalian taste buds.</a> Journal of Neuroscience. 27 (40), 10840-10848 (2007).</li><li>Dando, R., Roper, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell-to-cell+communication+in+intact+taste+buds+through+ATP+signalling+from+pannexin+1+gap+junction+hemichannels.">Cell-to-cell communication in intact taste buds through ATP signalling from pannexin 1 gap junction hemichannels.</a> The Journal of Physiology. 587 (24), 5899-5906 (2009).</li><li>Chandrashekar, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+cells+and+peripheral+representation+of+sodium+taste+in+mice.">The cells and peripheral representation of sodium taste in mice.</a> Nature. 464 (7286), 297-301 (2010).</li><li>Oka, Y., Butnaru, M., von Buchholtz, L., Ryba, N. J. P., Zuker, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High+salt+recruits+aversive+taste+pathways.">High salt recruits aversive taste pathways.</a> Nature. 494 (7438), 472-475 (2013).</li><li>Choi, M., Lee, W. M., Yun, S. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intravital+microscopic+interrogation+of+peripheral+taste+sensation.">Intravital microscopic interrogation of peripheral taste sensation.</a> Scientific Reports. 5 (8661), 1-6 (2015).</li><li>Han, J., Choi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comprehensive+functional+screening+of+taste+sensation+in+vivo.">Comprehensive functional screening of taste sensation in vivo.</a> bioRxiv. 16419 (371682), 1-22 (2018).</li><li>Thestrup, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimized+ratiometric+calcium+sensors+for+functional+in+vivo+imaging+of+neurons+and+T+lymphocytes.">Optimized ratiometric calcium sensors for functional in vivo imaging of neurons and T lymphocytes.</a> Nature Methods. 11 (2), 175-182 (2014).</li><li>Danilova, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Glossopharyngeal+nerves+to+taste+stimuli+in+C57BL+/+6J+mice.">Glossopharyngeal nerves to taste stimuli in C57BL / 6J mice.</a> BME Neuroscience. 15, 1-15 (2003).</li><li>Wu, A., Dvoryanchikov, G., Pereira, E., Chaudhari, N., Roper, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Breadth+of+tuning+in+taste+afferent+neurons+varies+with+stimulus+strength.">Breadth of tuning in taste afferent neurons varies with stimulus strength.</a> Nature Communications. 6 (8171), 1-11 (2015).</li><li>Schindelin, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fiji:+An+open-source+platform+for+biological-image+analysis.">Fiji: An open-source platform for biological-image analysis.</a> Nature Methods. 9 (7), 676-682 (2012).</li><li>Tan, H. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+gut-brain+axis+mediates+sugar+preference.">The gut-brain axis mediates sugar preference.</a> Nature. 580 (7804), 511-516 (2020).</li><li>Roebber, J. K., Roper, S. D., Chaudhari, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+the+anion+in+salt+(NaCl)+detection+by+mouse+taste+buds.">The role of the anion in salt (NaCl) detection by mouse taste buds.</a> The Journal of Neuroscience. 39 (32), 6224-6232 (2019).</li><li>Kusuhara, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Taste+responses+in+mice+lacking+taste+receptor+subunit+T1R1.">Taste responses in mice lacking taste receptor subunit T1R1.</a> Journal of Physiology. 591 (7), 1967-1985 (2013).</li></ol>

Hier wird ein detailliertes Protokoll zur Anwendung von μTongue auf die Untersuchung funktioneller Aktivitäten von Geschmackszellen in vivo beschrieben. In diesem Protokoll wird die funktionelle Bildgebung an den Geschmackszellen mit genetisch kodierten Kalziumindikatoren durchgeführt. Neben der Verwendung transgener Mäuse kann die elektrophoretische Belastung von Calciumfarbstoffen (oder Spannungsmessfarbstoffen) auf die Geschmackszellen eine alternative Option sein.
Alle Geschma...

Das intravitale Fluoreszenzmikroskop wird häufig verwendet, um die raumzeitliche Dynamik an lebenden Geweben zu untersuchen. Forscher entwickeln schnell genetisch kodierte Sensoren, die spezifische und empfindliche Umwandlungen der biologischen Prozesse in Fluoreszenzsignale liefern - die mit fluoreszierenden Mikroskopen, die weit verbreitet sind, leicht aufgezeichnet werden können1,2. Obwohl die meisten inneren Organe bei Nagetieren mit dem Mikroskop untersucht wurden, war seine erfolgreiche Anwendung auf der Zunge noch nicht erfolgreich3.
Frühere Studien zur Calciumbildgebung von Geschmackszellen wurden ex vivo durch Dünnschnitt eines Zungengewebes durchgeführt, um zirkumvallate Geschmacksknospen zu erhalten4,5,6 oder durch Abziehen des Geschmacksepithels, um fungiforme Geschmacksknospen zu erhalten7,8. Die Vorbereitung dieser Proben war zwangsläufig invasiv, so dass die natürlichen Mikroumgebungen wie Nerveninnervation, Permeabilitätsbarrieren und Durchblutung weitgehend gestört waren. Das erste intravitalen Zungenbildgebungsfenster wurde 2015 von Choi et al. berichtet, aber eine zuverlässige funktionelle Aufzeichnung war aufgrund der Bewegung und der optischen Artefakte, die durch fluidische Tastantreize verursacht wurden, nicht erreichbar9.
Vor kurzem wurde die Mikrofluidik-auf-einer-Zunge (μTongue)eingeführt 10. Dieses Gerät integriert ein mikrofluidisches System mit einem Bildgebungsfenster auf der Mauszunge. Durch das Erreichen eines quasi-stationären Flusses von Tastantreizen während des gesamten Bildgebungszeitraums konnten Artefakte aus fluidischen Bewegungen minimiert werden (Abbildung 1). Der Eingangsanschluss wird von einer Reihe von Mehrkanal-Druckreglern gespeist, während der Ausgangsanschluss an eine Spritzenpumpe angeschlossen ist, die 0,3 ml / min hält. Zusätzlich wurden optische Artefakte, die durch den Unterschied in den Brechungsindizes von Tastantlösungen verursacht wurden, durch ratiometrische Analyse minimiert, die einen calcium-unempfindlichen Indikator (tdTomato) sowie den Kalziumindikator (GCaMP6)11einführte. Dieses Design bot eine mikroskopische Stabilität der Geschmackszellen in vivo auch bei abruptem Umschalten zwischen fluidischen Kanälen. Folglich implementieren die μTongue ein zuverlässiges funktionelles Screening mehrerer Tastantien auf die Mausgeschmacksknospen in vivo.
In diesem Protokoll werden die experimentellen Verfahren zur Calciumbildgebung der Mauspilzformen Geschmacksknospen in vivo unter Verwendung von μTongue ausführlich erläutert. Zunächst wird die Herstellung von künstlichem Speichel und Geschmackslösungen beschrieben. Zweitens wird der Aufbau des mikrofluidischen Systems eingeführt, um den quasi-stationären Fluss zu erreichen. Drittens werden die Verfahren zur Montage der Mauszunge auf der μTongue zur Bildaufnahme umrennt. Schließlich wird jeder Schritt für die Bildanalyse, einschließlich der Korrektur von lateralen Bewegungsartefakten und der Ratiometrie, spezifiziert. Dieses Protokoll kann leicht an jedes Forschungslabor mit einer Mauseinrichtung und einem Zwei-Photonen-Mikroskop oder gleichwertigen Geräten angepasst werden.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>acesulfame K</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>04054-25G</td>
			<td>Artificial saliva / tastant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>calcium chloride solution</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>21115-100ML</td>
			<td>Artificial saliva / tastant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>citric acid</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>C0759-100G</td>
			<td>Artificial saliva / tastant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>cycloheximide</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>01810-5G</td>
			<td>Artificial saliva / tastant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>denatonium</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>D5765-5G</td>
			<td>Artificial saliva / tastant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dental glue</td>
			<td>Denkist</td>
			<td>P0000CJT-A2</td>
			<td>Animal preparation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Image J</td>
			<td>NIH</td>
			<td>ImageJ</td>
			<td>Data analysis</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IMP</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>57510-5G</td>
			<td>Artificial saliva / tastant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Instant adhesive</td>
			<td>Loctite</td>
			<td>Loctite 4161, Henkel</td>
			<td>Animal preparation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>K2HPO4</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>P3786-100G</td>
			<td>Artificial saliva / tastant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KCl</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>P9541-500G</td>
			<td>Artificial saliva / tastant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine</td>
			<td>Yuhan</td>
			<td>Ketamine 50</td>
			<td>Animal preparation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KH2PO4</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>P0662-25G</td>
			<td>Artificial saliva / tastant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KHCO3</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>237205-500G</td>
			<td>Artificial saliva / tastant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MATLAB</td>
			<td>Mathwork</td>
			<td>MATLAB</td>
			<td>Data analysis</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MgCl2</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>M8266-100G</td>
			<td>Artificial saliva / tastant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MPG</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>49601-100G</td>
			<td>Artificial saliva / tastant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mutiphoton microscope</td>
			<td>Thorlab</td>
			<td>&#160;Bergamo II</td>
			<td>Microscope</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>S3014-500G</td>
			<td>Artificial saliva / tastant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaHCO3</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>792519-500G</td>
			<td>Artificial saliva / tastant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Objective</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>N16XLWD-PF</td>
			<td>Microscope</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Octaflow</td>
			<td>ALA Scientific Instruments</td>
			<td>OCTAFLOW II</td>
			<td>Fluidic control</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PC</td>
			<td>LG</td>
			<td>Lg15N54</td>
			<td>Fluidic control</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PH meter</td>
			<td>Thermoscientific</td>
			<td>ORION STAR AZ11</td>
			<td>Artificial saliva / tastant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phosphate-buffered saline</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>806562</td>
			<td>Artificial saliva / tastant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>quinine</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>Q1125-5G</td>
			<td>Artificial saliva / tastant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe pump</td>
			<td>Havard Apparatus</td>
			<td>PHD ULTRA 4400</td>
			<td>Fluidic control</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TRITC-dextran</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>52194-1G</td>
			<td>Animal preparation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultrafast fiber laser</td>
			<td>Toptica</td>
			<td>FFultra920 01042</td>
			<td>Microscope</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylazine</td>
			<td>Bayer Korea</td>
			<td>Rompun</td>
			<td>Animal preparation</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

&#181;tongue: a microfluidics-based functional imaging platform for the tongue in vivo

Die intravitale Fluoreszenzmikroskopie ist ein Werkzeug, das häufig verwendet wird, um die mehrzellige Dynamik bei einem lebenden Tier zu untersuchen. Es wurde jedoch nicht erfolgreich im Geschmackssinnsorgan eingesetzt. Durch die Integration der Mikrofluidik in das intravitaale Zungenbildgebungsfenster liefert die μTongue zuverlässige funktionelle Bilder von Geschmackszellen in vivo unter kontrollierter Exposition gegenüber mehreren Tastantien. In diesem Artikel wird eine detaillierte Schritt-für-Schritt-Anleitung zur Verwendung des μTongue-Systems vorgestellt. Es gibt fünf Unterabschnitte: Vorbereitung von Lösungen, Aufbau eines mikrofluidischen Moduls, Probenmontage, Erfassung funktionaler Bilddaten und Datenanalyse. Einige Tipps und Techniken zur Lösung der praktischen Probleme, die bei der Verwendung der μTongue auftreten können, werden ebenfalls vorgestellt.

Die Pirt-GCaMP6f-tdTomato Maus wurde verwendet, um ein Geschmacksknospenbild zu erhalten. Die Oberfläche der Mauszunge war mit autofluoreszierenden filiformen Papillen bedeckt. Geschmacksknospen sind spärlich über die Oberfläche der Zunge verteilt (Abbildung 4A). Die Bilder der Geschmacksknospen und ihrer Struktur wurden mit drei verschiedenen Filterdetektoren aufgenommen. Mit dem 607/70 nm Filterset wurde das tdTomato-Signal aus den Geschmackszellen für die ratiometrische Analyse erhal...

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Ãƒâ€šÃ‚ÂµTongue: A Microfluidics-Based Functional Imaging Platform for the Tongue In Vivo

Der Artikel stellt das μTongue-Gerät (Microfluidics-on-a-Tongue) für die funktionelle Geschmackszellbildgebung in vivo vor, indem die Mikrofluidik in ein intravitalen Bildgebungsfenster auf der Zunge integriert wird.

μTongue: Eine mikrofluidikbasierte funktionelle Bildgebungsplattform für die Zunge in vivo

Intravital fluorescence microscopy is a tool used widely to study multicellular dynamics in a live animal. However, it has not been successfully used in ...

Dieses Protokoll ermöglicht es, die Funktionen von Geschmackszellen in einer natürlichen Mikroumgebung mit neuronalen Verbindungen und intakter Blutzirkulation zu beobachten. Mit dieser Technik kann die Zell-zu-Zell-Kommunikation in vivo untersucht werden. Füllen Sie zunächst die Reservoirs des unter Druck stehenden Durchflussperfusionssystems mit künstlichem Speichel und Geschmacksstoffen.Schließen Sie die Druckluftleitung an den Reglereingang an und stellen Sie den Luftdruck im fluidischen Fördersystem auf 30 bis 50 Pfund pro Quadratzoll ein. Stellen Sie den Ausgangsdruck des Reglers auf 0,4 Pfund pro Quadratzoll ein und überprüfen Sie, ob Flüssigkeit aus dem Rohr ausströmt. Verbinden Sie den Verteiler von den Reservoirs mit dem Eingangsanschluss der Mikrozunge, verbinden Sie dann den Ausgangsanschluss der Mikrozunge mit einer Spritzenpumpe und ziehen Sie Flüssigkeit mit etwa 300 Mikrolitern pro Minute ab, um einen stationären Zustand herzustellen.Vergewissern Sie sich, dass das Volumen des unter der Mikrozunge hängenden Tröpfchens konstant bleibt, und stellen Sie den Luftdruck und die Durchflussrate ein, um die gewünschte Probenhöhe zu erhalten. Sobald das mikrofluidische System eingerichtet ist, trennen Sie die Druckluftleitung und schalten Sie die Spritzenpumpe aus, bis die Maus für die In-vivo-Bildgebung vorbereitet ist. Nach der Verabreichung der Anästhesie an die Maus intravenös TRITC-Dextran über einen retroorbitalen Weg injizieren, um die Blutzirkulation während der Bildgebung zu beobachten.Wenn die Maus in Rückenlage gebracht wird, sprühen Sie 70% Ethanol auf den Kopf. Verwenden Sie eine Zette, um die Kopfhaut leicht anzuheben, und verwenden Sie dann eine Schere, um etwa sieben Quadratmillimeter Haut abzusetzen. Nachdem Sie die Haare um die Kopfhaut gereinigt haben, entfernen Sie das Periost unter der Haut und tragen Sie einen sofortigen Klebstoff auf den Schädel auf.Befestigen Sie dann den kundenspezifischen Kopffixierer. Sobald der Sofortkleber gehärtet ist, tragen Sie Zahnkleber um den Kopffixierer auf und erstarren Sie ihn durch Beleuchtung mit blauem Licht. Mit Sofortkleber die Unterlippe der Maus auf die untere Einheit der Mikrozunge kleben, dann die Maus auf die Mausvorbereitungsplatte legen und die Untereinheit an der Mikrozunge an den Haltepfosten befestigen, indem die Löcher am Rand der Mikrozunge mit den Pfosten ausgerichtet werden.Ziehen Sie den Mauskopffixierer an der Kopffixiererhalterung an der Platine fest und passen Sie den Abstand zwischen dem Mauskopf und dem Gerät an. Drehen Sie dann mit dem Kopffixiererhalter den Mauskopf sanft um ca. 45 Grad. Nachdem Sie die Maus am Brett bewischt haben, verwenden Sie eine Kunststoffpinzette, um die Zunge sanft zu ziehen.Befestigen Sie dann mit Sofortkleber die ventrale Seite der Zunge an der Oberseite der unteren Einheit der Mikrozunge. Um die Zunge feucht zu halten, wischen Sie die Oberfläche mit einem nassen Wattestäbchen ab und legen Sie dann ein in künstlichem Speichel getränktes Stück Gewebe auf die freiliegende Oberfläche der Zunge. Legen Sie die gekrümmten Unterlegscheiben auf die Pfosten, halten Sie den unteren Teil der Mikrozunge und bewegen Sie dann das Mauspräparat in den Mikroskopstadium.Positionieren Sie die freiliegende Zunge der Maus unter der ungefähren Mitte des Objektivbereichs des Mikroskops, achten Sie darauf, nicht vom Dynamikbereich der Bühne abzuweichen, und ziehen Sie dann die Schrauben fest, um das Mausbrett fest auf der Bühne zu befestigen. Legen Sie ein Heizkissen unter die Maus, um ihre Körpertemperatur zwischen 36,5 und 37,5 Grad Celsius zu halten. Um zu verhindern, dass Flüssigkeit in die Luftröhre der Maus gelangt, legen Sie ein dünnes Stück verdrehtes Papier in den Mund der Maus, entfernen Sie dann das nasse Gewebe auf der Oberfläche der Zunge und legen Sie die vorbereitete Mikrozunge auf die Mauszunge, so dass die Oberfläche der Zunge durch das Bildfenster sichtbar ist.Befestigen Sie die Mikrozunge, indem Sie beide Enden mit minimalem Druck vorsichtig verschrauben. Um mit der Aufnahme von Bildern zu beginnen, öffnen Sie die Mikroskopsoftware und schalten Sie dann den 920 Nanometer-Zwei-Photonen-Laser ein. Montieren Sie das Wasserimmersionsobjektiv auf dem Mikroskop, senken Sie das Objektiv dann auf das Abbildungsfenster der Mikrozunge und tauchen Sie das Objektiv ein.Beleuchten Sie im Kameramodus die Oberfläche der Zunge, indem Sie das blaue Licht einer Quecksilberlampe einschalten. Um die ungefähre Fokusebene zu finden, stellen Sie die Z-Achse ein und suchen Sie nach einem Autofluoreszenzsignal aus den filiformen Papillen. Suchen Sie dann mit dem X- und Y-Einstellknopf eine Geschmacksknospen.Wechseln Sie in den Multiphotonenmodus und stellen Sie dann die Anregungswellenlänge, den Emissionsfiltersatz, den Scanmodus und die Rahmengröße für die Bildaufnahme ein. Mit der Geschmacksknospen in der Mitte des Bildgebungsfensters lokalisieren Sie die Blutgefäße, die die Geschmacksknospen umgeben, auf etwa zwei Dritteln der Höhe der Geschmacksknospen und visualisieren Die Durchblutung. Wenn der Blutfluss verstopft ist, lösen Sie die Befestigungsschrauben leicht, um den Blutfluss wieder aufzunehmen.Stellen Sie die Z-Achse ein, um die Z-Ebene einer Geschmacksknospen zu finden, die eine ausreichende Anzahl von Geschmackszellen enthält, und fahren Sie dann 80 Sekunden lang mit der Kalziumbildgebung bei zwei bis sechs Hertz fort. Schalten Sie nach Beginn der Bildgebung das Reservoir des fluidischen Systems ein, um 20 Sekunden lang eine Geschmackslösung bereitzustellen. Nach 20 Sekunden Geschmacksstimulation schalten Sie das Reservoir wieder auf künstlichen Speichel um.Warten Sie während der Bildgebung etwa drei bis vier Minuten zwischen den Sitzungen und liefern Sie konsequent künstlichen Speichel, um die Zunge feucht zu halten und das von der vorherigen Sitzung verbleibende Tastant wegzuwaschen. Die Zungenoberfläche der Pirt-GCaMP6f-tdTomato Maus ist mit autofluoreszierenden filiformen Papillen und spärlich verteilten Geschmacksknospen bedeckt. Die filiformen Papillen in Gelb werden mit einem Photodetektor bei 500 bis 550 Nanometern eingefangen und können von der Oberfläche der Zunge bis zu etwa 25 Mikrometer Tiefe beobachtet werden.Die vom 500 bis 550 Nanometer Filter detektierten GCaMP-Signale in Grün und die tdTomato-Signale in Rot, die vom 607 bis 670 Nanometer Filter detektiert werden, repräsentieren die Geschmackszellen. Das tdTomato-Signal wird für die Analyse der Verhältnismetrik erhalten. Die Blutgefäße, die die Geschmacksknospen umgeben, werden mit dem 500 bis 550 Nanometer Filter im Kollagen-Bindegewebe erfasst, der die Geschmacksknospen strukturell unterstützt und mit dem 447 bis 460 Nanometer Filterset erfasst wird.In diesem repräsentativen Beispiel des In-vivo-Geschmacksscreenings mittels Calcium-Bildgebung wird jede Geschmackszelle durch gestrichelte Linien abgegrenzt. In dieser Studie reagierte Zelle 2 sowohl auf süße als auch auf Umami-Tastants. Und Zelle 3 reagierte sowohl auf niedrige als auch auf hohe Salzschmessantien.Keine der Zellen in dieser Geschmacksknospen reagierte auf saure Geschmäcker. Da der Zweck dieses Experiments darin besteht, die Zellfunktion des Geschmacks in der natürlichen Umgebung zu beobachten, ist es wichtig, die Fluoreszenzen beim Zubereitungsschritt in die Blutgefäße zu geben und ihre Zirkulation während des Experiments zu bestätigen.

Research

JoVE Journal

Neuroscience

&#181;Tongue: A Microfluidics-Based Functional Imaging Platform for the Tongue In Vivo

Functional Mapping with Simultaneous MEG and EEG

Functional Mapping mit Simultaneous MEG und EEG

We use magnetoencephalography (MEG) and electroencephalography (EEG) to locate and determine the temporal evolution in brain areas involved in the ...

Forschung

Neurowissenschaften

High-resolution Functional Magnetic Resonance Imaging Methods for Human Midbrain

Hochauflösende Functional Magnetic Resonance Imaging Methods for Human Mittelhirn

Functional MRI (fMRI) is a widely used tool for non-invasively measuring correlates of human brain activity. However, its use has mostly been focused upon ...

Functional Neuroimaging Using Ultrasonic Blood-brain Barrier Disruption and Manganese-enhanced MRI

Funktionelle Bildgebung mit Ultraschall-Blut-Hirnschranke Störung und Mangan-MRT

Although mice are the dominant model system for studying the genetic and molecular underpinnings of neuroscience, functional neuroimaging in mice remains ...

Ex Vivo Imaging of Postnatal Cerebellar Granule Cell Migration Using Confocal Macroscopy

Ex Vivo Imaging of Postnatal Cerebellar Granule Cell Migration Using Confocal Macroscopy

Ex-vivo-Bildgebung von Postnatale Kleinhirn-Körnerzellmigration mittels konfokaler Makros

During postnatal development, immature granule cells (excitatory interneurons) exhibit tangential migration in the external granular layer, and then ...

Simultaneous ex vivo Functional Testing of Two Retinas by in vivo Electroretinogram System

Simultaneous ex vivo Functional Testing of Two Retinas by in vivo Electroretinogram System

Gleichzeitig<em&gt; Ex vivo</em&gt; Funktionsprüfung von zwei Netzhäute von<em&gt; In vivo</em&gt; Elektroretinogramm-System

An In vivo electroretinogram (ERG) signal is composed of several overlapping components originating from different retinal cell types, as well as noise ...

High-resolution Structural Magnetic Resonance Imaging of the Human Subcortex In Vivo and Postmortem

High-resolution Structural Magnetic Resonance Imaging of the Human Subcortex In Vivo and Postmortem

Hochauflösende Strukturkernspintomographie des menschlichen Subcortex<I&gt; In-vivo-</I&gt; Und Postmortem

The focus of this study was to test the resolution limits of structural MRI of a postmortem brain compared to living human brains. The resolution of ...

In Vivo Functional Brain Imaging Approach Based on Bioluminescent Calcium Indicator GFP-aequorin

In Vivo Functional Brain Imaging Approach Based on Bioluminescent Calcium Indicator GFP-aequorin

In Vivo Functional Brain Imaging Ansatz, der auf Bioluminescent Calciumindikator GFP-Aequorin

Functional in vivo imaging has become a powerful approach to study the function and physiology of brain cells and structures of interest. Recently a new ...

A Volumetric Method for Quantification of Cerebral Vasospasm in a Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage

Eine Volumetrische Methode zur Quantifizierung der zerebralen Vasospasmus in einem Mausmodell der Subarachnoidalblutung

Subarachnoid hemorrhage (SAH) is a subtype of hemorrhagic stroke. Cerebral vasospasm that occurs in the aftermath of the bleeding is an important factor ...

In Vivo Two-photon Imaging of Cortical Neurons in Neonatal Mice

In Vivo Two-photon Imaging of Cortical Neurons in Neonatal Mice

In Vivo Zwei-Photon Imaging der kortikalen Neuronen bei Neugeborenen Mäusen

Two-photon imaging is a powerful tool for the in vivo analysis of neuronal circuits in the mammalian brain. However, a limited number of in vivo imaging ...

In Vivo Imaging of Cerebrospinal Fluid Transport through the Intact Mouse Skull using Fluorescence Macroscopy

In Vivo Imaging von Cerebrospinalfluid Transport durch den intakten Mausschädel mittels Fluoreszenz-Makroskopie

Cerebrospinal fluid (CSF) flow in rodents has largely been studied using ex vivo quantification of tracers. Techniques such as two-photon microscopy and ...