Name: extraction and visualization of protein aggregates after treatment of escherichia coli with a proteotoxic stressor
Uploaded: 2021-06-29T13:30:00
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Ce travail a été soutenu par les fonds de démarrage de l’Illinois State University School of Biological Sciences, l’Illinois State University New Faculty Initiative Grant et la subvention NIAID R15AI164585 (à J.-U. D.). G.M.A. a été soutenu par l’Illinois State University Undergraduate Research Support Program (à G.M.A.). K. P. H. a été soutenu par une bourse RISE fournie par le Service allemand d’échanges universitaires (DAAD). Les auteurs remercient le Dr Uwe Landau et le Dr Carsten Meyer de Largentech Vertriebs GmbH pour avoir fourni la poudre AGXX. Les figures 1, Figure 2, Figure 3, Figure 4et Figure 5 ont été générées avec Biorender.

1. Traitement du stress des souches d’E. coli MG1655 et CFT073
<ol><li>Inoculer 5 mL de bouillon de lysogénie (LB) avec une seule colonie de souche commensale d’E. coli MG1655 et de souche uropathogène E. coli (UPEC) CFT073, respectivement, et incuber pendant 14 à 16 h (pendant la nuit) à 37 °C et 300 tr/min. REMARQUE: Escherichia coli CFT073 est un agent pathogène humain. La manipulation du CFT073 doit être effectuée avec des mesures de biosécurité appropriées dans...

<ol>
	<li>Dahl, J. -. U., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=HdeB+functions+as+an+acid-protective+chaperone+in+bacteria.">HdeB functions as an acid-protective chaperone in bacteria.</a> Journal of Biological Chemistry. 290 (1), 65-75 (2015).</li><li>Foit, L., George, J. S., Zhang, B. W., Brooks, C. L., Bardwell, J. C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chaperone+activation+by+unfolding.">Chaperone activation by unfolding.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (14), 1254-1262 (2013).</li><li>Sultana, S., Foti, A., Dahl, J. -. U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bacterial+defense+systems+against+the+neutrophilic+oxidant+hypochlorous+acid.">Bacterial defense systems against the neutrophilic oxidant hypochlorous acid.</a> Infection and Immunity. 88 (7), 00964 (2020).</li><li>Dahl, J. -. U., Gray, M. J., Jakob, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protein+quality+control+under+oxidative+stress+conditions.">Protein quality control under oxidative stress conditions.</a> Journal of Molecular Biology. 427 (7), 1549-1563 (2015).</li><li>Groitl, B., Dahl, J. -. U., Schroeder, J. 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J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Polyphosphate+is+a+primordial+chaperone.">Polyphosphate is a primordial chaperone.</a> Molecular Cell. 53 (5), 689-699 (2014).</li><li>Weids, A. J., Ibstedt, S., Tam&#225;s, M. J., Grant, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distinct+stress+conditions+result+in+aggregation+of+proteins+with+similar+properties.">Distinct stress conditions result in aggregation of proteins with similar properties.</a> Scientific Reports. 6, 24554 (2016).</li><li>Mogk, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+thermolabile+Escherichia+coli+proteins:+prevention+and+reversion+of+aggregation+by+DnaK+and+ClpB.">Identification of thermolabile Escherichia coli proteins: prevention and reversion of aggregation by DnaK and ClpB.</a> EMBO Journal. 18 (24), 6934-6949 (1999).</li><li>Fay, A., Glickman, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+essential+nonredundant+role+for+mycobacterial+DnaK+in+native+protein+folding.">An essential nonredundant role for mycobacterial DnaK in native protein folding.</a> PLoS Genetics. 10 (7), 1004516 (2014).</li><li>Schramm, F. D., Heinrich, K., Th&#252;ring, M., Bernhardt, J., Jonas, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+essential+regulatory+function+of+the+DnaK+chaperone+dictates+the+decision+between+proliferation+and+maintenance+in+Caulobacter+crescentus.">An essential regulatory function of the DnaK chaperone dictates the decision between proliferation and maintenance in Caulobacter crescentus.</a> PLoS Genetics. 13 (12), 1007148 (2017).</li><li>Maisonneuve, E., Fraysse, L., Moinier, D., Dukan, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Existence+of+abnormal+protein+aggregates+in+healthy+Escherichia+coli+cells.">Existence of abnormal protein aggregates in healthy Escherichia coli cells.</a> Journal of Bacteriology. 190 (3), 887-893 (2008).</li><li>Heiss, A., Freisinger, B., Held-F&#246;hn, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Enhanced+antibacterial+activity+of+silver-ruthenium+coated+hollow+microparticles.">Enhanced antibacterial activity of silver-ruthenium coated hollow microparticles.</a> Biointerphases. 12 (5), (2017).</li><li>Papnayotou, I., Sun, B., Roth, A. F., Davis, N. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protein+aggregation+induced+during+glass+bead+lysis+of+yeast.">Protein aggregation induced during glass bead lysis of yeast.</a> Yeast. 27 (10), 801-816 (2010).</li><li>Chuang, S. E., Blattner, F. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+twenty-six+new+heat+shock+genes+of+Escherichia+coli.">Characterization of twenty-six new heat shock genes of Escherichia coli.</a> Journal of Bacteriology. 175 (16), 5242-5252 (1993).</li><li>Imlay, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+molecular+mechanisms+and+physiological+consequences+of+oxidative+stress:+Lessons+from+a+model+bacterium.">The molecular mechanisms and physiological consequences of oxidative stress: Lessons from a model bacterium.</a> Nature Reviews Microbiology. 11 (7), 443-454 (2013).</li><li>M&#252;hlhofer, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+heat+shock+response+in+yeast+maintains+protein+homeostasis+by+chaperoning+and+replenishing+proteins.">The heat shock response in yeast maintains protein homeostasis by chaperoning and replenishing proteins.</a> Cell Reports. 29 (13), 4593-4607 (2019).</li><li>Chandrangsu, P., Rensing, C., Helmann, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Metal+homeostasis+and+resistance+in+bacteria.">Metal homeostasis and resistance in bacteria.</a> Nature Reviews Microbiology. 15, 338-350 (2017).</li><li>Stevens, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=HSP60/10+chaperonin+systems+are+inhibited+by+a+variety+of+approved+drugs,+natural+products,+and+known+bioactive+molecules.">HSP60/10 chaperonin systems are inhibited by a variety of approved drugs, natural products, and known bioactive molecules.</a> Bioorganic and Medicinal Chemistry Letters. 29 (9), 1106-1112 (2019).</li><li>Schramm, F. D., Schroeder, K., Alvelid, J., Testa, I., Jonas, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Growth-driven+displacement+of+protein+aggregates+along+the+cell+length+ensures+partitioning+to+both+daughter+cells+in+Caulobacter+crescentus.">Growth-driven displacement of protein aggregates along the cell length ensures partitioning to both daughter cells in Caulobacter crescentus.</a> Molecular Microbiology. 111 (6), 1430-1448 (2019).</li></ol>

Ce protocole décrit une méthodologie optimisée pour l’analyse de la formation d’agrégats protéiques après traitement de différentes souches d’E. coli avec un antimicrobien protéotoxique. Le protocole permet l’extraction simultanée de fractions protéiques insolubles et solubles à partir de cellules E. coli traitées et non traitées. Par rapport aux protocoles existants pour l’isolement des agrégats de protéines à partir des cellules14,</sup...

Les bactéries sont inévitablement exposées à une myriade de stress environnementaux, y compris un faible pH (par exemple, dans l’estomac des mammifères)1,2, des espèces réactives de l’oxygène et du chlore (ROS / RCS) (par exemple, lors d’une explosion oxydative dans les phagocytes)3,4,5, des températures élevées (par exemple, dans les sources chaudes ou pendant un choc thermique)6,7, et plusieurs antimicrobiens puissants (par exemple, AGXX utilisé dans ce protocole)8. Les protéines sont particulièrement vulnérables à l’un de ces facteurs de stress, et l’exposition peut provoquer un dépliage / un mauvais repliement des protéines qui s’agréger ensuite. Tous les organismes emploient des systèmes de protection qui leur permettent de faire face au mauvais repliement des protéines9. Cependant, un stress sévère peut submerger la machinerie de contrôle de la qualité des protéines et perturber la structure secondaire et / ou tertiaire des protéines, ce qui finit par inactiver les protéines. En conséquence, les agrégats de protéines peuvent gravement altérer les fonctions cellulaires critiques nécessaires à la croissance et à la survie bactériennes, à la résistance au stress et à la virulence10. Par conséquent, la recherche axée sur l’agrégation des protéines et ses conséquences sur les bactéries est un sujet pertinent en raison de son impact potentiel sur le contrôle des maladies infectieuses.
Le déploiement et l’agrégation des protéines induites par la chaleur sont souvent réversibles7. En revanche, d’autres stress protéotoxiques, tels que le stress oxydatif, peuvent provoquer des modifications irréversibles des protéines par l’oxydation de chaînes latérales d’acides aminés spécifiques, entraînant un dépliage / mauvais repliement des protéines et, éventuellement, une agrégation des protéines4. La formation induite par le stress d’agrégats protéiques insolubles a été largement étudiée dans le contexte des chaperons moléculaires et de leurs fonctions protectrices chez les levures et les bactéries11,12,13. Plusieurs protocoles ont été publiés qui utilisent une variété de techniques biochimiques pour l’isolement et l’analyse des agrégats de protéines insolubles14,15,16,17. Les protocoles existants ont principalement été utilisés pour étudier l’agrégation des protéines bactériennes lors d’un choc thermique et/ou l’identification de chaperons moléculaires. Bien que ces protocoles aient certainement été une avancée dans le domaine, il y a quelques inconvénients majeurs dans les procédures expérimentales car ils nécessitent (i) un grand volume de culture bactérienne allant jusqu’à10 L 14,17, (ii) des processus de perturbation physique compliqués, y compris l’utilisation de perturbateurs cellulaires, Français presse et / ou sonication14,15,17, ou (iii) des répétitions chronophages étapes de lavage et d’incubation15,16,17.
Cet article décrit un protocole modifié qui vise à remédier aux limites des approches précédentes et permet l’analyse de la quantité d’agrégats de protéines formés dans deux souches différentes d’Escherichia coli après traitement avec un revêtement de surface antimicrobien protéotoxique. Le revêtement est composé de métal-argent (Ag) et de ruthénium (Ru) conditionnés avec de l’acide ascorbique, et son activité antimicrobienne est obtenue par la génération d’espèces réactives de l’oxygène8,18. On trouvera ici une description détaillée de la préparation de la culture bactérienne après traitement avec le composé antimicrobien et une comparaison de l’état d’agrégation des protéines lors de l’exposition de deux souches d’E. coli présentant des profils de sensibilité distincts à l’augmentation de la concentration de l’antimicrobien. La méthode décrite est peu coûteuse, rapide et reproductible et peut être utilisée pour étudier l’agrégation des protéines en présence d’autres composés protéotoxiques. En outre, le protocole peut être modifié pour analyser l’impact des délétions de gènes spécifiques sur l’agrégation des protéines dans une variété de bactéries différentes.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Chemicals/Reagents</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acetone</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>67-64-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>30% Acrylamide/Bisacrylamide solution 29:1</td>
			<td>Bio-Rad</td>
			<td>1610156</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ammonium persulfate</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>A3678-100G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Benzonase nuclease</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>E1014-5KU</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bluestain 2 Protein ladder, 5-245 kDa</td>
			<td>GoldBio</td>
			<td>P008-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#946;-mercaptoethanol</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>M6250-100ML</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bromophenol blue</td>
			<td>GoldBio</td>
			<td>B-092-25</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Coomassie Brilliant Blue R-250</td>
			<td>MP Biomedicals LLC</td>
			<td>821616</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D-Glucose</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>G8270-1KG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D-Sucrose</td>
			<td>Acros Organics</td>
			<td>57-50-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethylenediamine tetra acetic acid (EDTA)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>SLBT9686</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glacial Acetic acid</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>ARK2183-1L</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glycerol, 99%</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>G5516-1L</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glycine</td>
			<td>GoldBio</td>
			<td>G-630-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hydrochloric acid, ACS reagent</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>320331-2.5L</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isopropanol (2-Propanol)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>402893-2.5L</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LB broth (Miller)</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>L3522-1KG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LB broth with agar (Miller)</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>L2897-1KG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lysozyme</td>
			<td>GoldBio</td>
			<td>L-040-25</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10x MOPS Buffer</td>
			<td>Teknova</td>
			<td>M2101</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nonidet P-40</td>
			<td>Thomas Scientific</td>
			<td>9036-19-5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium phosphate, dibasic</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P3786-1KG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium phosphate, monobasic</td>
			<td>Acros Organics</td>
			<td>7778-77-0</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium dodecyl sulfate (SDS)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>L3771-500G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tetramethylethylenediamine (TEMED)</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>T9281-50ML</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thiamine</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>T4625-100G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>100% Trichloroacetic acid</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>T6399-100G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tris base</td>
			<td>GoldBio</td>
			<td>T-400-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Material/Equipment</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Centrifuge tubes (15 mL)</td>
			<td>Alkali Scientific</td>
			<td>JABG-1019</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Erlenmeyer flask (125 mL)</td>
			<td>Carolina</td>
			<td>726686</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Erlenmeyer flask (500 mL)</td>
			<td>Carolina</td>
			<td>726694</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Freezer: -80 &#176;C</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass beads (0.5 mm)</td>
			<td>BioSpec Products</td>
			<td>1107-9105</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microcentrifuge</td>
			<td>Hermle</td>
			<td>Z216MK</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microcentriguge tubes (1.7 mL)</td>
			<td>VWR International</td>
			<td>87003-294</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microcentriguge tubes (2.0 mL)</td>
			<td>Axygen Maxiclear Microtubes</td>
			<td>MCT-200-C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic cuvettes</td>
			<td>Fischer Scientific</td>
			<td>14-377-012</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Power supply</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>EC105</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rocker</td>
			<td>Alkali Scientific</td>
			<td>RS7235</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Shaking incubator (37 &#176;C)</td>
			<td>Benchmark Scientific</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small glass plate</td>
			<td>Bio-Rad</td>
			<td>1653311</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spacer plates (1 mm)</td>
			<td>Bio-Rad</td>
			<td>1653308</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spectrophotometer</td>
			<td>Thermoscientific</td>
			<td>3339053</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tabletop centrifuge for 15 mL centrifuge tubes</td>
			<td>Beckman-Coulter</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vertical gel electrophoresis chamber</td>
			<td>Bio-Rad</td>
			<td>1658004</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vortexer</td>
			<td>Fisher Vortex Genie 2</td>
			<td>12-812</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thermomixer</td>
			<td>Benchmark Scientific</td>
			<td>H5000-HC</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 well comb</td>
			<td>Bio-Rad</td>
			<td>1653359</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

extraction and visualization of protein aggregates after treatment of escherichia coli with a proteotoxic stressor

L’exposition des organismes vivants à des stress environnementaux et cellulaires provoque souvent des perturbations dans l’homéostasie des protéines et peut entraîner une agrégation des protéines. L’accumulation d’agrégats de protéines dans les cellules bactériennes peut entraîner des altérations significatives du comportement phénotypique cellulaire, notamment une réduction des taux de croissance, de la résistance au stress et de la virulence. Plusieurs procédures expérimentales existent pour l’examen de ces phénotypes médiés par les facteurs de stress. Cet article décrit un essai optimisé pour l’extraction et la visualisation de protéines agrégées et solubles de différentes souches d’Escherichia coli après traitement avec un antimicrobien contenant de l’argent-ruthénium. Ce composé est connu pour générer des espèces réactives de l’oxygène et provoque une agrégation protéique généralisée. 
La méthode combine une séparation basée sur la centrifugation des agrégats de protéines et des protéines solubles des cellules traitées et non traitées avec une séparation et une visualisation ultérieures par électrophorèse sur gel de dodécylsulfate de sodium-polyacrylamide (SDS-PAGE) et coloration de Coomassie. Cette approche est simple, rapide et permet une comparaison qualitative de la formation d’agrégats protéiques dans différentes souches d’E. coli. La méthodologie a un large éventail d’applications, y compris la possibilité d’étudier l’impact d’autres antimicrobiens protéotoxiques sur l’agrégation in vivo des protéines dans un large éventail de bactéries. De plus, le protocole peut être utilisé pour identifier les gènes qui contribuent à une résistance accrue aux substances protéotoxiques. Les bandes de gel peuvent être utilisées pour l’identification ultérieure des protéines particulièrement sujettes à l’agrégation.

<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62628/62628fig06.jpg"> Figure 6: Résultats représentatifs de l’agrégation protéique induite par les antimicrobiens dans la souche commensale Mg1655 d’Escherichia coli et la souche CFT073 de l’UPEC. Les souches d’E. coli MG1655 et CFT073 ont été cultivées à 37 °C et de 300 tr/min àOD 600= 0,5-0,55 dans un milieu MOPS-g avant d’être t...

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Extraction and Visualization of Protein Aggregates after Treatment of Escherichia coli with a Proteotoxic Stressor

Ce protocole décrit l’extraction et la visualisation de protéines agrégées et solubles d’Escherichia coli après traitement avec un antimicrobien protéotoxique. Suivre cette procédure permet une comparaison qualitative de la formation d’agrégats protéiques in vivo dans différentes souches bactériennes et/ou entre les traitements.

Extraction et visualisation d’agrégats protéiques après traitement d’Escherichia coli avec un facteur de stress protéotoxique

The exposure of living organisms to environmental and cellular stresses often causes disruptions in protein homeostasis and can result in protein ...

L’exposition au stress peut provoquer une agrégation des protéines et entraîner des altérations significatives du comportement phénotypique des bactéries. La procédure décrite dans cette vidéo permet l’extraction et la visualisation d’agrégats de protéines après un traitement de stress. Contrairement à d’autres procédures publiées, ce protocole nécessite un nombre de cellules plus faible et s’abstient des processus de perturbation physique compliqués, ainsi que des étapes de lavage et d’incubation fastidieuses.Ce protocole peut être utilisé pour étudier l’agrégation des protéines dans une grande variété de bactéries à Gram négatif et à Gram positif. Vous pouvez également analyser l’effet des délétions de gènes ou comparer l’efficacité des composés protéotoxiques. Commencez par inoculer une seule colonie de la souche MG1655 d’E. coli et de la souche uropathogène d’E. coli CFT073, chacune en cinq millilitres de bouillon de lysogénie, ou LB, milieu.Incuber les deux cultures de bouillon à 37 degrés Celsius et 300 tr/min pendant 14 à 16 heures. Diluer chaque souche à une densité optique de 600 nanomètres, ou OD600, de 0,1 dans une fiole de 500 millilitres contenant 70 millilitres de milieu MOPS-g. Incuber les flacons à 37 degrés et 300 tr/min jusqu’à ce que la phase médiane soit atteinte.Après l’incubation, transférer 20 millilitres de chaque culture dans trois flacons préchauffés de 125 millilitres et les incuber à 37 degrés Celsius et 300 tr/min pendant deux minutes. Préparer une solution de composé antimicrobien de deux milligrammes par millilitre dans un milieu MOPS-g. Ajouter cette solution à chaque culture pour atteindre les concentrations souhaitées, et ajouter le volume requis de milieu MOPS-g pour le témoin non traité.Déterminer l’OD600 de chaque culture après 45 minutes de traitement du stress. Pour chaque échantillon, aliquote quatre millilitres de culture avec un OD600 d’un dans des tubes centrifuges de 15 millilitres. Resuspendez les pastilles cellulaires dans 50 microlitres de tampon de lyse glacée.Incuber les échantillons pendant 30 minutes sur de la glace. Ajouter 360 microlitres de tampon A glacé aux échantillons et mélanger doucement par pipetage. Transférez les échantillons dans des tubes de microcentrifugation de deux millilitres avec environ 200 microlitres de billes de verre de 0,5 millimètre.Incuber les tubes pendant 30 minutes à huit degrés Celsius dans un ThermoMixer en agitant à 1400 tr/min. Incuber les tubes sur de la glace pendant cinq minutes sans les secouer pour déposer les perles de verre. Transférez ensuite 200 microlitres du lysate cellulaire dans des tubes de microcentrifugation de 1,7 millilitre.Centrifuger le lysate de la cellule pendant 20 minutes à 16 000 fois g et quatre degrés Celsius. Prélever le surnageant, qui sera utilisé comme échantillon de protéine soluble plus tard. Utilisez une pipette pour ressuspender la pastille dans 200 microlitres de tampon glacé A.Centrifugez les tubes à 16 000 fois g et quatre degrés Celsius pendant 20 minutes.Ensuite, retirez soigneusement le surnageant complètement. Utilisez une pipette pour remettre soigneusement la pastille en 200 microlitres de tampon glacé B.Centrifugez à nouveau les tubes et retirez soigneusement le surnageant. Répétez ensuite le lavage avec le tampon A.Resuspendez la pastille dans 100 microlitres de 1x tampon d’échantillon SDS réducteur, et faites-la bouillir pendant cinq minutes dans un ThermoMixer à 95 degrés Celsius.Mélanger un volume de 100% TCA avec quatre volumes de l’échantillon de protéine soluble prélevé plus tôt, et incuber pendant 10 minutes à quatre degrés Celsius pour la précipitation des protéines. Centrifuger l’échantillon à 21 000 fois g et quatre degrés Celsius pendant cinq minutes pour obtenir le précipité et retirer le surnageant. Utilisez 200 microlitres d’acétone glacée pour laver la pastille et éliminer les débris cellulaires.Centrifugez à nouveau l’échantillon pour obtenir le précipité et retirez le surnageant. Pour éliminer l’acétone restante des granulés, maintenez les tubes de microcentrifugation dans le ThermoMixer à 37 degrés Celsius avec leurs couvercles ouverts. Ajoutez ensuite 100 microlitres de 1x tampon SDS réducteur pour dissoudre complètement la pastille, et faites bouillir l’échantillon à 95 degrés Celsius pendant cinq minutes.Chargez immédiatement l’échantillon sur un gel de polyacrylamide SDS pour la séparation, ou stockez l’échantillon à moins 20 degrés Celsius pour continuer plus tard. Préparez deux gels séparateurs comme décrit dans le manuscrit du texte. Versez le gel entre les plaques de verre à l’aide d’une pipette d’un millilitre, en veillant à ce que les deux centimètres supérieurs soient exempts du mélange.Ajouter 70% d’éthanol sur le gel de séparation, créant une interface uniforme entre les deux couches. Une fois que les gels de séparation se sont polymérisés, préparez les gels empilables en utilisant les instructions du manuscrit textuel. Retirez ensuite l’éthanol des gels de séparation et ajoutez la solution de gel empilable.Insérez soigneusement un peigne avec le nombre de poches souhaité sans introduire de bulles d’air et laissez le gel polymériser pendant 20 à 30 minutes. Chargez quatre microlitres de chaque échantillon, ainsi que l’échelle protéique, dans des puits séparés. Ensuite, faites fonctionner le gel dans un tampon de tris-glycine à 144 volts pendant 45 minutes à température ambiante.Utilisez la solution Fairbanks A préchauffée pour tacher les gels sur une bascule pendant 30 minutes et la solution Fairbanks D préchauffée pour décolorer les gels sur une bascule jusqu’à ce que le fond souhaité soit atteint. Une augmentation a été observée dans la quantité d’agrégat protéique formé lorsque les cellules ont été traitées avec 175 microgrammes par millilitre et 200 microgrammes par millilitre de l’antimicrobien, par rapport aux cellules non traitées. L’augmentation de la fraction protéique insoluble était plus prononcée dans la souche MG1655 plus sensible.Une diminution a été observée de la quantité de protéines solubles lorsque les cellules ont été traitées avec 175 microgrammes par millilitre et 200 microgrammes par millilitre de l’antimicrobien, par rapport aux cellules non traitées. Lorsque vous essayez ce protocole, gardez à l’esprit que la normalisation à la densité optique à 600 nanomètres est importante pour comparer l’étendue de l’agrégation des protéines dans les échantillons.

Research

JoVE Journal

Biochemistry

Extraction and Visualization of Protein Aggregates after Treatment of Escherichia coli with a Proteotoxic Stressor

Directed Protein Packaging within Outer Membrane Vesicles from Escherichia coli: Design, Production and Purification

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