Name: modeling the effects of hemodynamic stress on circulating tumor cells using a syringe and needle
Uploaded: 2021-04-27T14:30:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Modeling the Effects of Hemodynamic Stress on Circulating Tumor Cells using a Syringe and Needle at JoVE.com

Le développement du modèle démontré ici a été soutenu par la subvention W81XWH-12-1-0163 du DOD, les subventions R21 CA179981 et R21 CA196202 des NIH et le Sato Metastasis Research Fund.

1. Préparation des cellules
<ol><li>Libérez les cellules de la boîte de culture tissulaire lorsqu’elles sont confluentes à 70 à 90 % en suivant les directives recommandées pour la lignée cellulaire utilisée.<ol>
<li>Par exemple, aspirez le milieu de croissance des cellules PC-3 et lavez le plat de 10 cm de cellules avec 5 mL de solution saline tamponnée au phosphate (PBS) sans calcium et magnésium.</li>
		<li>Aspirer le PBS avant d’ajouter 1 mL de trypsine à 0,25 % en utilisant le protocole du fabricant....

<ol>
	<li>Dillek&#229;s, H., Rogers, M. S., Straume, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Are+90%+of+deaths+from+cancer+caused+by+metastases.">Are 90% of deaths from cancer caused by metastases.</a> Cancer medicine. 8 (12), 5574-5576 (2019).</li><li>Hanahan, D., Weinberg, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hallmarks+of+cancer:+the+next+generation.">Hallmarks of cancer: the next generation.</a> Cell. 144 (5), 646-674 (2011).</li><li>Strilic, B., Offermanns, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intravascular+survival+and+extravasation+of+tumor+cells.">Intravascular survival and extravasation of tumor cells.</a> Cancer Cell. 32 (3), 282-293 (2017).</li><li>Labelle, M., Hynes, R. 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L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cancer+cells+resist+mechanical+destruction+in+circulation+via+RhoA/actomyosin-dependent+mechano-adaptation.">Cancer cells resist mechanical destruction in circulation via RhoA/actomyosin-dependent mechano-adaptation.</a> Cell Reports. 30 (11), 3864-3874 (2020).</li><li>Miller, B. E., Miller, F. R., Wilburn, D. J., Heppner, G. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+tumour+cell+composition+in+tumours+composed+of+paired+mixtures+of+mammary+tumour+cell+lines.">Analysis of tumour cell composition in tumours composed of paired mixtures of mammary tumour cell lines.</a> British Journal of Cancer. 56 (5), 561-569 (1987).</li><li>Aslakson, C. J., Miller, F. 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R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pharmacological+ascorbate+inhibits+pancreatic+cancer+metastases+via+a+peroxide-mediated+mechanism.">Pharmacological ascorbate inhibits pancreatic cancer metastases via a peroxide-mediated mechanism.</a> Scientific Reports. 10 (1), 17649 (2020).</li><li>Williams, A. R., Hughes, D. E., Nyborg, W. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hemolysis+near+a+transversely+oscillating+wire.">Hemolysis near a transversely oscillating wire.</a> Science. 169 (3948), 871-873 (1970).</li><li>Rooney, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hemolysis+near+an+ultrasonically+pulsating+gas+bubble.">Hemolysis near an ultrasonically pulsating gas bubble.</a> Science. 169 (3948), 869-871 (1970).</li><li>Connolly, S., McGourty, K., Newport, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+in+vitro+inertial+positions+and+viability+of+cells+in+suspension+under+different+in+vivo+flow+conditions.">The in vitro inertial positions and viability of cells in suspension under different in vivo flow conditions.</a> Scientific Reports. 10 (1), 1711 (2020).</li><li>Brooks, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+biorheology+of+tumor+cells.">The biorheology of tumor cells.</a> Biorheology. 21 (1-2), 85-91 (1984).</li><li>Triantafillu, U. L., Park, S., Klaassen, N. L., Raddatz, A. D., Kim, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fluid+shear+stress+induces+cancer+stem+cell-like+phenotype+in+MCF7+breast+cancer+cell+line+without+inducing+epithelial+to+mesenchymal+transition.">Fluid shear stress induces cancer stem cell-like phenotype in MCF7 breast cancer cell line without inducing epithelial to mesenchymal transition.</a> Internation Journal of Oncology. 50 (3), 993-1001 (2017).</li><li>Fan, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Circulatory+shear+flow+alters+the+viability+and+proliferation+of+circulating+colon+cancer+cells.">Circulatory shear flow alters the viability and proliferation of circulating colon cancer cells.</a> Scientific Reports. 6, 27073 (2016).</li><li>Fu, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High+expression+of+MnSOD+promotes+survival+of+circulating+breast+cancer+cells+and+increases+their+resistance+to+doxorubicin.">High expression of MnSOD promotes survival of circulating breast cancer cells and increases their resistance to doxorubicin.</a> Oncotarget. 7 (31), 50239-50257 (2016).</li><li>Li, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Shear+stress+promotes+anoikis+resistance+of+cancer+cells+via+caveolin-1-dependent+extrinsic+and+intrinsic+apoptotic+pathways.">Shear stress promotes anoikis resistance of cancer cells via caveolin-1-dependent extrinsic and intrinsic apoptotic pathways.</a> Journal of Cellular Physiology. 234 (4), 3730-3743 (2019).</li><li>Xin, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanics+and+actomyosin-dependent+survival/chemoresistance+of+suspended+tumor+cells+in+shear+flow.">Mechanics and actomyosin-dependent survival/chemoresistance of suspended tumor cells in shear flow.</a> Biophysical Journal. 116 (10), 1803-1814 (2019).</li></ol>

Cet article démontre l’application du FSS aux cellules cancéreuses en suspension à l’aide d’une seringue et d’une aiguille. En utilisant ce modèle, il a été démontré que les cellules cancéreuses sont plus résistantes aux brèves impulsions de FSS de haut niveau par rapport aux cellules épithéliales non transformées15,22,24. De plus, l’exposition au FSS à l’aide de ce modèle entraîne une augmentation r...

Les métastases, ou la propagation du cancer au-delà du site tumoral initial, sont un facteur majeur sous-jacent à la mortalité par cancer1. Au cours des métastases, les cellules cancéreuses utilisent le système circulatoire comme une autoroute pour se dissémer vers des sites éloignés dans tout le corps2,3. En route vers ces sites, les cellules tumorales circulantes (CCC) existent au sein d’un microenvironnement fluide dynamique contrairement à celui de leur tumeur primaire d’origine3,4,5. Il a été proposé que ce microenvironnement fluide soit l’un des nombreux obstacles aux métastases4. Il existe un large consensus dans le concept d’inefficacité métastatique, c’est-à-dire que la plupart des CTCC entrant dans la circulation périssent ou ne forment pas de colonies métastatiques productives6,7,8. Cependant, la raison pour laquelle les métastases sont inefficaces du point de vue d’un CCT individuel est moins certaine et demeure un domaine d’investigation actif. Les CTCC sont détachés de la matrice extracellulaire, privés de facteurs solubles de croissance et de survie qui peuvent être présents dans la tumeur primaire, et exposés au système immunitaire et aux forces hémodynamiques d’une manière très différente de celle de la tumeur primaire4. Chacun de ces facteurs peut contribuer à la faible survie des CTCC, mais leurs contributions relatives ne sont pas claires. Cet article aborde la question de savoir comment les forces hémodynamiques affectent les CTCC.
L’étude des effets des forces hémodynamiques sur les CTCC est assez difficile. Actuellement, il n’existe aucun système in vitro conçu capable de reproduire l’ensemble de la dynamique spatio-temporelle (du cœur aux capillaires) et des propriétés rhéologiques du système vasculaire humain. De plus, la façon dont les CTCC vivent le système circulatoire n’est pas tout à fait claire. Les preuves expérimentales indiquent que la plupart des cellules cancéreuses ne circulent pas continuellement comme les cellules sanguines. Au contraire, en raison de leur taille relativement grande (10-20 μm de diamètre), la plupart des CCC sont piégés dans des lits capillaires (6-8 μm de diamètre) pendant des durées variables (s à jours) où ils peuvent mourir, extravaser ou être déplacés vers le lit capillaire suivant8,9,10,11. Cependant, il existe des preuves que la taille du CTC peut être plus hétérogène in vivo et que les CTC plus petits sont détectables12. Par conséquent, sur la base de la distance et de la vitesse du flux sanguin, les CTCC ne peuvent circuler librement que pendant quelques secondes entre ces périodes de piégeage, bien qu’il manque une description quantitative de ce comportement13.
De plus, selon l’endroit où les CCC pénètrent dans la circulation, ils peuvent traverser plusieurs lits capillaires dans le poumon et d’autres sites périphériques et à travers le cœur droit et gauche avant d’atteindre leur destination finale. En cours de route, les CTCC sont exposés à diverses contraintes hémodynamiques, y compris la contrainte de cisaillement des fluides (FSS), les forces de compression lors de leur piégeage dans la microcirculation et, potentiellement, les forces de traction dans des circonstances où ils pourraient présenter un roulement semblable à celui d’un leucocyte le long des parois des vaisseaux sanguins14. Ainsi, la capacité de modéliser la circulation et la compréhension du comportement CTC à modéliser sont limitées. En raison de cette incertitude, tout résultat de systèmes modèles in vitro doit être validé dans un organisme vertébré expérimental et, en fin de compte, chez des patients atteints de cancer.
Avec les mises en garde susmentionnées, cet article démontre un modèle relativement simple pour appliquer le FSS aux cellules en suspension afin de sonder les effets du FSS sur les CTC décrits pour la première fois en 201215. FSS résulte du frottement du flux sanguin contre la paroi des vaisseaux, ce qui produit un gradient de vitesse parabolique dans des conditions d’écoulement laminaire dans les plus gros vaisseaux. Les cellules éprouvent des niveaux plus élevés de FSS près des parois des vaisseaux et des niveaux plus bas près du centre du vaisseau sanguin. La viscosité du fluide, le débit et les dimensions du conduit à travers lequel l’écoulement se produit influencent FSS, comme décrit par l’équation de Hagen-Poiseuille. Cela s’applique aux flux sanguins se comportant comme des fluides newtoniens, mais ne tient pas pour la microcirculation. Le FSS physiologique varie sur plusieurs ordres de grandeur avec les niveaux les plus bas dans les lymphatiques (<1 dyn/cm 2 ) et les plus élevés dans les régionsautourdes valves cardiaques et des plaques d’athérosclérose (>500 dyn/cm2)5. Le stress moyen de cisaillement de la paroi dans les artères est de 10-70 dyn/cm2 et de 1-6 dyn/cm2 dans les veines16,17.
Dans le cœur, les cellules peuvent être exposées à des écoulements turbulents autour des folioles valvulaires où un niveau très élevé, mais de très courte durée FSS peut être expérimenté18,19. Bien que le domaine du biotraitement ait longtemps étudié les effets du FSS sur les cellules de mammifères en suspension, cette information peut être d’une valeur limitée pour comprendre les effets du FSS sur les CTCC car elle se concentre généralement sur des niveaux beaucoup plus faibles de FSS appliqués sur une longue durée20. Comme décrit ci-dessous, à l’aide d’une seringue et d’une aiguille, on peut appliquer un FSS relativement élevé (des dizaines à des milliers dedyn/cm2)pendant une durée relativement courte (millisecondes) sur une suspension cellulaire. Depuis la description initiale de ce modèle15,d’autres l’ont utilisé pour étudier les effets du FSS sur les cellules cancéreuses21,22,23. De multiples « impulsions » de FSS peuvent être appliquées à des suspensions cellulaires en peu de temps pour faciliter les analyses expérimentales en aval. Par exemple, ce modèle peut être utilisé pour mesurer la capacité des cellules à résister à la destruction mécanique par FSS en mesurant la viabilité des cellules en fonction du nombre d’impulsions appliquées. Alternativement, les effets de l’exposition au FSS sur la biologie des cellules cancéreuses peuvent être explorés en collectant des cellules pour une variété d’analyses en aval. Il est important de savoir qu’une partie de la suspension cellulaire est réservée en tant que contrôle statique pour comparer les effets du FSS de ceux qui pourraient être associés au détachement cellulaire et au temps passé en suspension.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>0.25% Trypsin</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>25200-056</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>14 mL round bottom tubes</td>
			<td>Falcon - Corning</td>
			<td>352059</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>30 G 1/2&#34; Needle</td>
			<td>BD</td>
			<td>305106</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5 mL syringe</td>
			<td>BD</td>
			<td>309646</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>96-well black bottom plate</td>
			<td>Costar - Corning</td>
			<td>3915</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bioluminescence detector</td>
			<td>AMI</td>
			<td>AMI HTX</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BSA, Fraction V</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>10735086001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cell Titer Blue</td>
			<td>Promega</td>
			<td>G8081</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>crystal violet</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>C0775</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D-luciferin</td>
			<td>GoldBio</td>
			<td>D-LUCK</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMEM</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>11965-092</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FBS</td>
			<td>Atlanta Biologicals</td>
			<td>S11150</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>10010023</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plate Reader</td>
			<td>BioTek</td>
			<td>Synergy HT</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Azide (NaN3)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>S2002</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe Pump</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>70-3005</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

modeling the effects of hemodynamic stress on circulating tumor cells using a syringe and needle

Au cours des métastases, les cellules cancéreuses des tissus solides, y compris les épithéliums, accèdent à la circulation lymphatique et hématogène où elles sont exposées à un stress mécanique dû au flux hémodynamique. L’un de ces stress que subissent les cellules tumorales circulantes (CCC) est le stress de cisaillement des fluides (FSS). Alors que les cellules cancéreuses peuvent présenter de faibles niveaux de FSS dans la tumeur en raison du flux interstitiel, les CTC sont exposés, sans attachement à la matrice extracellulaire, à des niveaux beaucoup plus élevés de FSS. Physiologiquement, le FSS varie sur 3-4 ordres de grandeur, avec de faibles niveaux présents dans les lymphatiques (<1 dyne/cm2) et les niveaux les plus élevés présents brièvement lorsque les cellules traversent le cœur et autour des valves cardiaques (>500 dynes/cm2). Il existe quelques modèles in vitro conçus pour modéliser différentes gammes de contraintes physiologiques de cisaillement sur différentes périodes. Cet article décrit un modèle pour étudier les conséquences de brèves impulsions (millisecondes) de FSS de haut niveau sur la biologie des cellules cancéreuses à l’aide d’un simple système de seringue et d’aiguille.

Une résistance élevée à la destruction mécanique induite par le FSS s’est déjà avérée être un phénotype conservé dans plusieurs lignées cellulaires cancéreuses et cellules cancéreuses fraîchement isolées de tumeurs par rapport aux comparateurs de cellules épithéliales non transformées15,24. Ici, d’autres lignées cellulaires cancéreuses provenant de diverses origines tissulaires(tableau 2)ont été testées pour démontre...

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Modeling the Effects of Hemodynamic Stress on Circulating Tumor Cells using a Syringe and Needle

Ici, nous démontrons une méthode pour appliquer la contrainte de cisaillement des fluides aux cellules cancéreuses en suspension pour modéliser les effets du stress hémodynamique sur les cellules tumorales circulantes.

Modélisation des effets du stress hémodynamique sur les cellules tumorales circulantes à l’aide d’une seringue et d’une aiguille

During metastasis, cancer cells from solid tissues, including epithelia, gain access to the lymphatic and hematogenous circulation where they are exposed ...

Ce protocole expose les cellules cancéreuses en suspension à de brèves impulsions de stress de cisaillement des fluides pour imiter certains aspects de la façon dont les cellules cancéreuses métastatiques sont exposées à des forces hémodynamiques lorsqu’elles sont dans le système circulatoire. C’est une technique relativement simple pour appliquer de brèves impulsions de contrainte de cisaillement de fluide de haut niveau. Lorsque vous essayez ce protocole, soyez prudent sur les aiguilles non bouchées et ne les pliez pas car cela modifierait la contrainte de cisaillement de force appliquée.Cette procédure peut produire des aérosols, alors utilisez des mesures de sécurité appropriées. Pour commencer, libérez 70 à 90% des cellules PC3 confluentes de la boîte de culture tissulaire en aspirant le milieu de croissance et en lavant la boîte de 10 centimètres avec cinq millilitres de PBS sans calcium et magnésium. Ensuite, aspirez le PBS et ajoutez un millilitre de 0,25% de trypsine.Après la trypsinisation, observez le détachement des cellules sous un microscope inversé. Pour inhiber la trypsine, ajoutez cinq millilitres de milieu DMEM/F12 contenant 10% fbS. Ensuite, placez la suspension cellulaire dans un tube conique et déterminez la concentration cellulaire et le nombre total de cellules.Centrifuger la suspension cellulaire à 300 x g pendant trois minutes, puis aspirer le surnageant et ressuspend la pastille dans un milieu de culture tissulaire sans sérum. Coupez autour du fond du tube de polystyrène de 14 millilitres à la ligne de sept millilitres et placez la suspension de cellules mélangées dans le tube coupé. Prélever séparément des échantillons de contrôle statiques de cellules avant l’exposition au stress de cisaillement du fluide pour l’utiliser pour effectuer des essais.Pour exposer l’échantillon de suspension cellulaire restant à une contrainte de cisaillement du fluide, aspirez la suspension cellulaire dans une seringue de cinq millilitres et fixez une aiguille d’un demi-pouce de calibre 30. Placez et fixez la seringue avec une aiguille non capuchonée sur une pompe à seringue et réglez le débit pour atteindre le niveau souhaité de contrainte de cisaillement du fluide. Faites fonctionner la pompe à seringue et prélever l’échantillon cisaillé dans le tube coupé à un angle d’environ 45 degrés pour réduire la mousse.Retirez soigneusement la seringue de la pompe à seringue et utilisez une pince pour retirer l’aiguille, en prenant soin de ne pas la toucher. Répétez la procédure jusqu’à ce que la suspension cellulaire ait été exposée au nombre souhaité d’impulsions de contrainte de cisaillement du fluide. Effectuer des tests de viabilité avec les échantillons statiques avant d’exposer les cellules à une contrainte de cisaillement du fluide.Pour les essais enzymatiques, transférer 100 aliquotes de microlitres des échantillons statiques en double dans une plaque de 96 puits. Ensuite, prélever 100 microlitres d’échantillons après une exposition au stress de cisaillement du fluide et les placer dans une plaque de 96 puits. Ajouter 20 microlitres d’une solution de résazurine de 0,15 millilitre par millilitre à chaque puits d’échantillonnage et aux puits contenant 100 microlitres de milieu seul.Incuber les plaques de puits dans l’incubateur de culture tissulaire à 37 degrés Celsius pendant deux heures, puis mesurer la fluorescence et l’absorbance à l’aide d’un lecteur de plaques et obtenir le pourcentage de cellules viables en comparant le signal moyen de chacun des échantillons exposés à la contrainte de cisaillement du fluide à l’échantillon de contrôle moyen à statique. De même, prélever des aliquotes à partir d’échantillons statiques pour effectuer une cytométrie en flux et des essais clonogènes comme décrit dans le manuscrit textuel. Dans l’analyse représentative, la viabilité des cellules cancéreuses épithéliales mammaires par biopsie syngénique a été évaluée à l’aide de la conversion de la résazurine après avoir exposé les cellules à un certain nombre d’impulsions de stress de cisaillement des fluides.Même si chaque lignée cellulaire présentait des profils de résistance différents, il n’y avait pas de différence significative de viabilité après 10 impulsions d’exposition au stress de cisaillement du fluide. D’autres lignées cellulaires cancéreuses provenant de diverses origines tissulaires ont démontré la viabilité de plus de 20 % après 10 impulsions de stress de cisaillement des fluides, à l’exception des cellules MIA PaCa-2, qui ont montré une viabilité inférieure à 10 % en raison de la sensibilité à la destruction mécanique due au stress de cisaillement des fluides. Lors de la collecte de l’échantillon statique avant d’appliquer une contrainte de cisaillement des fluides, assurez-vous que la suspension cellulaire est mélangée de manière homogène.Retirez soigneusement l’aiguille avec une pince et ne pliez pas ou ne touchez pas l’aiguille. En plus de mesurer la viabilité cellulaire, on peut évaluer les changements dans l’expression des gènes, la signalisation cellulaire, la prolifération et la migration. En utilisant cela comme modèle d’exposition au stress de cisaillement des fluides, on peut étudier à la fois comment les cellules cancéreuses résistent à la destruction par le stress de cisaillement des fluides et évaluer les effets du stress de cisaillement des fluides sur la biologie des cellules cancéreuses.Cette technique a été utilisée par notre laboratoire et d’autres pour explorer les effets du stress de cisaillement des fluides sur les cellules tumorales circulantes. Ces études ont montré que la contrainte de cisaillement des fluides modifie rapidement les propriétés mécaniques des cellules cancéreuses et que cela contribue à la capacité des cellules cancéreuses à résister à la destruction par le stress de cisaillement des fluides.

Research

JoVE Journal

Cancer Research

Capture and Release of Viable Circulating Tumor Cells from Blood

Captage et sortie de Viable cellules tumorales circulantes du sang

We demonstrate a method for size based capture of viable circulating tumor cell (CTC) from whole blood, along with the release of these cells from chip ...

Recherche

Recherche en cancérologie

The Drosophila Imaginal Disc Tumor Model: Visualization and Quantification of Gene Expression and Tumor Invasiveness Using Genetic Mosaics

The Drosophila Imaginal Disc Tumor Model: Visualization and Quantification of Gene Expression and Tumor Invasiveness Using Genetic Mosaics

le<em&gt; Drosophila</em&gt; Imaginal Tumor Disc Modèle: Visualisation et quantification de l&#39;expression génique et de tumeurs invasives utilisant Mosaïques génétique

Drosophila melanogaster has emerged as a powerful experimental system for functional and mechanistic studies of tumor development and progression in the ...

Isolation of Circulating Tumor Cells in an Orthotopic Mouse Model of Colorectal Cancer

Isolation des cellules tumorales circulantes dans un modèle de souris orthotopique du cancer colorectal

Despite the advantages of easy applicability and cost-effectiveness, subcutaneous mouse models have severe limitations and do not accurately simulate ...

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La mise en place d’un essai de colonisation poumon pour la visualisation de cellules de tumeur dans les tissus pulmonaires en circulation

Metastasis is the major cause of cancer death. The role of circulating tumor cells (CTCs) in promoting cancer metastasis, in which lung colonization by ...

Characterization of Tumor Cells Using a Medical Wire for Capturing Circulating Tumor Cells: A 3D Approach Based on Immunofluorescence and DNA FISH

Caractérisation des cellules tumorales à l’aide d’un fil médical pour capturer des cellules tumorales circulantes : une approche 3D basée sur Immunofluorescence et ADN poisson

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Imagerie des approches pour les évaluations toxicologiques stress oxydatif, à l’aide de capteurs codés génétiquement fluorogène

While oxidative stress is a commonly cited toxicological mechanism, conventional methods to study it suffer from a number of shortcomings, including ...

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Several recent studies have illustrated the beneficial effects of living in an enriched environment on improving human disease. In mice, environmental ...

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Blood-borne metastasis accounts for&#160;most cancer-related deaths and involves circulating tumor cells (CTCs) that are successful in establishing new ...