Name: developing 3d organized human cardiac tissue within a microfluidic platform
Uploaded: 2021-06-15T15:00:00
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Nous tenons à remercier le NSF CAREER Award #1653193, arizona Biomedical Research Commission (ABRC) New Investigator Award (ADHS18-198872), et le Flinn Foundation Award pour avoir fourni des sources de financement pour ce projet. La ligne hiPSC, SCVI20, a été obtenue de Joseph C. Wu, MD, PhD au Stanford Cardiovascular Institute financé par NIH R24 HL117756. La ligne hiPSC, IMR90-4, a été obtenue auprès du WiCell Research Institute55,56.

Effectuer toute la manipulation des cellules et la préparation des réactifs dans une armoire de biosécurité. S’assurer que toutes les surfaces, tous les matériaux et tous les équipements qui entrent en contact avec les cellules sont stériles (c.-à-d. pulvériser de l’éthanol à 70 %). Les cellules doivent être cultivées dans un incubateur humidifié à 37 °C et 5 % deCO2. Toute la culture et la différenciation hiPSC sont effectuées dans des plaques à 6 puits.
1. Cr?...

La formation d’un modèle de tissu cardiaque humain in vitro avec des interactions cellule-cellule améliorées et une structure 3D biomimétique est impérative pour la recherche cardiovasculaire fondamentale et les applications cliniques correspondantes1. Ce protocole décrit explique le développement du tissu cardiaque anisotrope humain 3D dans un dispositif microfluidique, utilisant la co-culture des MC dérivés de cellules souches avec des FC conjonctifs encapsulés dans un hydro...

Les approches d’ingénierie tissulaire ont été largement explorées, ces dernières années, pour accompagner les résultats cliniques in vivo en médecine régénérative et en modélisation des maladies1,2. Un accent significatif a été particulièrement mis sur la modélisation in vitro des tissus cardiaques en raison des difficultés inhérentes à l’approvisionnement en tissu cardiaque primaire humain et à la production de substituts in vitro physiologiquement pertinents, limitant la compréhension fondamentale des mécanismes complexes des maladies cardiovasculaires (MCV)1,3. Les modèles traditionnels ont souvent impliqué des tests de culture monocouche 2D. Cependant, l’importance de la culture de cellules cardiaques dans un environnement 3D pour imiter à la fois le paysage natif du myocarde et les interactions cellulaires complexes a été largement caractérisée4,5. De plus, la plupart des modèles produits jusqu’à présent ont inclus une monoculture de MC différenciées des cellules souches. Cependant, le cœur est composé de plusieurs types de cellules6 au sein d’une architecture 3D complexe7,justifiant le besoin critique d’améliorer la complexité de la composition tissulaire au sein des modèles in vitro 3D pour mieux imiter les constituants cellulaires du myocarde natif.
À ce jour, de nombreuses approches différentes ont été explorées pour produire des modèles 3D biomimétiques du myocarde8. Ces approches vont des configurations expérimentales qui permettent le calcul en temps réel de la force générée, des MC mono-culture ensemencés sur des films minces (réputés films minces musculaires (MTF))9,à la co-culture de cellules cardiaques dans des matrices d’hydrogel 3D suspendues parmi des cantilevers autoportants (tissus cardiaques réputés modifiés (EHTs))10. D’autres approches se sont concentrées sur la mise en œuvre de techniques de micromoldage pour imiter l’anisotropie myocardique, des MC mono-culture dans un hydrogel 3D suspendu parmi des micropostes saillants dans une parcelle tissulaire11,aux MC mono-culture ensemencées parmi des microgrooves dentelés12,13. Il y a des avantages et des inconvénients inhérents à chacune de ces méthodes, par conséquent, il est pertinent d’utiliser la technique qui s’aligne sur l’application prévue et la question biologique correspondante.
La capacité d’améliorer la maturation des MC dérivés des cellules souches est essentielle pour l’ingénierie in vitro réussie du tissu myocardique de type adulte et la traduction des résultats suivants en interprétations cliniques. À cette fin, les méthodes de maturation des MC ont été largement explorées, tant en 2D qu’en 3D14,15,16. Par exemple, la stimulation électrique incorporée dans les EHTs, l’alignement forcé des MC avec la topographie de surface, les signaux, les facteurs de croissance de la co-culture et/ou les conditions d’hydrogel 3D, etc., conduisent tous à un changement en faveur de la maturation cm dans au moins l’un des éléments suivants: morphologie cellulaire, manipulation du calcium, structure sarcomérique, expression génique ou force contractile.
Parmi ces modèles, les approches qui utilisent des plateformes microfluidiques conservent certains avantages dans la nature, tels que le contrôle des gradients, l’entrée limitée des cellules et les réactifs minimaux nécessaires. En outre, de nombreuses répétitions biologiques peuvent être générées à la fois à l’aide de plates-formes microfluidiques, servant à mieux disséquer le mécanisme biologique d’intérêt et à augmenter la taille expérimentale de l’échantillon en faveur de la puissance statistique17,18,19. De plus, l’utilisation de la photolithographie dans le processus de fabrication de dispositifs microfluidiques permet la création de caractéristiques précises (p. ex., topographies) aux niveaux micro et nanométrique, qui servent de repères mésoscopiques pour améliorer la structure cellulaire environnante et l’architecture tissulaire au niveau macro18,20,21, 22 pour différentes applications dans la régénération tissulaire et la modélisation des maladies.
Nous avons précédemment démontré le développement d’un nouveau modèle 3D de tissu cardiaque sur puce qui intègre la topographie de surface, sous la forme de micropostes elliptiques innés, pour aligner les cellules cardiaques co-cultivées encapsulées par hydrogel dans un tissu anisotrope interconnecté20. Après 14 jours de culture, les tissus formés dans le dispositif microfluidique sont plus matures dans leur phénotype, leur profil d’expression génique, leurs caractéristiques de manipulation du calcium et leur réponse pharmaceutique par rapport aux contrôles monocouches et isotropes 3D23. Le protocole décrit ici décrit la méthode de création de ce tissu cardiaque humain co-cultivé et aligné (c.-à-d. anisotrope) 3D dans le dispositif microfluidique utilisant des MC dérivés de hiPSC. Plus précisément, nous expliquons les méthodes pour différencier et purifier les HIPSCs vers les MC, la supplémentation des hCF avec des MC pour produire une population établie de co-culture, l’insertion de la population cellulaire encapsulée dans l’hydrogel de collagène dans les dispositifs microfluidiques, et l’analyse ultérieure des tissus construits en 3D par des essais contractiles et immunofluorescentscents. Les micro-tissus 3D qui en résultent conviennent à diverses applications, y compris les études de biologie fondamentale, la modélisation CVD et les tests pharmaceutiques.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>0.65 mL centrifuge tubes</td>
			<td>VWR</td>
			<td>87003-290</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 mm Biopsy punch</td>
			<td>VWR</td>
			<td>95039-090</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1.5 mm Biopsy punch</td>
			<td>VWR</td>
			<td>95039-088</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>15 mL Falcon tubes</td>
			<td>VWR</td>
			<td>89039-670</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>18x18mm coverslips</td>
			<td>VWR</td>
			<td>16004-308</td>
			<td>The coverslips should be No.1, to allow for high magnification imaging</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4% paraformaldehyde</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>101176-014</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6-well flat botttom tissue-culture plates</td>
			<td>VWR</td>
			<td>82050-844</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>B27 minus insulin</td>
			<td>LifeTech</td>
			<td>A1895602</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>B27 plus insulin</td>
			<td>LifeTech</td>
			<td>17504001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CHIR99021</td>
			<td>VWR</td>
			<td>10188-030</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Collagen I, rat tail</td>
			<td>Corning</td>
			<td>47747-218</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMEM F12</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>11330057</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DPBS</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>21600069</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>E8</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>A1517001</td>
			<td>can also be made in house</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EDTA</td>
			<td>VWR</td>
			<td>45001-122</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FGM3</td>
			<td>VWR</td>
			<td>10172-048</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GFR-Matrigel</td>
			<td>VWR</td>
			<td>47743-718</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glycine</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>G8898-500G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Goat serum</td>
			<td>VWR</td>
			<td>10152-212</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>hESC-Matrigel</td>
			<td>Corning</td>
			<td>BD354277</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IPA</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IWP2</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>I0536-5MG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kimwipes</td>
			<td>VWR</td>
			<td>82003-820</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MTCS</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>440299-1L</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaN3</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>S2002-25G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaOH</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>S5881-500G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pen/Strep</td>
			<td>VWR</td>
			<td>15140122</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petri dish (150x15mm)</td>
			<td>VWR</td>
			<td>25384-326</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petri dish (60x15mm)</td>
			<td>VWR</td>
			<td>25384-092</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phenol Red</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P3532-5G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RPMI 1640</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>MT10040CM</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RPMI 1640 minus glucose</td>
			<td>VWR</td>
			<td>45001-110</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silicon Wafers (100mm)</td>
			<td>University Wafer</td>
			<td>1196</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium lactate</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>L4263-100ML</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SU8 2075</td>
			<td>Microchem</td>
			<td>Y111074 0500L1GL</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SU8 Developer</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>NC9901158</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sylgard Elastomer</td>
			<td>Essex Brownell</td>
			<td>DC-184-1.1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>T75 flasks</td>
			<td>VWR</td>
			<td>82050-856</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triton X-100</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>T8787-100ML</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TrypLE</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>12604021</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypsin-EDTA (0.5%)</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>15400054</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tween20</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P9416-50ML</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Y-27632</td>
			<td>Stem Cell Technologies</td>
			<td>72304</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EVG620 Aligner</td>
			<td>EVG</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plasma cleaner PDC-32G</td>
			<td>Harrick Plasma</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Zeiss AxioObserver Z1 microscope</td>
			<td>Nikon</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Leica SP8 Confocal microscope</td>
			<td>Leica</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

developing 3d organized human cardiac tissue within a microfluidic platform

La principale cause de décès dans le monde persiste sous forme de maladies cardiovasculaires (MCV). Cependant, la modélisation de la complexité physiologique et biologique du muscle cardiaque, le myocarde, est notoirement difficile à accomplir in vitro. Principalement, les obstacles résident dans le besoin de cardiomyocytes humains (MC) qui sont adultes ou présentent des phénotypes de type adulte et peuvent reproduire avec succès la complexité cellulaire du myocarde et l’architecture 3D complexe. Malheureusement, en raison de préoccupations éthiques et du manque de tissu cardiaque humain primaire dérivé du patient disponible, combinés à la prolifération minimale des MC, l’approvisionnement en MC humaines viables a été une étape limitative pour l’ingénierie des tissus cardiaques. À cette fin, la plupart des recherches ont fait la transition vers la différenciation cardiaque des cellules souches pluripotentes induites par l’homme (CSTH) comme source principale de MC humaines, ce qui a entraîné l’incorporation à grande échelle de HIPSC-MC dans les essais in vitro pour la modélisation des tissus cardiaques.
Ici, dans ce travail, nous démontrons un protocole pour le développement d’un tissu cardiaque humain dérivé de cellules souches matures 3D dans un dispositif microfluidique. Nous expliquons spécifiquement et démontrons visuellement la production d’un modèle 3D anisotrope de tissu cardiaque sur puce anisotrope à partir de MC dérivés de hiPSC. Nous décrivons principalement un protocole de purification pour sélectionner pour les MC, la co-culture de cellules avec un rapport défini par l’intermédiaire du mélange des MC avec des FC humains (hFC), et la suspension de cette co-culture dans l’hydrogel à base de collagène. Nous démontrons en outre l’injection de l’hydrogel chargé de cellules dans notre dispositif microfluidique bien défini, intégré avec des micropostes elliptiques décalés qui servent de topographie de surface pour induire un degré élevé d’alignement des cellules environnantes et de la matrice d’hydrogel, imitant l’architecture du myocarde natif. Nous envisageons que le modèle de tissu sur puce cardiaque anisotrope 3D proposé convient aux études de biologie fondamentale, à la modélisation des maladies et, grâce à son utilisation comme outil de dépistage, aux tests pharmaceutiques.

Pour obtenir une population hautement purifiée de MC à partir de HIPSCs, une version modifiée impliquant une combinaison du protocole de différenciation Lian33 et des étapes de purification de Tohyama34 est utilisée (voir la figure 1A pour la chronologie expérimentale). Les hiPSCs doivent être en forme de colonie, ~ 85% confluents, et répartis uniformément dans tout le puits de culture 3-4 jours après le passage, au début de la diff...

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Developing 3D Organized Human Cardiac Tissue within a Microfluidic Platform

Le but de ce protocole est d’expliquer et de démontrer le développement d’un modèle microfluidique tridimensionnel (3D) de tissu cardiaque humain fortement aligné, composé de cardiomyocytes dérivés de cellules souches co-cultivés avec des fibroblastes cardiaques (CFs) dans un hydrogel biomimétique et à base de collagène, pour des applications dans l’ingénierie tissulaire cardiaque, le criblage de drogue, et la modélisation de maladie.

Développement de tissu cardiaque humain organisé en 3D au sein d’une plate-forme microfluidique

The leading cause of death worldwide persists as cardiovascular disease (CVD). However, modeling the physiological and biological complexity of the heart ...

Les maladies cardiovasculaires demeurent la première cause de décès dans le monde. Les modèles in vitro traditionnels reposent sur la culture monocouche. Cependant, le cœur, en particulier le muscle cardiaque ou le myocarde, est complexe dans son anisotropie 3D et sa composition cellulaire.Par conséquent, il est essentiel d’améliorer la complexité de la composition tissulaire dans les modèles in vitro pour mieux imiter à la fois les constituants cellulaires et la structure du myocarde. Ici, dans ce travail, nous démontrons un protocole pour le développement d’un tissu cardiaque humain dérivé de cellules souches matures 3D dans un nouveau dispositif microfluidique. Ce dispositif intègre un canal tissulaire principal 3D avec des micropostes elliptiques innés qui induisent des degrés élevés d’alignement des cellules cardiaques encapsulées par hydrogel environnant.Le canal principal est flanqué de canaux médiatiques avec des ports d’injection qui permettent une diffusion des nutriments dans tout le tissu. En raison du soin exigé dans la manipulation des dispositifs microfluidiques, la représentation visuelle de ce protocole est utile pour établir correctement le tissu cardiaque 3D dans un dispositif microfluidique avec les micropostes incorporés pour l’alignement accru de tissu. Pour dissocier le fibroblaste cardiaque humain, sortez d’abord le ballon de l’incubateur.Mettez à l’intérieur de l’armoire de biosécurité et commencez à aspirer les milieux usés du ballon. Ensuite, prenez trois ML de PBS 1X pour laver le ballon. Fermez le bouchon et faire pivoter le ballon de manière à ce que le fond soit correctement recouvert de PBS.Aspirez le système de fourchettes de prix. Prendre trois ML de trypsine à 37 degrés et ajouter à la fiole. Inclinez ensuite le ballon et faites pivoter de sorte que le fond soit entièrement recouvert.Ensuite, mettez dans l’incubateur pendant quatre à six minutes. Neutraliser la trypsine avec la MGF3 en prenant trois ML et en ajoutant cela au ballon. Pipetter la solution de haut en bas pour déloger les cellules qui restent à l’arrière du ballon.Recueillir la suspension cellulaire dans un tube Falcon de 15 ML. Prenez 10 microlitres de la suspension cellulaire et distribuez-les dans un hémocytomètre pour compter les cellules avec un microscope. Centrifuger la suspension cellulaire à 250 G pendant quatre minutes.Après centrifugation, aspirer le surnageant en faisant attention à ne pas perturber le culot cellulaire. Ressuscitez le culot cellulaire avec FGM3 frais pour faire un désiré 75 millions de cellules par suspension ml. Ressuscitez les cellules, puis réglez le tube avec un capuchon lâchement ajusté.Pour dissocier les cardiomyocytes, sortez la plaque de l’incubateur et aspirez le support. Prenez six ML de PBS et lavez les puits de sorte qu’il y ait un ML de PBS dans chaque puits. Aspirer le PBS, en prenant soin de ne pas perturber les cellules attachées à la plaque.Ajoutez six ML de trypLE Express chauffé afin qu’il y ait un ML dans chaque puits d’une plaque de six puits. Incuber les cellules avec le trypLE pendant 10 minutes. Après 10 minutes, neutralisez le trypLE avec six ML de RPMI plus B27 plus insuline afin d’ajouter un ML de RMPI à chaque puits.Utilisez une pipette ML pour recueillir la solution et faites-la sauter contre l’arrière des puits pour vous assurer que toutes les cellules sont soulevées. Recueillir la suspension cellulaire dans un tube Falcon de 15 ML. Centrifuger le tube à 300 G pendant trois minutes.Après centrifugation, aspirer le support et la trypLE. Cette étape est importante pour laver les cardiomyocytes sensibles. Cette étape garantit que tout le trypLE a disparu dans la formation de tissu cardiaque 3D.Ressusciter la pastille de cellules dans cinq MLs de RPMI plus B27 plus insuline. Utilisez une pipette d’un ML pour pipetter la solution de haut en bas afin d’assurer une suspension de cellule homogène. Prenez 10 microlitres de la suspension cellulaire pour compter avec l’hémocytomètre.Centrifuger les cellules à 300 G pendant trois minutes. Aspirer le support après centrifugation pour la deuxième fois. Ajoutez la quantité appropriée de RPMI plus B27 plus insuline pour obtenir une suspension de 75 millions de cellules par ML, puis ressuscitez.Pour préparer la solution de collagène pour l’encapsulation, avoir tous les réactifs sur une glacière dans la hotte. Ensuite, prenez 75 microlitres du collagène d’origine. Le collagène est très visqueux, donc lentement absorbé avec la pipette, puis distribuer dans un tube de microcentrifuge sur de la glace.Prenez 13,85 microlitres de RPMI et ajoutez-les au collagène dans le tube falcon. Ensuite, prenez 10 microlitres de rouge de phénol et ajoutez au mélange sur de la glace et ressuscitez. Enfin, prenez 1,15 microlitres d’un NaOH normal et ajoutez à la suspension pour neutraliser.Ensuite, prenez une pointe de pipette de 200 microlitres et ressuscitez la suspension. La prochaine étape est l’encapsulation des cellules dans le metrogel de collagène. Ensuite, prenez une partie aliquote de huit microlitres de MC et ajoutez-la à un tube Falcon frais sur la glace.Ensuite, prenez deux microlitres de CS et ajoutez à ce mélange cellulaire. Remettez la suspension cellulaire sous suspension et saisissez 5,6 microlitres de la suspension cellulaire et mettez dans un tube Falcon frais. Ensuite, prenez le collagène que vous venez de préparer, prenez quatre microlitres du collagène, puis prenez 2,4 microlitres de metrogel.Pipetter le mélange de haut en bas pour assurer une distribution homogène de la suspension d’hydrogel cellulaire. Une fois l’injection de gel préparée, vous pouvez l’insérer dans les appareils. Prenez un nouveau conseil et ressuscitez.Prenez la boîte de Petri des appareils, insérez la pointe dans le port d’injection et injectez lentement et régulièrement. Vous verrez que le canal de l’appareil se remplit avec la suspension d’hydrogel cellulaire. Une fois l’autre port rempli, arrêtez l’injection et retirez la pointe.Après l’injection, retournez les appareils avec une pince à épiler et placez à l’intérieur de la plus grande boîte de Petri avec de l’eau dans l’incubateur pendant neuf minutes. Après neuf minutes, sortez les appareils de l’incubateur et retournez-les vers la verticale, puis replacez-les dans l’incubateur pendant neuf minutes supplémentaires pour terminer la polymérisation de l’hydrogel. Il est maintenant temps d’ajouter les médias.Alors, prenez RMPI plus B27 et insérez la pointe dans le port multimédia et commencez à pousser lentement. Ensuite, faites-le sur le port multimédia opposé. Vous constaterez peut-être que le support n’est pas injecté, vous pouvez donc placer une gouttelette de support sur le dessus du port, puis prendre la pipette et utiliser une pression négative pour tirer le média de l’autre côté.Donc, vous verrez que les médias commencent à être tirés à travers le canal. Une fois que les médias ont été ajoutés à tous les canaux médiatiques, les appareils seront remis dans l’incubateur à 37 degrés. Le dispositif microfluidique est représenté dans le coin supérieur gauche.Les jours un, sept, et 14 de la culture sont montrés cette image. Après 14 jours de culture, les cellules doivent se condenser en structures fortement alignées qui se forment autour des micropostes. Des traces du jour 14 sont montrées ici en C de contraction spontanée, ainsi que des images immunofluorescentes d’actine colorée et de tissus tachés de marqueur cardiaque.Ce qui devrait être vu, ce sont des fibres d’actine fortement alignées qui se forment après 14 jours en culture, ainsi que des sarcomères matures striés parallèles et des jonctions d’espace localisées. Au cours de cette procédure, il est essentiel de conserver tous les matériaux à basse température sur la glace pendant l’injection d’hydrogel cellulaire afin de prévenir la polymérisation prématurée. Les dispositifs microfluidiques doivent être manipulés avec soin, à la fois pendant la fabrication, l’injection et la culture tissulaire prolongée.Les injections cellulaires doivent être un processus régulier pour s’assurer que l’ensemble du canal s’est rempli rapidement afin d’éviter la polymérisation prématurée ou le dessèchement de l’hydrogel avant l’ajout du support.

Research

JoVE Journal

Bioengineering

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Recherche

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