Name: an adjustable high-definition imaging system for behavioral studies of drosophila adults
Uploaded: 2021-06-08T13:30:00
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Nous remercions le professeur Li Xiangdong et le photographe M. Cheng Jing pour leurs discussions et suggestions utiles. Ce travail a été soutenu par le projet exploratoire (20200101) du Centre de démonstration de l’enseignement expérimental des sciences de la vie de l’Université agricole de Chine.

1. Construction du système d’observation/documentation
REMARQUE: Les matériaux nécessaires à la construction du système d’observation/documentation du comportement des mouches sont illustrés à la figure 1et le système terminé est illustré à la figure 2. Le protocole pour construire le système et comment l’utiliser sont décrits ci-dessous.
<ol><li>Faire un hamber fly b</st...

<ol>
	<li>Chyb, S., Gompel, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Atlas of Drosophila morphology: Wild-type and classical mutants. , (2013).</li><li>Yang, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Carnivory+in+the+larvae+of+Drosophila+melanogaster+and+other+Drosophila+species.">Carnivory in the larvae of Drosophila melanogaster and other Drosophila species.</a> Scientific Reports. 8, 15484 (2018).</li><li>Piper, M. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+holidic+medium+for+Drosophila+melanogaster.">A holidic medium for Drosophila melanogaster.</a> Nature Methods. 11, 100-105 (2014).</li><li>Shiraiwa, T., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Proboscis+extension+response+(PER)+assay+in+Drosophila.">Proboscis extension response (PER) assay in Drosophila.</a> Journal of visualized experiments : JoVE. (3), e193 (2007).</li><li>Yang, C. -. H., Belawat, P., Hafen, E., Jan, L. Y., Jan, Y. -. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+egg-laying+site+selection+as+a+system+to+study+simple+decision-making+processes.">Drosophila egg-laying site selection as a system to study simple decision-making processes.</a> Science. 319 (5870), 1679-1683 (2008).</li><li>Yang, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simple+homemade+tools+to+handle+fruit+flies-Drosophila+melanogaster.">Simple homemade tools to handle fruit flies-Drosophila melanogaster.</a> Journal Of Visualized Experiments: JoVE. (149), e59613 (2019).</li><li>Nichols, C. D., Becnel, J., Pandey, U. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Methods+to+assay+Drosophila+behavior.">Methods to assay Drosophila behavior.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (61), e3795 (2012).</li><li>Barron, A. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anesthetizing+Drosophila+for+behavioural+studies.">Anesthetizing Drosophila for behavioural studies.</a> Journal of Insect Physiology. 46 (4), 439-442 (2000).</li><li>. My not quite complete protective filter article Available from: <a target="_blank" href="https://www.lensrentals.com/blog/2017/06/the-comprehensive-ranking-of-the-major-uv-filters-on-the-market">https://www.lensrentals.com/blog/2017/06/the-comprehensive-ranking-of-the-major-uv-filters-on-the-market</a> (2017)</li><li>. UV and clear lens protection filters review Available from: <a target="_blank" href="https://www.the-digital-picture.com/Reviews/UV-and-Clear-Lens-Protection-Filters.aspx">https://www.the-digital-picture.com/Reviews/UV-and-Clear-Lens-Protection-Filters.aspx</a> (2013)</li><li>Shaw, P. J., Cirelli, C., Greenspan, R. J., Tononi, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Correlates+of+sleep+and+waking+in+Drosophila+melanogaster.">Correlates of sleep and waking in Drosophila melanogaster.</a> Science. 287 (5459), 1834-1837 (2000).</li><li>Barradale, F., Sinha, K., Lebestky, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantification+of+Drosophila+grooming+behavior.">Quantification of Drosophila grooming behavior.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (125), e55231 (2017).</li><li>Szebenyi, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cleaning+behaviour+in+Drosophila+melanogaster.">Cleaning behaviour in Drosophila melanogaster.</a> Animal Behaviour. 17 (4), 641-651 (1969).</li><li>. Plexiglas : optical and transmission characteristics Available from: <a target="_blank" href="https://www.plexiglas.com/export/sites/plexiglas/.content/medias/downloads/sheet-docs/plexiglas-optical-and-transmission-characteristics.pdf">https://www.plexiglas.com/export/sites/plexiglas/.content/medias/downloads/sheet-docs/plexiglas-optical-and-transmission-characteristics.pdf</a> (2000)</li><li>. Calculation of the light reflection and transmission Available from: <a target="_blank" href="https://www.glassproperties.com/reflection/">https://www.glassproperties.com/reflection/</a> (2007)</li><li>Hunter, F., Biver, S., Fuqua, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Light science &amp; magic: an introduction to photographic Lighting. , (2015).</li><li>Hendricks, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rest+in+Drosophila+is+a+sleep-like+state.">Rest in Drosophila is a sleep-like state.</a> Neuron. 25 (1), 129-138 (2000).</li><li>Rieger, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+fruit+fly+Drosophila+melangaster+favors+dim+light+and+times+its+activity+peaks+to+early+dawn+and+late+dusk.">The fruit fly Drosophila melangaster favors dim light and times its activity peaks to early dawn and late dusk.</a> Journal of Biological Rhythms. 22 (5), 387-399 (2007).</li></ol>

La lumière est au cœur même de la photographie et de la vidéographie et est le facteur décisif pour obtenir des images de haute qualité16. Ici, deux lumières vidéo LED avec luminosité et température de couleur réglables ont été utilisées comme illuminateurs, et un matériau translucide a été sélectionné pour fabriquer le FBOC. Les panneaux lumineux LED des deux côtés fournissaient suffisamment de luminosité et le matériau translucide adoucissait et dispersait la lumière, pro...

Drosophila melanogaster est un modèle exceptionnel en recherche biologique; cependant, c’est un mauvais modèle pour la photographie ou la vidéographie, car il est trop petit pour un appareil photo ou un caméscope et trop grand pour un microscope composé1. Malgré d’excellentes recherches décrites dans la littérature, la plupart des études n’ont fourni que des images floues et peu claires, plutôt que des photographies claires et nettes avec des détails clairs qui illustrent le comportement de la mouche décrit. De plus, bien que les comportements des mouches aient été largement étudiés (par exemple, la parade nuptiale et les combats), la plupart de ces articles ont utilisé des illustrations pour expliquer leurs recherches aux lecteurs.
Cet article décrit une approche simple et économique. En utilisant cette méthode, non seulement les différents comportements de la drosophile peuvent être observés, mais aussi tous les détails qui peuvent être observés sous un microscope stéréo zoom peuvent être enregistrés clairement et nettement. Bien sûr, cette méthode peut également être utilisée pour enregistrer la morphologie des mouches, car lorsqu’elles entrent dans un état de sommeil ou de semi-sommeil, le modèle stationnaire permet à l’utilisateur de prendre une photo ou une pile de photographies avec différents plans focaux pour obtenir une photo de profondeur de champ étendue. Ces méthodes peuvent être réalisées sans technologie compliquée et équipement coûteux ou même de superbes compétences manuelles.
La composante vidéo de cet article montre des vidéos de plusieurs comportements typiques des mouches. Le but de la diffusion de ces vidéos est double: l’un est de faire savoir au public ce qui peut être capturé et de présenter la qualité d’image obtenue en utilisant cette méthode; l’autre est de permettre aux nouveaux étudiants qui s’intéressent à la drosophile, mais qui n’ont pas encore eu l’occasion d’observer le comportement des mouches, de comprendre le comportement des mouches (comme la parade nuptiale, les combats) à travers ces vidéos claires plutôt que des illustrations ou des images floues.
Vidéo supplémentaire : Comportement de la mouche des fruits: <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62533/fly%20behavior.mp4" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.</a>

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>compact camera, Nikon P310</td>
			<td>Nikon</td>
			<td></td>
			<td>3-5x optical zoom, cam record 1080 P HD video</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ethylamine foam</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>60 mm x 60 mm x 15 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Food Blue No 1</td>
			<td></td>
			<td>CAS 3844-45-9</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>mini LED lights and transformer</td>
			<td>GODOX</td>
			<td>LED-P120</td>
			<td>have 5000-5600 K color temperature</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>small container (e.g. bottle cap)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>about &#216; 15 mm x 20 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>UV / Clear filter</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>high-quality UV/Clear filter with high transmittance, 30-40 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>zoom stereo microscope</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>5-50x zoom</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

an adjustable high-definition imaging system for behavioral studies of drosophila adults

Drosophila melanogaster est un modèle très puissant dans la recherche biologique, mais un mauvais modèle pour la photographie ou la vidéographie. Cet article décrit une méthode simple mais efficace pour observer et documenter le comportement ou la morphologie des mouches. Les mouches ont été placées dans une chambre d’observation translucide c.a. Ø15 x 5 mm (pas de nourriture à l’intérieur) ou Ø15 x 12 mm (avec un morceau de nourriture de 8 mm de haut à l’intérieur). Après avoir recouvert d’un filtre ultraviolet (UV) / clair avec une transmission lumineuse élevée, la chambre a été placée sous un stéréomicroscope à zoom 5-50x, et des mini-diodes électroluminescentes (LED) ont été placées des deux côtés du microscope pour éclairer la chambre afin d’obtenir une lumière uniforme, douce, lumineuse et presque sans ombre. Ensuite, un appareil photo numérique compact avec zoom optique 3-5x, qui peut enregistrer une vidéo haute définition 1080 P ou haute résolution (à une fréquence d’images de ≥30 ips), a été connecté à l’oculaire du microscope via un support, et des photos ou des vidéos ont été prises à travers l’oculaire. En ajustant le bouton de zoom du stéréomicroscope zoom, il était très facile de suivre les mouches et de prendre des images panoramiques ou détaillées en gros plan selon les besoins, tandis que la caméra enregistrait tout au microscope. Parce que les mouches peuvent rester à n’importe quelle position dans la chambre, elles peuvent être observées et enregistrées de toutes les directions. Les photographies ou vidéos prises sont de bonne qualité d’image. Cette méthode peut être utilisée à la fois pour la recherche scientifique et l’enseignement.

Photographiez à travers un filtre UV pour des images claires et nettes Effectuez une expérience simple pour observer la différence entre un filtre UV et un verre ordinaire en laboratoire. Prenez un flacon de culture de mouche, retirez le bouchon, placez-le sous un microscope à dissection stéréo et recouvrez-le (alternativement) d’un filtre UV et d’un couvercle de boîte de Pétri. Les photographies prises dans ces deux cas sont montrées à la figure 5. La photo...

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An Adjustable High-Definition Imaging System for Behavioral Studies of Drosophila Adults

Ce protocole décrit comment créer une simple chambre d’observation du comportement de la drosophile adulte et comment prendre des photographies / vidéos haute définition de la morphologie ou du comportement de différents types de mouches des fruits dans la chambre d’observation grâce à des méthodes relativement simples et abordables.

Un système d’imagerie haute définition réglable pour les études comportementales des adultes drosophiles

Drosophila melanogaster is a very powerful model in biological research, but a bad model for photography or videography. This paper describes a simple but ...

En raison de sa taille inconfortable, la drosophile est difficile à imager. Cette méthode démontre l’imagerie du comportement et de la morphologie des mouches à l’utilisation d’un stéréomicroscope. Ce protocole peut être utilisé à la fois pour la recherche scientifique et l’enseignement.La démonstration de la procédure sera Ms.Li Tong et Mme Weng Yujia, des étudiants de premier cycle qui font de la formation en recherche sous ma direction. Pour commencer, faites une chambre d’observation du comportement des mouches, ou FBOC, en utilisant un bouchon de bouteille en plastique translucide d’environ 17 par 22 millimètres ou en coupant une section de 17 millimètres à partir de l’extrémité épaisse d’une pointe de pipette de cinq millilitres. Versez 1% de gélose dans le FBOC pour ajuster sa profondeur.Si de la nourriture doit être placée dans le FBOC, versez la gélose pour obtenir une profondeur de 12 millimètres. Si la nourriture n’a pas besoin d’être placée dans le FBOC, versez la gélose à une profondeur de cinq millimètres pour suivre plus facilement les allées et venues des mouches des fruits. Si vous utilisez une pointe de pipette pour fabriquer un FBOC, placez la section de la pointe de la pipette de coupure dans une boîte de Petri de 35 ou 60 millimètres.Versez le gel de gélose à 1% dans la boîte de Petri d’une épaisseur d’environ cinq millimètres et attendez que la gélose se solidifie et scelle le fond du FBOC. Versez ensuite le gel de gélose dans le FBOC à l’épaisseur souhaitée. Fabriquez une base FBOC en percant un trou de 10 millimètres de profondeur au centre d’un morceau de feuille de mousse d’éthylamine du même diamètre que le FBOC.Insérez le FBOC dans le trou. Préparez des aliments pour mouches si nécessaire avec un milieu de levure, un régime artificiel ou du saccharose pur ou du glucose, selon le but de l’observation. Pour déterminer visuellement si les mouches se nourrissent, ajoutez des colorants alimentaires à la nourriture à une concentration finale de 12,5 milligrammes par 100 millilitres.Versez les aliments préparés dans une boîte de Pétri à une hauteur de huit millimètres. Après la solidification, placez la nourriture sur un rectangle dessiné sur du papier et coupez la nourriture en conséquence et placez-la sur un morceau de plastique et coupez-la dans une pyramide quadrangulaire ou une pyramide quadrangulaire frustum pour permettre l’enregistrement du comportement des mouches sous différents angles lorsque les mouches atterrissent sur la nourriture. Coupez un morceau de plastique et utilisez une pince à épiler pour placer le plastique et la nourriture au centre du FBOC.Versez 1% de gel de gélose dans une bouteille vide propre d’une épaisseur de 1 à 2 centimètres et placez-le à température ambiante pendant 1 à 2 heures. Transférez les mouches dans la bouteille et placez-la à 25 degrés Celsius pendant 36 heures ou plus. Refroidissez et inactivez les mouches dans de la glace pilée, triez-les sur un sac de glace et transférez-les au FBOC comme décrit précédemment.Après avoir transféré les mouches au FBOC, couvrez-le avec 30 à 40 millimètres d’UV ou de filtre transparent pour que la caméra forme un complexe FBOC. Placez le complexe FBOC sous le stéréomicroscope pour observation. Illuminez le FBOC.Montez des mini-lumières vidéo LED pour faire clignoter les supports de montage de sabots et placez les lumières sur les côtés gauche et droit du FBOC. Allumez les lumières et réglez la température de couleur à 5 000 à 5 600 Kelvin et la luminosité à 100% Allumez les lumières vidéo LED et ajustez le microscope à zoom stéréo jusqu’à ce que le bord du FBOC puisse être clairement vu à l’œil nu. Déplacez le FBOC au centre du champ de vision.Fixez la pince de l’adaptateur universel de l’appareil photo numérique du télescope à un oculaire du stéréomicroscope. Ensuite, fixez un appareil photo numérique compact à l’adaptateur en toute sécurité en tournant alternativement la vis de montage de l’appareil photo et la vis de fixation de l’appareil photo. Allumez l’appareil photo numérique et tournez les boutons de réglage fin horizontaux / verticaux jusqu’à ce que le bord FBOC apparaisse clairement au centre du champ de vision circulaire lumineux sur l’écran LCD de l’appareil photo.Faites pivoter la molette de mode en mode automatique de priorité d’ouverture. Appuyez sur le mode de mise au point du sélecteur multiple, choisissez macro en gros plan, puis appuyez sur le bouton OK. Déplacez le commutateur de zoom de l’extrémité grand angle à l’extrémité téléobjectif et zoomez sur l’image circulaire jusqu’à ce que sa partie centrale remplisse l’écran LCD complet.Appuyez sur le bouton d’enregistrement du film et commencez à enregistrer le comportement de la mouche. Tournez le bouton de mise au point du microscope jusqu’à ce que les mouches du FBOC soient clairement visibles. Choisissez le comportement de la mouche qui vous intéresse pour l’observation ou l’enregistrement vidéo.Tournez le bouton de zoom pour effectuer un zoom avant et arrière afin d’obtenir le grossissement souhaité pour l’observation ou l’enregistrement vidéo. La photographie représentative prise à travers le filtre UV est claire et nette, très similaire à la photographie prise lorsque le flacon de culture n’est pas recouvert. La qualité de la photo prise à travers le verre de la boîte de Petri est très médiocre et partiellement floue.Une photographie tirée de l’enregistrement vidéo montrant les détails de chaque partie du corps de la mouche est montrée ici. Parce que l’appareil photo est connecté à un stéréomicroscope à zoom, il est très facile de prendre des photos panoramiques à des prises de vue rapprochées à l’aide du système de zoom. Grâce à ce protocole, le comportement des mouches peut être observé et documenté pour plusieurs angles de vision.Par exemple, la mouche femelle frotte constamment l’ovipositeur avec ses pattes postérieures pendant le processus de ponte. Ce détail du comportement de ponte ne peut pas être vu clairement de côté. En utilisant cette méthode simple et économique, nous pouvons prendre un panoramique ou un gros plan du comportement et de la morphologie des mouches et obtenir une vidéo ou une photo de bonne qualité.

Research

JoVE Journal

Behavior

An Adjustable High-Definition Imaging System for Behavioral Studies of Drosophila Adults

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