Name: immunofluorescent labeling of plant virus and insect vector proteins in hemipteran guts
Uploaded: 2021-05-14T15:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Immunofluorescent Labeling of Plant Virus and Insect Vector Proteins in Hemipteran Guts at JoVE.com

Ce travail a été soutenu par des subventions de la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (31630058 à X.W. et 31772134 à W.L.).

1. Élevage d’insectes non virulifères
<ol><li>Collecter les WBPH dans les rizières et les élever avec des plants de riz dans des béchers en verre de 1 L recouverts d’un filet anti-insectes dans un incubateur à 28 °C avec 16 h de lumière et 8 h d’obscurité. Comme le SRBSDV n’est pas transmis par les œufs, les nymphes nouvellement écloses ne sont pas virulifères.</li>
	<li>À l’aide d’un stylo-brosse, brosser doucement les insectes du bécher dans un nouveau bécher de plants de riz frais chaque s...

<ol>
	<li>Nault, L. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Arthropod+transmission+of+plant+viruses:+a+new+synthesis.">Arthropod transmission of plant viruses: a new synthesis.</a> Annals of the Entomological Society of America. 90 (5), 521-541 (1997).</li><li>Mitchell, P. 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U., Wang, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+insights+on+the+transmission+mechanism+of+tenuiviruses+by+their+vector+insects.">New insights on the transmission mechanism of tenuiviruses by their vector insects.</a> Current Opinion in Virology. 33, 13-17 (2018).</li><li>Qin, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Invasion+of+midgut+epithelial+cells+by+a+persistently+transmitted+virus+is+mediated+by+sugar+transporter+in+its+insect+vector.">Invasion of midgut epithelial cells by a persistently transmitted virus is mediated by sugar transporter in its insect vector.</a> PLOS Pathogens. 14, 1007201 (2018).</li><li>Coons, A. H., Creech, H. J., Jones, R. 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(159), e60728 (2020).</li><li>Than, W., Qin, F. L., Liu, W. W., Wang, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+Sogatella+furcifera+proteome+that+interact+with+P10+protein+of+southern+rice+black-streaked+dwarf+virus.">Analysis of Sogatella furcifera proteome that interact with P10 protein of southern rice black-streaked dwarf virus.</a> Scientific Reports. 6, 32445 (2016).</li><li>Pu, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transmission+characteristics+of+Southern+rice+black-streaked+dwarf+virus+by+rice+planthoppers.">Transmission characteristics of Southern rice black-streaked dwarf virus by rice planthoppers.</a> Crop Protection. 41, 71-76 (2012).</li><li>Jia, D., Chen, H., Mao, Q., Liu, Q., Wei, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Restriction+of+viral+dissemination+from+the+midgut+determines+incompetence+of+small+brown+planthopper+as+a+vector+of+southern+rice+black-streaked+dwarf+virus.">Restriction of viral dissemination from the midgut determines incompetence of small brown planthopper as a vector of southern rice black-streaked dwarf virus.</a> Virus Research. 167, 404-408 (2012).</li><li>Zhang, X., Zhang, L., Liu, W., Li, L., Wang, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preparation+and+application+of+the+antibodies+of+Sogatella+furcifera+VAMP7+and+Vti1a+proteins+in+expressed+in+Escherichia+coli.">Preparation and application of the antibodies of Sogatella furcifera VAMP7 and Vti1a proteins in expressed in Escherichia coli.</a> Plant Protection. 47, 55-60 (2021).</li><li>Ammar, E. D., Nault, L. R., Rodriquez, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Internal morphology and ultrastructure of leafhoppers and planthoppers. , 1 (1985).</li><li>Tsai, J., Perrier, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Morphology+of+the+digestive+and+reproductive+systems+of+Dalbulus+maidis+and+Graminella+nigrifrons+(Homoptera:+Cicadellidae).">Morphology of the digestive and reproductive systems of Dalbulus maidis and Graminella nigrifrons (Homoptera: Cicadellidae).</a> Fla Entomology. 79, 563 (1996).</li><li>Wei, T., Li, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rice+reoviruses+in+insect+vectors.">Rice reoviruses in insect vectors.</a> Annual Review of Phytopathology. 54, 99-120 (2016).</li><li>Kruse, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Combining'omics+and+microscopy+to+visualize+interactions+between+the+Asian+citrus+psyllid+vector+and+the+Huanglongbing+pathogen+Candidatus+Liberibacter+asiaticus+in+the+insect+gut.">Combining'omics and microscopy to visualize interactions between the Asian citrus psyllid vector and the Huanglongbing pathogen Candidatus Liberibacter asiaticus in the insect gut.</a> PLoS ONE. 12, 0179531 (2017).</li><li>Koga, R., Tsuchida, T., Fukatsu, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quenching+autofluorescence+of+insect+tissues+for+in+situ+detection+of+endosymbionts.">Quenching autofluorescence of insect tissues for in situ detection of endosymbionts.</a> Applied Entomology and Zoology. 44, 281-291 (2009).</li><li>King, R. S., Newmark, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+situ+hybridization+protocol+for+enhanced+detection+of+gene+expression+in+the+planarian+Schmidtea+mediterranea.">In situ hybridization protocol for enhanced detection of gene expression in the planarian Schmidtea mediterranea.</a> BMC Developmental Biology. 13, 8 (2013).</li></ol>

Pour de meilleurs résultats, quelques points clés doivent être pris en compte. Tout d’abord, un ratio élevé d’insectes virulifères par rapport à la population totale est nécessaire. Bien que le PAA minimum pour le SRBSDV par les nymphes et les adultes de WBPH soit de 5 min17, les insectes devraient être autorisés à se nourrir de plants de riz frais infectés par le SRBSDV pendant 2 jours pour atteindre une efficacité d’acquisition allant jusqu’à 80%. Étant donné que les viri...

La plupart des virus végétaux décrits sont transmis par des insectes de l’ordre des hémiptères qui comprend les pucerons, les aleurodes, les cicadelles, les cicadelles et les thrips 1,2. Les pièces buccales perçantes-suceuses des insectes hémiptères percent le tissu végétal pour nourrir et sécréter de la salive, transmettant simultanément efficacement le virus2. Différents mécanismes de transmission des virus végétaux par les insectes vecteurs ont été décrits. Ceux-ci incluent non persistant, semi-persistant et persistant. Le type persistant est soit non multiplicatif, soitmultiplicateur 3,4, mais pour ces deux types, le virus transmis doit se déplacer dans tout le corps de l’insecte. En mode de propagation persistante, les virus infectent et se répliquent d’abord dans les cellules épithéliales de l’intestin de l’insecte, puis se disséminent dans différents tissus, et éventuellement dans les glandes salivaires, d’où ils peuvent ensuite être introduits dans une plante par la salive lors de l’alimentation des insectes 5,6. Les virus transmis de manière persistante se déplacent à travers différents organes et se répliquent dans leurs insectes vecteurs, ce qui nécessite des interactions spécifiques entre les composants du virus et du vecteur à différents stades 7,8.
Les protéines virales et les protéines d’insectes doivent interagir pour faciliter les processus critiques de reconnaissance, d’infection, de réplication ou de dissémination du viruschez les insectes vecteurs 9,10. Bien que la microscopie optique puisse être utilisée pour observer les structures cellulaires chez les insectes, elle ne peut pas montrer la distribution du virion, la localisation cellulaire ou la colocalisation des protéines virales et des protéines d’insectes, ou l’ultrastructure des tissus et des cellules des insectes. Le marquage par immunofluorescence a d’abord été effectué par Coons et al. dans les cellules phagocytaires de la souris au moyen du marquage d’anticorps spécifiques à la fluorescéine, et maintenant il est largement utilisé11. La technique d’immunofluorescence, également connue sous le nom de technique des anticorps de fluorescence, est l’une des premières techniques de marquage immunologique développées et est basée sur la réaction de liaison spécifique entre l’antigène et l’anticorps11,12. L’anticorps connu est d’abord marqué avec de la fluorescéine, qui est utilisée comme sonde pour détecter les antigènes correspondants dans les cellules ou les tissus13,14. Une fois que l’anticorps marqué à la fluorescéine s’est lié à l’antigène correspondant dans les cellules ou les tissus, la sonde émettra une fluorescence brillante lorsqu’elle est irradiée avec des longueurs d’onde d’excitation et vue avec un microscope à fluorescence pour localiser l’antigène15.
La plupart des insectes vecteurs des virus végétaux sont des hémiptères. Une densité de population plus élevée d’insectes vecteurs ayant une efficacité de transmission élevée du virus végétal peut entraîner des épidémiesvirales 5. Le virus du nain strié noir du riz méridional (SRBSDV, genre Fijivirus, famille Reoviridae), l’un des agents pathogènes les plus graves du riz, s’est rapidement propagé dans les zones rizicoles d’Asie de l’Est et du Sud-Est et a causé de graves pertes de rendement depuis 201016,17. Les adultes et les nymphes de la cicadelle à dos blanc (WBPH, Sogatella furcifera Horváth) transmettent le SRBSDV au riz de manière persistante et multiplicatrice avec une grande efficacité. Des études sur le terrain ont montré que les éclosions de naines noires du riz induites par le SRBSDV coïncident généralement avec la migration massive sur de longues distances des globules du riz occidental, un facteur crucial dans les épidémies de SRBSDV 7,8,18. La protéine membranaire associée aux vésicules 7 (VAMP7) est un récepteur soluble de la protéine de fixation du facteur sensible au N-éthylmaléimide (SNARE), qui peut servir de médiateur dans le transport de substances par fusion de vésicules. VAMP7 interagit avec la protéine de capside majeure externe du SRBSDV in vitro, ce qui indique que VAMP7 pourrait être étroitement associé à la transmission du virus16.
Dans le protocole présenté ici, nous avons excisé l’intestin de l’HPBT virulifère à titre d’exemple pour marquer les virions SRBSDV et VAMP7 dans les cellules épithéliales de l’intestin moyen16. En tant que site d’invasion initial du virus, l’épithélium de l’intestin moyen joue un rôle essentiel dans l’infection, la réplication et la transmission du virus. Tout d’abord, nous avons détaillé les étapes pour exciser l’intestin des nymphes et des adultes de WBPH. Deuxièmement, nous avons utilisé des anticorps spécifiques marqués à la fluorescéine pour marquer les virions SRBSDV et VAMP7 dans les cellules épithéliales intestinales. Ensuite, nous avons observé les cellules épithéliales et l’emplacement cellulaire des virions et VAMP7 via un microscope confocal à balayage laser. Les résultats ont montré que les virions SRBSDV et VAMP7 pouvaient colocaliser dans le cytoplasme des cellules épithéliales de l’intestin moyen, suggérant que la fonction spécifique de VAMP7 pourrait être liée à la dissémination des virions des cellules épithéliales de l’intestin moyen.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>3% Bull serum albumin (BSA)</td>
			<td>Coolaber</td>
			<td>SL1331</td>
			<td>Dilute antibodies</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cover glass</td>
			<td>Solarbio</td>
			<td>YA0771-18*18mm</td>
			<td>For slide making</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissecting microscope</td>
			<td>Beitja</td>
			<td>XTL-7045B1</td>
			<td>For insect dissection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laser scanning confocal microscope</td>
			<td>Zeiss</td>
			<td>Zeiss LSM880</td>
			<td>Observe fluorescence signal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope slides</td>
			<td>Solarbio</td>
			<td>ZBP-7105</td>
			<td>For slide making</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mounting medium with 4&#39;6-diamidino-2-phenylindole (DAPI)</td>
			<td>Abcam</td>
			<td>AB104139</td>
			<td>Label cell necleus</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraformaldehyde</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>158127</td>
			<td>For tissues fixation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phalloidin</td>
			<td>&#160;Invitrogen</td>
			<td>A22284</td>
			<td>Label actin of midgut epithiels</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triton X-100</td>
			<td>Amresco</td>
			<td>0290C484</td>
			<td>For tissues permeation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tweezers (5-SA)</td>
			<td>AsOne</td>
			<td>6-7905-40</td>
			<td>For insect dissection</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

immunofluorescent labeling of plant virus and insect vector proteins in hemipteran guts

La plupart des virus végétaux dans la nature sont transmis d’une plante à l’autre par des insectes hémiptères. Une forte densité de population d’insectes vecteurs qui sont très efficaces pour la transmission du virus joue un rôle clé dans les épidémies de virus dans les champs. L’étude des interactions virus-insecte vecteur peut faire progresser notre compréhension de la transmission virale et des épidémies dans le but de concevoir de nouvelles stratégies pour contrôler les virus végétaux et leurs insectes vecteurs. Le marquage par immunofluorescence a été largement utilisé pour analyser les interactions entre les agents pathogènes et les hôtes et est utilisé ici chez la cicadelle à dos blanc (WBPH, Sogatella furcifera), qui transmet efficacement le virus nain strié noir du riz du sud (SRBSDV, genre Fijivirus, famille Reoviridae), pour localiser les virions et les protéines d’insectes dans les cellules épithéliales de l’intestin moyen. À l’aide de la microscopie confocale à balayage laser, nous avons étudié les caractéristiques morphologiques des cellules épithéliales de l’intestin moyen, la localisation cellulaire des protéines d’insectes et la colocalisation de virions et d’une protéine d’insecte. Ce protocole peut être utilisé pour étudier les activités virales chez les insectes, les fonctions des protéines d’insectes et les interactions entre le virus et l’insecte vecteur.

La figure 1 illustre toutes les étapes de ce protocole : élevage d’insectes, acquisition de virus, excision de l’intestin, marquage immunofluorescent et fabrication de la lame.
Les intestins de WBPH excisés des adultes ont été fixés dans du paraformaldéhyde à 4% (m / v), perméabilisés avec 2% (v / v) Triton X-100, puis incubés avec Dylight 633 phalloïdine10,18. La micrographie confocale à ...

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Immunofluorescent Labeling of Plant Virus and Insect Vector Proteins in Hemipteran Guts

Ce protocole de marquage immunofluorescent des protéines virales végétales et des protéines d’insectes vecteurs dans les intestins d’insectes excisés peut être utilisé pour étudier les interactions entre les insectes virus et vecteurs, les fonctions des protéines d’insectes et les mécanismes moléculaires sous-jacents à la transmission du virus.

Marquage immunofluorescent de protéines de virus végétaux et d’insectes vecteurs dans les intestins d’hémiptères

Most plant viruses in nature are transmitted from one plant to another by hemipteran insects. A high population density of the vector insects that are ...

Ce protocole peut être utilisé pour étudier divers mouvements chez les insectes, les fonctions des protéines d’insectes et les interactions entre le virus et l’insecte vecteur in vivo. Cette méthode est efficace et informative. Les structures de l’intestin de l’insecte et des cellules auxiliaires sont clairement visualisées lorsqu’elles sont visualisées avec la microscopie confocale à balayage laser.La démonstration de la procédure sera Lu Zhang, PhD de notre laboratoire. Pour commencer, transférez les insectes non virulifères des béchers en verre au virus nain strié noir du riz du sud frais, SRBSDV, des plants de riz infectés recouverts d’un filet à l’épreuve des insectes pendant une période d’accès de deux jours à l’acquisition du virus. Ensuite, collectez les insectes dans des béchers en verre contenant des plants de riz frais.Après deux jours, collectez les insectes des béchers en verre à l’aide d’un aspirateur manuel pour la dissection et l’excision de l’intestin. Préparer 0,01 molaire PBS, 4% de paraformaldéhyde et 2% Triton X-100 comme décrit dans le manuscrit texte. Utilisez une pipette pour placer 100 microlitres de PBS sur une lame de verre et placez la lame sur la scène d’un microscope optique.Utilisez un aspirateur manuel pour recueillir les adultes infectés par le SRBSDV dans les béchers en verre et placez-les dans un tube de 1,5 millilitre sur de la glace pour paralyser les insectes. Transférez un adulte paralysé dans les 100 microlitres de PBS sur la lame avec l’abdomen vers le haut. Utilisez une pince à épiler pour serrer le corps et retirez la tête avec une autre pince à épiler.Avec une pince à épiler, serrez les côtés de l’abdomen et serrez l’ovipositeur ou l’organe copulateur de la queue avec l’autre ensemble, puis tirez délicatement la membrane intersegmentaire d’un segment abdominal pour exposer lentement l’intestin dans l’abdomen. Continuez à arracher la membrane et retirez progressivement l’intestin complet de l’abdomen. Retirez doucement la queue qui est reliée à l’extrémité de l’intestin pour enlever l’intestin complet.Placez les boyaux excisés dans un tube à centrifuger de 200 microlitres. Ajouter 200 microlitres de PBS dans le tube et utiliser une pipette pour bien laver les tripes. Utilisez une pipette pour placer 100 microlitres de PBS sur une lame de verre et placez la lame sur la scène d’un microscope optique.Utilisez un aspirateur manuel pour recueillir les nymphes infectées par le SRBSDV dans les béchers en verre et placez-les dans un tube de 1,5 millilitre placé sur de la glace pour paralyser les insectes. Transférer une nymphe paralysée dans les 100 microlitres de tampon sur la lame avec l’abdomen tourné vers le haut. Détachez la queue de la nymphe, puis serrez le corps de l’insecte pour le fixer doucement et utilisez l’autre paire pour serrer la tête.Éloignez doucement la tête du corps tout en maintenant son attachement à l’intestin afin que la tête soit détachée du corps, mais que l’intestin soit toujours attaché au thorax et à l’abdomen. Avec la pince à épiler toujours en serrant le corps, utilisez l’autre paire pour déplacer la tête avec précaution et retirez progressivement l’intestin. Détachez l’intestin de la tête pour obtenir un intestin intact sans endommager le corps.Placez les boyaux excisés dans un tube. Ajouter le PBS au tube et aspirer doucement libérer la solution avec une pipette pour bien laver les tripes. Préparer les anticorps et le support de montage comme décrit dans le manuscrit textuel.Placez les boyaux WBPH fraîchement excisés et lavés au PBS dans 100 microlitres de paraformaldéhyde à 4% dans un tube centrifuge de 200 microlitres à température ambiante. Après deux heures, remplacez la solution de paraformaldéhyde par 200 microlitres de PBS. Après 10 minutes, retirez le PBS pour éliminer tout paraformaldéhyde et répétez l’étape de lavage PBS deux fois.Après deux lavages PBS, ajoutez 200 microlitres de détergent non ionique Triton X-100 pour perméabiliser les échantillons à température ambiante. Après 30 minutes, retirez le Triton X-100 et lavez tout détergent restant avec trois lavages de 10 minutes avec du PBS. Diluer les anticorps marqués un à 50 avec 50 microlitres d’albumine de sérum de taureau.Ajouter les anticorps dilués dans le tube et incuber les échantillons pendant la nuit à quatre degrés Celsius. Le matin après avoir retiré l’anticorps, laver le diluant d’anticorps restant avec trois lavages de 10 minutes avec du PBS. Diluer un microlitre de DyLight 633-Phalloïdine avec 50 microlitres de PBS et ajouter 50 microlitres de phalloïdine diluée dans le tube pour une incubation de deux heures à température ambiante.Après avoir retiré la phalloïdine, lavez soigneusement la phalloïdine restante avec trois lavages de 10 minutes avec du PBS. Placez une goutte de support de montage contenant du DAPI sur une lame de microscope. Transférer les boyaux dans le milieu et placer délicatement le verre de couverture sur l’échantillon sans créer de bulles.La micrographie confocale représentative à balayage laser des intestins WBPH excisés d’adultes après marquage à la phalloïdine a montré trois sections: l’intestin antérieur, l’intestin moyen et l’intestin postérieur. Parmi ceux-ci, l’intestin moyen est le site d’infection initial du SRBSDV. La structure cellulaire épithéliale monocouche de l’intestin facilite l’étude de la localisation cellulaire des protéines d’insectes et la colocalisation des protéines virales et des insectes.Les intestins WBPH excisés avec DyLight 488 marqué anti-VAMP-7 et les virions SRBSDV avec anticorps anti-SRBSDV marqués DyLight 549 sont présentés ici. Il a été démontré que les virions VAMP-7 et SRBSDV co-localisent dans le cytoplasme, ce qui suggère que VAMP-7 pourrait jouer un rôle dans la transmission du virus in vivo. Les intestins perméabilisés doivent être soigneusement nettoyés après l’incubation avec des anticorps conjugués à la luciférine afin de réduire le bruit de fond et la liaison non spécifique.Il s’agit d’une méthode fiable pour visualiser la localisation du virus, d’autres agents pathogènes et des protéines d’insectes chez les insectes. Il fournit la base pour d’autres études de la relation entre les agents pathogènes et les insectes.

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RNA interference (RNAi) is a highly specific gene-silencing phenomenon triggered by dsRNA1. This silencing mechanism uses two major classes of RNA ...

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Biologie

ReAsH/FlAsH Labeling and Image Analysis of Tetracysteine Sensor Proteins in Cells

ReAsH / Flash d&#39;étiquetage et d&#39;analyse d&#39;images de protéines dans les cellules du capteur Tetracysteine

Fluorescent proteins and dyes are essential tools for the study of protein trafficking, localization and function in cells.  While fluorescent 
proteins ...

Agrobacterium-Mediated Virus-Induced Gene Silencing Assay In Cotton

Agrobacterium induite par le virus Assay Gene Silencing En Coton

Cotton (Gossypium hirsutum) is one of the most important crops worldwide. Considerable efforts have been made on molecular breeding of new varieties.  The ...

Metabolic Labeling and Membrane Fractionation for Comparative Proteomic Analysis of Arabidopsis thaliana Suspension Cell Cultures

Metabolic Labeling and Membrane Fractionation for Comparative Proteomic Analysis of Arabidopsis thaliana Suspension Cell Cultures

Marquage métabolique et la membrane de fractionnement pour comparative Analyse protéomique de<em&gt; Arabidopsis thaliana</em&gt; Cultures Suspension cellulaires

Plasma membrane microdomains are features based on the physical properties of the lipid and sterol environment and have particular roles in signaling ...

Physiological Recordings and RNA Sequencing of the Gustatory Appendages of the Yellow-fever Mosquito Aedes aegypti

Physiological Recordings and RNA Sequencing of the Gustatory Appendages of the Yellow-fever Mosquito Aedes aegypti

Physiologiques Recordings et ARN séquençage des annexes gustatives du Mosquito fièvre jaune<em&gt; Aedes aegypti</em

Electrophysiological recording of action potentials from sensory neurons of mosquitoes provides investigators a glimpse into the chemical perception of ...

A Comparative Analysis of Recombinant Protein Expression in Different Biofactories: Bacteria, Insect Cells and Plant Systems

Une analyse comparative des recombinant expression des protéines dans différents bio-usines: bactéries, cellules d&#39;insectes et Plant Systems

Plant-based systems are considered a valuable platform for the production of recombinant proteins as a result of their well-documented potential for the ...

High-throughput CRISPR Vector Construction and Characterization of DNA Modifications by Generation of Tomato Hairy Roots

Haut-débit CRISPR Vector Construction et caractérisation de l&#39;ADN Modifications par génération de tomate Poilu Roots

Targeted DNA mutations generated by vectors with clustered regularly interspaced short palindromic repeats (CRISPR)/Cas9 technology have proven useful for ...

Transient Expression and Cellular Localization of Recombinant Proteins in Cultured Insect Cells

Expression transitoire et localisation cellulaire des protéines recombinantes dans les cellules d&#39;insectes Cultured

Heterologous protein expression systems are used for the production of recombinant proteins, the interpretation of cellular trafficking/localization, and ...

Direct Agroinoculation of Maize Seedlings by Injection with Recombinant Foxtail Mosaic Virus and Sugarcane Mosaic Virus Infectious Clones

Agroinoculation directe de plants de maïs par injection avec le virus recombinant de la mosaïque de la queue de renard et le virus de la mosaïque de la canne à sucre Clones infectieux

Agrobacterium-based inoculation approaches are widely used for introducing viral vectors into plant tissues. This study details a protocol for the ...

Immunofluorescent Staining for Visualization of Heterochromatin Associated Proteins in Drosophila Salivary Glands

Immunofluorescent Staining for Visualization of Heterochromatin Associated Proteins in Drosophila Salivary Glands

Coloration immunofluorescente pour la visualisation des protéines associées à l’hétérochromatine dans les glandes salivaires de la drosophile

Visualization of heterochromatin aggregates by immunostaining can be challenging. Many mammalian components of chromatin are conserved in Drosophila ...