Name: pre-chiasmatic, single injection of autologous blood to induce experimental subarachnoid hemorrhage in a rat model
Uploaded: 2021-06-18T14:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Pre-Chiasmatic, Single Injection of Autologous Blood to Induce Experimental Subarachnoid Hemorrhage in a Rat Model at JoVE.com

Le travail a été soutenu par la Fondation Lundbeck et la bourse d’excellence Lundbeck (n° R59-A5404). Les bailleurs de fonds n’ont joué aucun rôle dans aucune partie du manuscrit.

Cette procédure est effectuée conformément à la directive 2010/63/UE de l’Union européenne concernant la protection des animaux utilisés à des fins scientifiques et approuvée par l’Inspection danoise de l’expérimentation animale (licence n° 2016-15-0201-00940). La chirurgie est réalisée en utilisant la technique aseptique dans la mesure du possible, y compris des instruments stériles, des gants, des cathéters et des sutures. L’étude a utilisé des rats Sprague-Dawley mâles et femelles pesant de 23...

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	<li>van Gijn, J., Kerr, R. S., Rinkel, G. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Subarachnoid+haemorrhage.">Subarachnoid haemorrhage.</a> Lancet. 369 (9558), 306-318 (2007).</li><li>de Rooij, N. K., Linn, F. H. H., vander Plas, J. A., Algra, A., Rinkel, G. J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Incidence+of+subarachnoid+haemorrhage:+a+systematic+review+with+emphasis+on+region,+age,+gender+and+time+trends.">Incidence of subarachnoid haemorrhage: a systematic review with emphasis on region, age, gender and time trends.</a> Journal of Neurology, Neurosurgery, and Psychiatry. 78 (12), 1365-1372 (2007).</li><li>Feigin, V. L., Lawes, C. M., Bennett, D. A., Barker-Collo, S. 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L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Delayed+neurological+deterioration+after+subarachnoid+haemorrhage.">Delayed neurological deterioration after subarachnoid haemorrhage.</a> Nature Reviews. Neurology. 10 (1), 44-58 (2014).</li><li>Marbacher, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Systematic+review+of+in+vivo+animal+models+of+subarachnoid+hemorrhage:+species,+standard+parameters,+and+outcomes.">Systematic review of in vivo animal models of subarachnoid hemorrhage: species, standard parameters, and outcomes.</a> Translational Stroke Research. 10 (3), 250-258 (2019).</li><li>Prunell, G. F., Mathiesen, T., Svendgaard, N. -. 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L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+comparison+of+pathophysiology+in+humans+and+rodent+models+of+subarachnoid+hemorrhage.">A comparison of pathophysiology in humans and rodent models of subarachnoid hemorrhage.</a> Frontiers in Molecular Neuroscience. 11, 71 (2018).</li><li>Prunell, G. F., Svendgaard, N. A., Alkass, K., Mathiesen, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inflammation+in+the+brain+after+experimental+subarachnoid+hemorrhage.">Inflammation in the brain after experimental subarachnoid hemorrhage.</a> Neurosurgery. 56 (5), 1082-1091 (2005).</li><li>Prunell, G. F., Svendgaard, N. 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G., Wessell, A., Gerzanich, V., Sheth, K. N., Simard, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanisms+of+global+cerebral+edema+formation+in+aneurysmal+subarachnoid+hemorrhage.">Mechanisms of global cerebral edema formation in aneurysmal subarachnoid hemorrhage.</a> Neurocritical Care. 26 (2), 301-310 (2017).</li><li>Miyata, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vasa+vasorum+formation+is+associated+with+rupture+of+intracranial+aneurysms.">Vasa vasorum formation is associated with rupture of intracranial aneurysms.</a> Journal of Neurosurgery. , 1-11 (2019).</li><li>Tada, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Roles+of+hypertension+in+the+rupture+of+intracranial+aneurysms.">Roles of hypertension in the rupture of intracranial aneurysms.</a> Stroke. 45 (2), 579-586 (2014).</li><li>Nuki, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Elastase-induced+intracranial+aneurysms+in+hypertensive+mice.">Elastase-induced intracranial aneurysms in hypertensive mice.</a> Hypertension. 54 (6), 1337-1344 (1979).</li><li>Marbacher, S., Wanderer, S., Strange, F., Gr&#252;ter, B. E., Fandino, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Saccular+aneurysm+models+featuring+growth+and+rupture:+A+systematic+review.">Saccular aneurysm models featuring growth and rupture: A systematic review.</a> Brain Sciences. 10 (2), 101 (2020).</li><li>Altay, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isoflurane+on+brain+inflammation.">Isoflurane on brain inflammation.</a> Neurobiology of Disease. 62, 365-371 (2014).</li><li>Hockel, K., Trabold, R., Sch&#246;ller, K., T&#246;r&#246;k, E., Plesnila, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impact+of+anesthesia+on+pathophysiology+and+mortality+following+subarachnoid+hemorrhage+in+rats.">Impact of anesthesia on pathophysiology and mortality following subarachnoid hemorrhage in rats.</a> Experimental and Translational Stroke Medicine. 4 (1), 5 (2012).</li><li>Kamp, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Systematic+and+meta-analysis+of+mortality+in+experimental+mouse+models+analyzing+delayed+cerebral+ischemia+after+subarachnoid+hemorrhage.">A Systematic and meta-analysis of mortality in experimental mouse models analyzing delayed cerebral ischemia after subarachnoid hemorrhage.</a> Translational Stroke Research. 8 (3), 206-219 (2017).</li><li>Povlsen, G. K., Johansson, S. E., Larsen, C. C., Samraj, A. K., Edvinsson, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Early+events+triggering+delayed+vasoconstrictor+receptor+upregulation+and+cerebral+ischemia+after+subarachnoid+hemorrhage.">Early events triggering delayed vasoconstrictor receptor upregulation and cerebral ischemia after subarachnoid hemorrhage.</a> BMC Neuroscience. 14, 34 (2013).</li></ol>

Le modèle pré-chiasmatique à injection unique de SAH imite plusieurs éléments importants de l’HSA humain, y compris le pic de la PIC, la réduction de la CBF, l’ischémie globale transitoire, la régulation positive des marqueurs neuroinflammatoires et CVS 14,15,16,18,19,20. La sonde ICP a également été utilisée ...

L’hémorragie sous-arachnoïdienne non traumatique (HSA) est une forme d’AVC, représentant environ 5% de tous les cas. La cause la plus fréquente d’HSA non traumatique est la rupture soudaine d’un anévrisme (HSAa), qui représente 85% des HSA. D’autres causes incluent la rupture d’une malformation artério-veineuse, des coagulopathies et la rupture des veines dans l’hémorragie périmésencéphale1. Le taux d’incidence est de 9 pour 100 000 années-personnes avec une mortalité d’environ une sur trois et un autre tiers nécessitant le soutien de la vie quotidienne après l’HSA 2,3.
Après la stabilisation initiale et la confirmation du diagnostic, le traitement dépend de la gravité de l’hémorragie. Les patients les plus sévèrement atteints auront un drain extra-ventriculaire inséré dans les ventricules pour réduire la pression intracérébrale (PIC) et seront admis à l’unité de soins neurointensifs, où ils seront étroitement surveillés. Les patients subiront une angiographie pour identifier l’anévrisme (probable) et ensuite auront l’anévrisme enroulé ou coupé pour éviter une récidive hémorragique4. Malgré de nombreux essais de thérapies pharmacologiques, seule la nimodipine, un antagoniste des canaux calciques, a montré qu’elle améliorait les résultats5. Plusieurs essais cliniques sont actuellement en cours. Veuillez consulter l’examen par Daou et ses collègues pour une liste complète6.
La rupture d’un anévrisme a été décrite comme l’apparition soudaine du pire mal de tête jamais connu ou d’un coup de tonnerre. La rupture entraîne une forte augmentation de l’ICP suivie d’une réduction du débit sanguin cérébral (CBF). Cette réduction entraîne une ischémie globale du cerveau, ce qui peut entraîner une perte de conscience. Cette voie plus mécaniste, ainsi que la dégradation initiée des éléments extravasés du sang, donne lieu à la libération de cytokines et à l’activation du système immunitaire inné, ce qui entraîne une neuroinflammation stérile. En outre, une dégradation de la barrière hémato-encéphalique, entraînant un œdème cérébral et une perturbation de l’homéostasie ionique, est souvent observée. Tous ces changements et plus encore, appelés lésions cérébrales précoces (EBI), se produisent dans les deux premiers jours et entraînent une perte neuronale et une apoptose7.
Environ 1/3 des patients atteints d’HSAa développeront une ischémie cérébrale retardée (ICD) entre le 4e et le 14e jour8. L’ICD est définie comme le début d’une déficience neurologique focale ou une chute d’au moins deux points sur l’échelle de coma de Glasgow pendant au moins 1 h, lorsque d’autres causes, y compris les convulsions et les saignements répétés, sont exclues. L’ICD est associée à un risque accru de décès et à une diminution des résultats fonctionnels après l’HSAa9. Le vasospasme cérébral (CVS), le rétrécissement des artères cérébrales, est connu pour être associé à l’ICD depuis des décennies et était autrefois considéré comme la seule raison de l’ICD. Il a depuis été démontré que le SVC peut se produire sans le développement d’ICD et d’autres facteurs, y compris la thrombose et la constriction microvasculaires, la dépression de propagation corticale et une réponse inflammatoire de l’EBI ont depuis été identifiés10,11,12.
En raison de la grande influence de l’EBI et du DCI sur l’évolution de la maladie et l’issue des patients atteints, les modèles animaux doivent les imiter dans la plus grande mesure possible, tout en restant reproductibles. Les chercheurs ont utilisé un large éventail de modèles différents chez une variété d’animaux, des souris aux primates non humains, pour essayer de simuler l’HSA. Les rats sauvages Sprague-Dawley et Wistar sont actuellement les animaux de laboratoire les plus couramment utilisés, et les modèles les plus courants sont le modèle de perforation endovasculaire, le modèle de double injection citerne-magna, et enfin le modèle pré-chiasmatique à injection unique, qui sera décrit dans cet article13.
Le modèle pré-chiasmatique à injection unique a été développé à l’origine par Prunell et ses collègues pour remédier à certaines des lacunes des autres modèles expérimentaux14. La chirurgie, lorsqu’elle est maîtrisée, est hautement reproductible et minimise les variations entre les animaux. Le modèle imite l’HSA chez l’homme sur plusieurs points, y compris l’augmentation soudaine de la PIC suite à l’injection de sang, entraînant une ischémie globale transitoire due à une chute du CBF15,16. Il affecte la circulation antérieure, qui est l’endroit où la plupart des HSA chez l’homme se produisent17. La mortalité varie de 10% à 33% selon l’étude et la quantité de sang injectée14,18. La mort cellulaire retardée et la neuroinflammation peuvent être détectées les jours 2 et 7, fournissant ainsi des variables pour étudier les conséquences de l’EBI et de l’ICD19,20.
L’étude présente une description mise à jour du modèle d’injection unique pré-chiasmatique chez le rat ainsi qu’une description de la façon d’utiliser la sonde ICP comme port pour l’administration intrathécale de produits pharmaceutiques.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>16 G peripheral vein catheter</td>
			<td>BD Venflon</td>
			<td>393229</td>
			<td>Needle shortened, distal 1 cm curved. Wings removed</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anesthesia bell/ chamber</td>
			<td>Unknown</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blood gas analyzer</td>
			<td>Radiometer</td>
			<td>ABL80</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blood pressure (BP) monitor</td>
			<td>Adinstruments</td>
			<td>ML117</td>
			<td>Connects to Powerlab</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved forceps, 12 cm x 3</td>
			<td>F.S.T</td>
			<td>11001-12</td>
			<td>For anesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cylindrical pillow, 28 cm x 4 cm</td>
			<td>Homemade</td>
			<td></td>
			<td>Made from surgical towels</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Data acquisition hardware</td>
			<td>Adinstruments</td>
			<td>ML870 Powerlab</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Data acquistion software</td>
			<td>Adinstruments</td>
			<td>LabChart 6.0</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drill</td>
			<td>KMD</td>
			<td>1189</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drill controller</td>
			<td>Silfradent</td>
			<td>300 IN</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flexible light</td>
			<td>Schott</td>
			<td>KL200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heating pad</td>
			<td>Minco</td>
			<td>1135</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hypodermic needle, 20 G</td>
			<td>KD Medical</td>
			<td>301300</td>
			<td>Connects to stereotaxic frame</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ICP monitor</td>
			<td>Adinstruments</td>
			<td>ML117</td>
			<td>Connects to Powerlab</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane vaporizer</td>
			<td>Ohmeda</td>
			<td>TEC3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laptop</td>
			<td>Lenovo</td>
			<td>T410</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laser doppler monitor</td>
			<td>Adinstruments</td>
			<td>ML191</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laser doppler probe</td>
			<td>Oxford Optronics</td>
			<td>MSF100XP</td>
			<td>Connects to laser doppler monitor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needle holder, 13 cm</td>
			<td>F.S.T</td>
			<td>12001-13</td>
			<td>For anesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Precision syringe, 0.025 mL</td>
			<td>Hamilton</td>
			<td>547407</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereotaxic frame</td>
			<td>Kopf Instruments</td>
			<td>M900</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical microscope</td>
			<td>Carl Zeiss</td>
			<td>F170</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suture needle</td>
			<td>Allgaier</td>
			<td>1245</td>
			<td>For anesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Temperaure controller</td>
			<td>CWE,INC.</td>
			<td>TC-1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Transducer x 2</td>
			<td>Adinstruments</td>
			<td>MLT0699</td>
			<td>Connects to BP and ICP monitor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ventilator</td>
			<td>Ugo Basile</td>
			<td>7025</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Veterinary clipper</td>
			<td>Aesculap</td>
			<td>GT421</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3-pronged Blair retractor, 13.5 cm</td>
			<td>Agnthos</td>
			<td>17022--13</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blunt Alm retractor</td>
			<td>F.S.T</td>
			<td>17008-07</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved forceps, 12 cm x 2</td>
			<td>F.S.T</td>
			<td>11001-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needle holder, 13 cm</td>
			<td>F.S.T</td>
			<td>12001-13</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight Dumont forceps, 11 cm</td>
			<td>F.S.T</td>
			<td>11252-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight Halsted-Mosquito hemostat x 2</td>
			<td>F.S.T</td>
			<td>13008-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight Iris scissor, 9 cm</td>
			<td>F.S.T</td>
			<td>14090-09</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight Vannas scissor, 10.5 cm</td>
			<td>F.S.T</td>
			<td>15018-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Absorpable swabs</td>
			<td>Kettenbach</td>
			<td>31603</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Black silk thread, 4-0, 5 x 15 cm</td>
			<td>V&#246;mel</td>
			<td>14757</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bone wax</td>
			<td>Aesculap</td>
			<td>1029754</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Carbomer eye gel 2 mg/g</td>
			<td>Paranova</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton swab</td>
			<td>Heinz Herenz</td>
			<td>WA-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton tipped applicator x 4</td>
			<td>Selefa</td>
			<td>120788</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hypodermic needle, 23 G x2</td>
			<td>KD Medical</td>
			<td>900284</td>
			<td>Connects to stopcock. Remove distal end</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hypodermic needle, 23 G x3</td>
			<td>KD Medical</td>
			<td>900284</td>
			<td>Remove distal end. 2 connects to stopcock, 1 to syringe</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ICP probe:</td>
			<td>Homemade</td>
			<td></td>
			<td>Made of the following:</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polythene tubing, 20 mm</td>
			<td>Smiths medical</td>
			<td>800/100/200</td>
			<td>Inner diameter (ID): 0.58 mm, Outer diameter (OD): 0.96 mm.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silicone tubing, 10 mm</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>15202710</td>
			<td>ID: 0.76 mm, OD: 2.4 mm.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silicone tubing, 2 mm</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>11716513</td>
			<td>ID: 1.0 mm, OD: 3.0 mm.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro hematocrit tubes</td>
			<td>Brand</td>
			<td>7493 11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>OP-towel, 45 cm x75 cm</td>
			<td>M&#246;lnlycke</td>
			<td>800430</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PinPort adapter, 22 G</td>
			<td>Instech</td>
			<td>PNP3F22</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PinPort injector</td>
			<td>Instech</td>
			<td>PNP3M</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polythene tubing, 2 x 20 cm</td>
			<td>Smiths medical</td>
			<td>800/100/200</td>
			<td>Connects to syringe. ID: 0.58 mm, OD: 0.96 mm.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rubberband</td>
			<td>Unknown</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel, 10 blade</td>
			<td>Kiato</td>
			<td>23110</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spinalneedle, 25 G x 3.5&#39;&#39;</td>
			<td>Braun</td>
			<td>5405905-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stopcock system, Discofix x 2</td>
			<td>Braun</td>
			<td>16494C</td>
			<td>Connects to transducer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suture, 4-0, monofil, non-resorbable x 3</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>EH7145H</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe, 1 mL</td>
			<td>BD Plastipak</td>
			<td>1710023</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe, luer-lock, 10 mL x 4</td>
			<td>BD Plastipak</td>
			<td>305959</td>
			<td>Connects to transducer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue adhesive glue</td>
			<td>3M</td>
			<td>1469SB</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.5% Chlorhexidine spirit</td>
			<td>Faaborg Pharma</td>
			<td>210918</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Carprofen 50 mg/mL</td>
			<td>ScanVet</td>
			<td>43715</td>
			<td>Diluted 1:10</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Baxter</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isotonic saline</td>
			<td>Amgros</td>
			<td>16404</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lidocaine-Adrenaline 10 mg/5 &#181;g/mL</td>
			<td>Amgros</td>
			<td>16318</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

pre-chiasmatic, single injection of autologous blood to induce experimental subarachnoid hemorrhage in a rat model

Malgré les progrès réalisés dans le traitement au cours des dernières décennies, l’hémorragie sous-arachnoïdienne (HSA) continue de porter un lourd fardeau de morbidité et de mortalité, touchant en grande partie une population assez jeune. Plusieurs modèles animaux d’HSA ont été développés pour étudier les mécanismes physiopathologiques à l’origine de l’HSA et tester des interventions pharmacologiques. Le modèle pré-chiasmatique à injection unique chez le rat présenté dans cet article est un modèle expérimental d’HSA avec un volume sanguin prédéterminé. Brièvement, l’animal est anesthésié, intubé et maintenu sous ventilation mécanique. La température est régulée avec un coussin chauffant. Un cathéter est placé dans l’artère de la queue, permettant une mesure continue de la pression artérielle ainsi que des prélèvements sanguins. La membrane atlanto-occipitale est incisée et un cathéter pour l’enregistrement de la pression est placé dans la citerne magna pour permettre la mesure de la pression intracérébrale. Ce cathéter peut également être utilisé pour des interventions thérapeutiques intrathécales. Le rat est placé dans un cadre stéréotaxique, un trou de bavure est percé antérieurement au bregma, et un cathéter est inséré à travers le trou de bavure et placé juste avant le chiasme optique. Le sang autologue (0,3 mL) est prélevé du cathéter de queue et injecté manuellement. Il en résulte une augmentation de la pression intracérébrale et une diminution du flux sanguin cérébral. L’animal est maintenu sous sédation pendant 30 minutes et reçoit une solution saline sous-cutanée et des analgésiques. L’animal est extubé et retourné dans sa cage. Le modèle pré-chiasmatique a un taux de reproductibilité élevé et une variation limitée entre les animaux en raison du volume sanguin prédéterminé. Il imite l’HSA chez l’homme, ce qui en fait un modèle pertinent pour la recherche sur les SEP.

Les femmes ont un risque accru d’HSAA par rapport aux hommes. Malgré cela, les rongeurs mâles sont principalement utilisés dans les expériences en raison du biais possible de l’hétérogénéité du cycle de l’oestrus chez les femelles. Les résultats représentatifs présentés ici proviennent d’une publication récente comparant les rats femelles et mâles, confirmant que le modèle produit des résultats similaires chez les animaux femelles par rapport aux rats mâles21. L’étude ...

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Pre-Chiasmatic, Single Injection of Autologous Blood to Induce Experimental Subarachnoid Hemorrhage in a Rat Model

L’hémorragie sous-arachnoïdienne continue de porter un lourd fardeau de mortalité et de morbidité chez l’homme. Pour faciliter la poursuite des recherches sur la maladie et sa physiopathologie, un modèle pré-chiasmatique à injection unique est présenté.

Injection unique pré-chiasmatique de sang autologue pour induire une hémorragie sous-arachnoïdienne expérimentale chez un rat

Despite advances in treatment over the last decades, subarachnoid hemorrhage (SAH) continues to carry a high burden of morbidity and mortality, largely ...

Ce modèle d’hémorragie sous-arachnoïdienne nous aide à mieux comprendre les mécanismes physiopathologiques et les conséquences. Nous espérons que cela permettra de générer des thérapies, réduisant ainsi le fardeau de la maladie chez les patients atteints. Le principal avantage de cette technique est qu’elle est hautement reproductible, car une quantité fixe de sang est injectée.De plus, il ressemble à une hémorragie sous-arachnoïdienne humaine dans les paramètres clés. Pour fabriquer la sonde ICP, brûlez une extrémité d’un morceau de tube en polyéthylène de 20 millimètres, en faisant une plaque circulaire et en gardant la lumière ouverte. Ensuite, glissez un anneau de tube en silicone d’un millimètre sur le tube en polyéthylène avant de connecter un morceau de tube en silicone de 10 millimètres à l’extrémité du tube en polyéthylène.Ensuite, anesthésiez, intuberez et cathétérisez un rat Sprague Dawley avant de le placer dans un cadre stéréotaxique. Après l’administration de l’anesthésie locale, faire une incision cutanée de huit millimètres caudale à partir de la ponction de l’aiguille dans la ligne médiane. Sous un microscope à dissection, disséquez tous les muscles carrément en couches pour identifier la membrane atlanto-occipitale.Ensuite, utilisez l’écarteur de bras pour retenir la musculature du cou, en plaçant le rétracteur caudale si nécessaire. Après avoir vérifié que la sonde ICP stérile est connectée au transducteur ICP, rincez la sonde ICP avec une solution saline, en vous assurant qu’il n’y a pas de bulles d’air dans la sonde. À l’aide d’une aiguille de calibre 23, inciser la membrane atlanto-occipitale en faisant un trou pour amadouer doucement la sonde ICP à travers la membrane.Tirez légèrement la sonde et assurez-vous qu’elle montre une courbe pulsée comprise entre zéro et cinq millimètres de mercure. Si ce n’est pas le cas, retirez la sonde, revérifiez la connexion au transducteur et confirmez le flux à travers la lumière. Dans la zone où la membrane atlanto-occipitale s’enroule autour de la sonde, appliquez deux gouttes de colle tissulaire.Déplacez ensuite le tube en silicone d’un millimètre vers l’avant vers la membrane, avant d’appliquer de la colle supplémentaire pour minimiser le risque de déplacement de la sonde ICP. Une fois la sonde ICP collée, retirez l’enrouleur. Ensuite, à l’aide d’une suture monofilament 4-0 non résorbable, placez une suture horizontale du matelas à l’extrémité caudale de l’incision et une suture simple interrompue à l’extrémité céphalique.Pour placer la sonde laser-Doppler, faites une incision caudale de 15 millimètres dans la ligne médiane, en commençant juste avant les yeux. Après avoir enlevé le tissu conjonctif et les muscles avec une pince, utilisez l’extrémité d’un coton-tige stérile comme rougine pour identifier le bregma et les sutures coronales. Après avoir placé l’écarteur armé, placez une aiguille vertébrale de calibre 25 dans le cadre stéréotaxique exactement sur le bregma et notez la position.Ensuite, retirez l’aiguille du bregma. Déplacez le cadre vers l’avant de 6,5 millimètres. Replacez ensuite l’aiguille dans la ligne médiane pour marquer le côté du perçage.Forer jusqu’à ce que la dure-mère soit identifiée sous l’os. À l’aide d’une pince droite, retirez délicatement les fragments d’os. Ensuite, remplissez la cavité avec de la cire d’os.Ensuite, trois à quatre millimètres latéraux à droite du bregma et juste avant la suture coronale pour le laser-doppler, percez un autre trou. Veillez à ne pas pénétrer dans la dure-mère. Recherchez les vaisseaux où le laser-doppler peut mesurer le flux sanguin.Placez le doppler laser et vérifiez les valeurs. Une valeur minimale de 100 unités de flux est requise. Si les valeurs restent acceptables après avoir retiré le microscope, ajoutez une goutte de colle pour fixer la sonde.Vérifiez à nouveau si la valeur est supérieure à 80 unités de flux. Pour induire une hémorragie sous-arachnoïdienne, insérez doucement l’aiguille à travers le crâne dans la ligne médiane entre les hémisphères jusqu’à ce que la résistance soit ressentie en raison de la base du crâne. Rétractez l’aiguille d’un millimètre pour assurer un placement correct juste avant le chiasme optique.Pour assurer le résultat le plus homogène lors de l’injection de sang, tournez l’aiguille dans le sens des aiguilles d’une montre de 90 degrés de sorte que la pointe de l’aiguille pointe vers la droite. Ensuite, retirez le talon aiguille. Après un équilibrage de 15 minutes, ajuster le niveau d’anesthésie pour obtenir une pression artérielle moyenne comprise entre 80 et 100 millimètres de mercure.Ensuite, effectuez une analyse des gaz du sang pour confirmer que le pH, la pression partielle du dioxyde de carbone et la pression partielle de l’oxygène sont dans les paramètres physiologiques. Ensuite, à l’aide d’une seringue d’un millilitre avec une aiguille émoussée de calibre 23, prélevez 500 microlitres de sang du cathéter de queue. Pour éviter l’injection d’air, remplissez l’espace mort de la chambre à aiguilles vertébrale avec du sang.Après avoir ajusté le volume de sang dans la seringue à 300 microlitres, connectez la seringue à l’aiguille vertébrale. Ensuite, en saisissant fermement autour de la seringue, injectez le sang manuellement pour dépasser la pression artérielle moyenne. Observez une forte augmentation de la pression intracérébrale et une chute concomitante du flux sanguin cérébral.30 minutes après l’induction de l’hémorragie sous-arachnoïdienne, retirez l’aiguille et la sonde laser-Doppler. Et remplissez les cavités avec de la cire d’os. À l’aide d’une suture monofilament 4-0 non résorbable, fermez l’incision avec deux sutures horizontales du matelas.Pour utiliser la sonde ICP pour les injections dans la citerne magna, retirez le tube en silicone et insérez un adaptateur de port de broche dans le tube en polyéthylène. Pour effectuer une administration intrathécale pendant que l’animal est éveillé, placez un injecteur à orifice sur une seringue de précision. Administrez ensuite le traitement via l’adaptateur de port à broches.Si les administrations intrathécales ne doivent pas être effectuées, coupez la suture interrompue simple. Ensuite, à l’aide de ciseaux, raccourcissez la sonde ICP autant que possible et collez l’extrémité pour éviter les fuites de liquide céphalorachidien. Fermez l’incision avec une suture monofilament 4-0 non résorbable.Dans l’évaluation de la fonction motrice sensorielle globale à l’aide du test du pôle rotatif, les rats atteints d’hémorragie sous-arachnoïdienne induite expérimentalement ont obtenu des résultats significativement moins bons 24 et 48 heures après la chirurgie par rapport aux animaux fictifs. La sensibilité à l’endothéline-1, un agoniste de la famille des récepteurs de l’endothéline-1, a significativement augmenté deux jours après une hémorragie sous-arachnoïdienne dans les artères basilaire et cérébrale moyenne des rats expérimentaux par rapport à celles des témoins fictifs. Les deux artères des rats expérimentaux ont également montré une augmentation similaire de la sensibilité à la 5-carboxamidotryptamine, un agoniste de la famille des récepteurs de la 5-hydroxytryptamine.Après la procédure, des tests neurocomportementaux ainsi que des analyses tissulaires, y compris l’immunohistochimie, la PCR, l’analyseur de transfert Western peuvent être effectués pour analyser les conséquences et les mécanismes.

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Autologous Blood Injection to Model Spontaneous Intracerebral Hemorrhage in Mice

Injection de sang autologue au modèle spontané Hémorragie intracérébrale chez la souris

Investigation of the pathophysiology of injury after intracerebral
hemorrhage (ICH) requires a reproducible animal model.  While ICH
accounts for 10-15% ...

Recherche

Neurosciences

Visual Evoked Potential Recording in a Rat Model of Experimental Optic Nerve Demyelination

Enregistrement Potentiel évoqué visuel dans un modèle de rat of Experimental Optic Nerve démyélinisation

The visual evoked potential (VEP) recording is widely used in clinical practice to assess the severity of optic neuritis in its acute phase, and to ...

Rat Model of Widespread Cerebral Cortical Demyelination Induced by an Intracerebral Injection of Pro-Inflammatory Cytokines

Modèle de rat de démyélinisation corticale cérébrale généralisée induite par une injection intracérébrale de cytokines pro-inflammatoires

Multiple sclerosis (MS) is the most common immune-mediated disease of the central nervous system (CNS) and progressively leads to physical disability and ...

A Volumetric Method for Quantification of Cerebral Vasospasm in a Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage

Une méthode volumétrique pour la Quantification du vasospasme cérébral dans un modèle murin d’hémorragie sous-arachnoïdienne

Subarachnoid hemorrhage (SAH) is a subtype of hemorrhagic stroke. Cerebral vasospasm that occurs in the aftermath of the bleeding is an important factor ...

A Benchtop Approach to the Location Specific Blood Brain Barrier Opening using Focused Ultrasound in a Rat Model

Une approche benchtop à l’ouverture spécifique de barrière de cerveau de sang d’emplacement utilisant l’ultrason focal dans un modèle de rat

Stereotaxic surgery is the gold standard for localized drug and gene delivery to the rodent brain. This technique has many advantages over systemic ...

Double Direct Injection of Blood into the Cisterna Magna as a Model of Subarachnoid Hemorrhage

Double injection directe de sang dans la Cisterna Magna comme modèle d’hémorragie subarachnoïde

Among strokes, subarachnoid hemorrhage (SAH) consecutive to the rupture of a cerebral arterial aneurysm represents 5-9% but is responsible for about 30% ...

Massive Pontine Hemorrhage by Dual Injection of Autologous Blood

Hémorragie pontine massive par double injection de sang autologue

We provide a protocol to establish a massive pontine hemorrhage model in a rat. Rats weighing about 250 grams were used in this study. One hundred ...

A Rat Model of EcoHIV Brain Infection

Un modèle de rat d’infection cérébrale EcoHIV

It has been well studied that the EcoHIV infected mouse model is of significant utility in investigating HIV associated neurological complications. ...

Analysis of Cerebral Vasospasm in a Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage with High Frequency Transcranial Duplex Ultrasound

Analyse du vasospasme cérébral dans un modèle murin d’hémorragie sous-arachnoïdienne avec ultrason duplex transcrânien à haute fréquence

Cerebral vasospasm that occurs in the weeks after subarachnoid hemorrhage, a type of hemorrhagic stroke, contributes to delayed cerebral ischemia. A ...

Endovascular Perforation Model for Subarachnoid Hemorrhage Combined with Magnetic Resonance Imaging (MRI)

Endovascular Perforation Model for Subarachnoid Hemorrhage Combined with Magnetic Resonance Imaging MRI

Modèle de perforation endovasculaire pour l’hémorragie sous-arachnoïdienne combinée à l’imagerie par résonance magnétique (IRM)

The endovascular filament perforation model to mimic subarachnoid hemorrhage (SAH) is a commonly used model - however, the technique can cause a high ...