Name: portal vein injection of colorectal cancer organoids to study the liver metastasis stroma
Uploaded: 2021-09-03T13:45:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Portal Vein Injection of Colorectal Cancer Organoids to Study the Liver Metastasis Stroma at JoVE.com

Denne undersøgelse blev støttet af tilskud fra National Health and Medical Research Council (APP1156391 til D.L.W., S.L.W.) (APP1081852 til D.L.W., APP1140236 til S.L.W., APP1099283 til D.L.W.,); Cancer Council SA Beat Cancer Project på vegne af sine donorer og delstatsregeringen i South Australia gennem Department of Health (MCF0418 til S.L.W., D.L.W.); et tilskud til videnskabelig forskning (B) (20H03467 til M.T.) bestilt af Japans ministerium for uddannelse, kultur, sport, videnskab og teknologi AMED-CREST (Japans agentur for medicinsk forskning og udvikling, kerneforskning for evolutionær videnskab og teknologi (19gm0810007h0104 og 19gm1210008s0101 til AE); projektet for kræftforskning og terapeutisk udvikling (P-CREATE) fra AMED (19cm0106332h0002 til AE); Japan Society for the Promotion of Science Overseas Challenge Program for Young Researchers (til H.K.), Takeda Science Foundation Fellowship (til H.K.), Greaton International Ph.D. Scholarship (til H.K.), Lions Medical Research Foundation Scholarship (til K.G.).
Vi takker Dr. Leszek Lisowski ved Vector and Genome Engineering Facility (VGEF), Children's Medical Research Institute (CMRI) (NSW, AUSTRALIA) for at producere rekombinante AAV-vektorer.

Alle dyreforsøg i denne artikel blev gennemgået og godkendt af South Australian Health and Medical Research Institute Animal Ethics Committee (godkendelsesnummer, SAM322).
1. Haleveneinjektion af adeno-associeret virus
BEMÆRK: Adeno-associeret virus (AAV) bør håndteres som en biofare i henhold til retningslinjerne for biosikkerhedsniveau 1. Der henvises til den offentliggjorte protokol for AAV-forberedelse, rensning og titrering33. Hepatoc...

I denne undersøgelse har vi vist, at portalveneinjektion af mus CRC-organoider reproducerbart genererer fibroblastrige levermetastaser, der efterligner histologiske træk ved humane CRC-levermetastaser. Når den kombineres med stroma-rettet terapi såsom AAV8-medieret genterapi, tjener denne prækliniske model desuden som et nyttigt redskab til at vurdere terapeutiske virkninger på museoverlevelse og tumorvækst.
Der er mindst to kritiske trin i protokollen. For det første er det vigtigt at...

Kolorektal cancer (CRC) er en væsentlig årsag til kræftdødelighed på verdensplan1. Mere end halvdelen af CRC-patienterne udvikler levermetastase, der opstår gennem portalveneformidlingen1. I øjeblikket er der ingen effektive terapier, der kan helbrede avanceret levermetastase, og de fleste patienter bukker under for metastatisk sygdom.
Det metastatiske niche- eller tumormikromiljø spiller en nøglerolle i engraftment og vækst af formidlede CRC-celler2. Kræftassocierede fibroblaster (CAF'er), en fremtrædende komponent i tumormikromiljøet, fremmer eller begrænser kræftprogression gennem udskillelse af vækstfaktorer, ombygning af den ekstracellulære matrix (ECM) og modulering af immunlandskaber og angiogenese 3,4,5. CAF'er giver også resistens over for kemoterapier og immunterapier3. Desuden regulerer CAF'er initiering og progression af CRC-levermetastase og forudsiger prognose hos patienter med CRC 3,6,7,8. CAF-relaterede faktorer kan således udnyttes til udvikling af terapeutiske strategier til at hæmme CRC-levermetastase. Manglen på tilfredsstillende musemodeller til at studere den metastatiske tumor stroma har imidlertid været en stor hindring for at udvikle stroma-målrettede terapier.
I øjeblikket omfatter dyremodeller til undersøgelse af CRC-levermetastase primære CRC-modeller, der spontant udvikler levermetastase og kræftcelletransplantationsmodeller i leveren. Primære CRC-musemodeller, såsom genetisk manipulerede musemodeller og koloninjektion af kræftceller, viser sjældent metastase til leveren 9,10,11,12. Desuden, selvom en levermetastase observeres, viser disse modeller lang latenstid fra den primære tumorinduktion til metastase og dør potentielt af primær tumorbyrde12. For effektivt at generere CRC-levermetastaser transplanteres dyrkede CRC-celler i leveren ved hjælp af tre injektionsmetoder: intra-miltinjektion, direkte intra-parenkym injektion i leveren og portalveneinjektion. Intra-splenisk injicerede kræftceller spredes ind i miltvenen, portalvenen og i sidste ende til leveren13,14. Den intra-miltinjektion giver imidlertid et lavere tumorudtagelsesforhold sammenlignet med andre transplantationsmodeller 15,16. Ved intra-miltinjektion udføres kirurgisk fjernelse af milten for at undgå kræftvækst i milten, hvilket potentielt kan kompromittere immuncellemodningen17. Desuden kan intra-miltinjektion også resultere i utilsigtet tumorvækst i milten og bughulen18, hvilket komplicerer levermetastaseanalyser. Direkte intra-parenkymal injektion i leveren inducerer effektivt levermetastase 16,19,20. Ikke desto mindre rekapitulerer denne tilgang ikke fuldt ud et biologisk trin af levermetastase, der naturligt forekommer gennem portalveneformidling. Ved hjælp af direkte injektion i leveren kan indtrængen af kræftceller i en ikke-portal, men systemisk cirkulation også resultere i flere store lungemetastaser16. Selvom et flertal af patienter med CRC-levermetastase viser flere tumorknuder i leveren21, genererer direkte injektion i en bestemt leverlap en enkelt tumormasse 19,20. Portal veneinjektion eller mesenterisk veneinjektion, selvom det er teknisk udfordrende, muliggør effektiv levering af tumorceller i leveren på en måde, der rekapitulerer de vækstmønstre, der ses hos patienter17. Denne strategi kan minimere muligheden for metastaser på sekundært sted og muliggør hurtig vækst af kræftceller i leveren, hvilket forenkler museoverlevelsesanalyser.
Historisk set blev kolorektal cancer cellelinjer som mus MC-38, human HT-29 og SW-620 brugt til at generere musemodeller af levermetastase22,23. Imidlertid inducerer disse kolorektale kræftcellelinjer ikke en desmoplastisk stromal reaktion. Lavt stromalindhold i tumorerne gør det vanskeligt at undersøge de biologiske roller af kræftassocierede fibroblaster. Nylige fremskridt inden for CRC-organoider og deres transplantation har tilbudt nyttige platforme til at vurdere stromaens vitale roller i kræftprogression24. Levertransplantation af CRC-organoider genererer et fibroblastrigt tumormikromiljø og har givet ny indsigt i stromal forskning 6,25. I øjeblikket er portal eller mesenterisk veneinjektion af organoider blevet en guldstandardmetode til at generere CRC-levermetastase 6,25,26,27,28. Ikke desto mindre har ingen tidligere artikler, så vidt vi ved, beskrevet detaljerede metoder til portalveneinjektion af kolorektale tumoroider. Her præsenterer vi en metode til brug af portalveneinjektion af CRC-organoider til at udvikle ny adeno-associeret virus (AAV)-medieret stroma-rettet terapi.
Hepatocytter er en vigtig bestanddel af det metastatiske tumormikromiljø i leveren og spiller en kritisk rolle i metastatisk kræftprogression29. Inspireret af succesen med AAV-genterapitilgange til at inducere proteinekspression i hepatocytter hos ikke-neoplastiske patienter 30,31 undersøgte vi en lignende tilgang, men havde til formål at ændre levertumormikromiljøet i CRC25. Som sådan beskriver vi også heri haleveneinjektionen af AAV8 for at inducere ekspression af antitumorigene proteiner for at ændre levertumormikromiljøet. AAV8-serotypen, der er udpeget ved valget af viralt capsidprotein under virusproduktion, fører til høj transduktionseffektivitet specifikt af hepatocytter (dvs. målrettet genekspression i levertumormikromiljøet)32. Vi har tidligere vist, at Islr (immunoglobulin superfamilie indeholdende leucinrig gentagelse) er et CAF-specifikt gen, der inducerer knoglemorfogenetisk protein (BMP) signalering, reducerer CRC tumoroid vækst og fremmer Lgr5+ intestinal stamcelledifferentiering25. Vi testede, om AAV8-medieret overekspression af det kræftbegrænsende stromale gen, Islr, i hepatocytter kunne dæmpe udviklingen af levermetastase ved at udføre portalveneinjektion af CRC-tumoroider i AAV8-Islr-behandlede mus.
I dette papir beskriver vi først haleveneinjektionsproceduren for levertropisk AAV. Derefter beskriver vi en metode til tumoroid celleforberedelse og portalveneinjektion i de AAV-behandlede mus. Endelig præsenterer vi tilgange til overvågning af metastatisk tumorprogression for at vurdere effekten af stroma-rettet terapi.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>10% Formalin</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>HT501128</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>15 mL centrifuge tube</td>
			<td>Corning</td>
			<td>430791</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>33-gauge needle</td>
			<td>TSK</td>
			<td>LDS-33013</td>
			<td>For portal vein injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-0 vicryl suture</td>
			<td>ETHICON</td>
			<td>J494G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>40-&#181;m cell strainer</td>
			<td>Corning</td>
			<td>431750</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5 mL Syringe</td>
			<td>BD</td>
			<td>302130</td>
			<td>Used to apply saline to the intestine after portal vein injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50 mL centrifuge tube</td>
			<td>Corning</td>
			<td>430829</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50 mL syringe</td>
			<td>TERUMO</td>
			<td>SS*50LE</td>
			<td>Luer lock syringe for perfusion fixation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>70% Isopropyl alcohol wipe</td>
			<td>Briemar</td>
			<td>5730</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anaesthesia machine</td>
			<td>Darvall</td>
			<td>9356</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#945;SMA antibody</td>
			<td>DAKO</td>
			<td>M0851</td>
			<td>Clone 1A4. 1/500 dilution for immunohistochemistry</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine</td>
			<td>TROY</td>
			<td>N/A</td>
			<td>ilium Temvet Injection, 300 &#181;g/ml Buprenorphine</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton buds</td>
			<td>Johnson &#38; Johnson</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Johnson&#39;s pure cotton bud applicators. Need to be autoclaved before use.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D-luciferin</td>
			<td>Biosynth</td>
			<td>L-8220</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electric shaver</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Sold by multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Sold by multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hamilton syringe</td>
			<td>HAMILTON</td>
			<td>81020</td>
			<td>For portal vein injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heat box (animal warming chamber)</td>
			<td>Datesand</td>
			<td>MK3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heat lamp</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Sold by multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hemostatic sponge</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>09-0891-04-015</td>
			<td>Gelfoam absorbable gelatin sponge, USP, 12-7 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>India ink</td>
			<td>Talens</td>
			<td>44727000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Injection syringe and needle</td>
			<td>BD</td>
			<td>326769</td>
			<td>For tail vein injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Islr probe (RNAscope)</td>
			<td>ACD</td>
			<td>450041</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Henry Schein</td>
			<td>988-3244</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IVIS Spectrum In Vivo Imaging System</td>
			<td>Perkin Elmer</td>
			<td>124262</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Living Image Software</td>
			<td>Perkin Elmer</td>
			<td>128113</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Matrigel</td>
			<td>Corning</td>
			<td>356231</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MRI fibrosis tool</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>https://github.com/MontpellierRessourcesImagerie/imagej_macros_and_scripts/wiki/MRI_Fibrosis_Tool</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phosphate-buffered saline (PBS)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>D8537</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RNAscope kit</td>
			<td>ACD</td>
			<td>322300</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rodent restrainer</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Sold by multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rosa26-Cas9 mouse</td>
			<td>The Jackson Laboratory</td>
			<td>024858</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Saline</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>PHA19042010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scissors</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Sold by multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Skin staplers</td>
			<td>Able Scientific</td>
			<td>AS59028</td>
			<td>9 mm wound clips</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stapler applicator</td>
			<td>Able Scientific</td>
			<td>AS59026</td>
			<td>9 mm wound clip applicator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stapler remover</td>
			<td>Able Scientific</td>
			<td>AS59037</td>
			<td>Wound clip remover</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical drape</td>
			<td>Multigate</td>
			<td>29-220</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical gauze</td>
			<td>Sentry Medical</td>
			<td>GS001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Topical anesthesia cream</td>
			<td>EMLA</td>
			<td>N/A</td>
			<td>EMLA 5% cream, 25 mg/g lignocaine and 25 mg/g prilocaine</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TrypLE Express</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>12605028</td>
			<td>Recombinant cell-dissociation enzyme mix</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Y-27632</td>
			<td>Tocris</td>
			<td>1254</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

portal vein injection of colorectal cancer organoids to study the liver metastasis stroma

Levermetastase af kolorektal cancer (CRC) er en førende årsag til kræftrelateret død. Kræftassocierede fibroblaster (CAF'er), en vigtig bestanddel af tumormikromiljøet, spiller en afgørende rolle i metastatisk CRC-progression og forudsiger dårlig patientprognose. Der mangler dog tilfredsstillende musemodeller til at studere krydstalen mellem metastatiske kræftceller og CAF'er. Her præsenterer vi en metode til at undersøge, hvordan levermetastaseprogression reguleres af den metastatiske niche og muligvis kan begrænses af stroma-rettet terapi. Portalveneinjektion af CRC-organoider genererede en desmoplastisk reaktion, som trofast rekapitulerede den fibroblastrige histologi af humane CRC-levermetastaser. Denne model var vævsspecifik med en højere tumorbyrde i leveren sammenlignet med en intra-miltinjektionsmodel, hvilket forenklede museoverlevelsesanalyser. Ved at injicere luciferase-ekspresserende tumororganoider kunne tumorvækstkinetik overvåges ved in vivo-billeddannelse . Desuden giver denne prækliniske model en nyttig platform til at vurdere effekten af terapi rettet mod tumormesenchymet. Vi beskriver metoder til at undersøge, om adeno-associeret virusmedieret levering af et tumorhæmmende stromal-gen til hepatocytter kunne ombygge tumormikromiljøet og forbedre musens overlevelse. Denne tilgang muliggør udvikling og vurdering af nye terapeutiske strategier til at hæmme levermetastase af CRC.

For at inducere AAV-medieret overekspression af et tumorbegrænsende stromalgen, Islr 4,25,43,44, i hepatocytter, injicerede vi intravenøst Islr-kodende AAV8. 1,0 x 1011 virale genomer (vg) af AAV8-Islr eller som en kontrol, AAV8-mRuby2, blev injiceret i den voksne musehalevene (figur 1A). To uger efter haleveneinjekt...

Watch this Scientific Journal Video about Portal Vein Injection of Colorectal Cancer Organoids to Study the Liver Metastasis Stroma at JoVE.com

Portal Vein Injection of Colorectal Cancer Organoids to Study the Liver Metastasis Stroma

Portal veneinjektion af kolorektal cancer (CRC) organoider genererer stroma-rige levermetastaser. Denne musemodel af CRC-levermetastase repræsenterer et nyttigt redskab til at studere tumor-stroma-interaktioner og udvikle nye stroma-rettede terapier såsom adeno-associerede virusmedierede genterapier.

Portal veneinjektion af kolorektal cancer organoider til at studere levermetastasen Stroma

Hepatic metastasis of colorectal cancer (CRC) is a leading cause of cancer-related death. Cancer-associated fibroblasts (CAFs), a major component of the ...

Mere end 50% af kolorektal cancer patienter udvikler levermetastase gennem portalveneformidling. Og de nuværende dyremodeller til at studere kolorektal cancer levermetastase forbliver utilstrækkelige til at rekapitulere den biologiske proces. Portal veneinjektion af kolorektal cancer tumoroider giver et fibroblast-rigt tumormiljø, der muliggør undersøgelse af krydstale mellem metastatiske kræftceller og CAS i kolorektal cancer levermetastase.Denne teknik giver en platform til at vurdere effekten af terapeutiske strategier rettet mod tumormikromiljø af kolorektal cancer levermetastase. Denne metode er især nyttig til at undersøge interaktioner mellem CAS, tumorceller og tumormikromiljøet. Hvis bomuldsspidsen ikke er placeret korrekt på injektionsstedet, kan der forekomme overdreven blødning efter fjernelse af nålen.Opblødning af bomuldsspidsen stopper, når injektionsstedet er placeret. Det kan være vanskeligt at identificere portalvenen og visualisere injektionsstedet uden visuel demonstration af denne procedure. Til at begynde med skal du forberede et aseptisk kirurgisk område ved hjælp af sterile gardiner på en varmepude.Derudover skal du forberede alle instrumenter, der kræves til kirurgi som beskrevet i tekstmanuskriptet. Belys derefter det kirurgiske område ved at justere lyskildens position. Dernæst injiceres subkutant 0,1 milligram pr. Kg legemsvægt buprenorphin i en mus til kirurgisk smertebehandling.Bedøm derefter musen og brug en elektrisk barbermaskine til at barbere midten til den øvre del af maven i et område fjernt fra det aseptiske kirurgiske område for at undgå, at hår forurener stedet. Rengør snitstedet skiftevis med Betadin og 80% ethanol for at sterilisere det kirurgiske område. Gentag tre gange.Placer musen i det kirurgiske område på en varmepude i liggende stilling med vedligeholdelse af isofluranbedøvelse. Placer derefter en kirurgisk drapering med et hul over maven. Løft mavehuden med tang og lav et to til tre centimeter hudsnit ved midterlinjen med en saks, skær kun huden, og sørg for, at snittet spænder fra midten af maven til brystbenets xiphoidproces og ikke over den nedre ende af xiphoidprocessen.Løft derefter peritonealvæggen fuldt ud med tang og lav et lignende snit på to til tre centimeter til bughinden med en saks. Undgå at skære tarmen og membranen. Derefter suges en kirurgisk gasbind med varmt saltvand og placeres ved siden af snittet til højre for kirurgen.Træk forsigtigt de små og tyktarmen ud ved hjælp af en vatpind gennemblødt med saltvand og læg dem på saltvand gennemblødt gasbind. Dæk tarmene med ekstra våd gasbind for at holde dem fugtige. Træk derefter forsigtigt tarmen til kirurgens højre med den våde gasbind.Påfør derefter blid spænding for at visualisere portalvenen. Hvis visualisering af portalvenen er vanskelig, skal du forsigtigt justere mavens position med en våd bomuldsknop. Efter forsigtigt at have rørlagt tumoroidsuspensionen flere gange for at opnå en homogen cellesuspension, trækkes 100 mikroliter af cellesuspensionen op i en Hamilton- eller en millilitersprøjte, der er fastgjort til en 33 gauge nål, og undgå luftbobler.Indsæt langsomt nålen skrå op i portalvenen med en indsættelsesdybde på tre til fire millimeter og nålevinklen næsten parallelt med portalvenen. Injicer tumorcellerne langsomt over 30 sekunder for at forhindre okklusion af portalvenen. Leverens farve ændres midlertidigt fra rød til hvid.Efter injektionen skal du fjerne nålen langsomt og straks lægge et blidt tryk på injektionsstedet med en tør vatpind i fem minutter. Fjern vatpindet og påfør straks en hæmostatisk svamp på injektionsstedet. Hold svampen med en vatpind eller tang og påfør blidt tryk i yderligere fem minutter.Efter fem minutter skal du fjerne trykket til den hæmostatiske svamp og bekræfte, at der ikke er blødning fra injektionsstedet. Hvis der opstår blødning, skal du straks udføre trykhæmostase med en vatpind i ca. 10 minutter. Påfør derefter en ekstra hæmostatisk svamp i yderligere fem minutter.Efter at have bekræftet, at der ikke er blødning, skal du fjerne de kirurgiske gasbind på tarmene. Brug derefter en sprøjte fyldt med fem milliliter saltvand, sprøjt saltvand til tarmene for at forhindre organadhæsion. Placer forsigtigt tarmene tilbage inde i bukhulen og sutur bughinden ved hjælp af 4-0 polyglactinsuturer.Løft derefter begge sider af huden med tang, påfør hudhæfteklammer for at lukke hudsnittet, og pas på ikke at hæfte tarmen. Sluk for isofluranen, men hold iltstrømmen kørende. Overvåg musen omhyggeligt.Og når musen vågner, skal du placere den i et tomt bur på en varmepude. Overvåg musen, indtil den er ved bevidsthed og ambulant normalt. Fire timer efter operationen injiceres subkutant 0,1 milligram pr. Kg buprenorphin.Overvåg forsigtigt musen dagligt i en uge, kontroller suturerne og sårhelingen. Syv til 10 dage efter operationen skal du fjerne hudhæftemaskinen ved hjælp af en hæftemaskinefjerner. RNA in situ-hybridisering to uger efter halevenen AAV-8 Islr-injektion viste overekspression af Islr i leveren.To uger efter AAV mRuby2-injektionen blev enkeltcellesuspensioner af tyktarmskræftorganoider injiceret i museportalvenen. Makroskopisk resulterede denne portalveneinjektion i flere hvide tumorknuder i leveren. Hæmatoxylin og eosinfarvning af levermetastaserne for kolorektal cancer induceret af portalveneinjektionen viste histopatologi af moderat differentieret rørformet adenocarcinom ledsaget af en desmoplastisk stromal reaktion og nekrose.Denne stroma-rige histologi rekapitulerede trofast den af humane kolorektale kræft levermetastaser, hvilket gør denne model egnet til translationel forskning, der undersøger den metastatiske tumorstroma. Immunohistokemi for alfa glat muskel actin bekræftede tilstedeværelsen af kræftassocierede fibroblaster, mens Picro-Sirius rød farvning viste rigelig ekstracellulær matrix i tumormesenchymet. Immunkemi for EPCAM afslørede, at den metastatiske kolorektal cancer viste tumor spirende, hvilket er et kendetegn ved dårlig prognose kolorektal cancer.Og Ki67-mærkningsindekset var ca. 80%, hvilket indikerer, at de fleste tumorceller er mitotisk aktive. Musene viste en median overlevelse på 57 dage efter tumoroid injektion i portalvenen. AAV-8 Islr-behandlede mus viste forbedret museoverlevelse, nedsat in vivo-billeddannelsessignaler fra tumorer, forstørret knoglemorfogenetisk proteinsignalering og nedsat Ki67-prolifererende celler.Sørg for, at bomuldsspidsen påføres det rigtige injektionssted, og at den hæmostatiske svamp først påføres, når blødningen er stoppet. Tumoretablering kan overvåges ved hjælp af IVIS-billeddannelsen for at sikre, at tumorceller vokser i leveren.

Research

JoVE Journal

Cancer Research

Advanced Animal Model of Colorectal Metastasis in Liver: Imaging Techniques and Properties of Metastatic Clones

Advanced Animal Model af kolorektal Metastase i Lever: Imaging teknikker og Ejendomsstyrelsen mod metastatiske kloner

Patients with a limited number of hepatic metastases and slow rates of progression can be successfully treated with local treatment approaches1,2. ...

A Portal Vein Injection Model to Study Liver Metastasis of Breast Cancer

En Portal Vein Injection Model at studere levermetastaser af brystkræft

Breast cancer is the leading cause of cancer-related mortality in women worldwide. Liver metastasis is involved in upwards of 30% of cases with breast ...

Intracarotid Cancer Cell Injection to Produce Mouse Models of Brain Metastasis

Intracarotid Cancer Cell injektion til Produce musemodeller for hjernemetastaser

Metastasis, the spread and growth of malignant cells at secondary sites within a patient&#39;s body, accounts for &#62; 90% of cancer-related mortality. ...

Acellular and Cellular Lung Model to Study Tumor Metastasis

Acellulær og cellulære Lung Model til at studere Tumor metastaser

It is difficult to isolate tumor cells at different points of tumor progression. We created an ex vivo lung model that can show the interaction of tumor ...

Combined Use of Tail Vein Metastasis Assays and Real-Time In Vivo Imaging to Quantify Breast Cancer Metastatic Colonization and Burden in the Lungs

Kombineret brug af hale vene metastase assays og Real-Time in vivo billeddannelse at kvantificere brystkræft metastatisk kolonisering og byrde i lungerne

Metastasis is the main cause of cancer-related deaths and there are limited therapeutic options for patients with metastatic disease. The identification ...

Pathological Analysis of Lung Metastasis Following Lateral Tail-Vein Injection of Tumor Cells

Patologisk analyse af lungemetasase Efter Lateral Hale-Vene Injektion af tumorceller

Metastasis, the primary cause of morbidity and mortality for most cancer patients, can be challenging to model preclinically in mice. Few spontaneous ...

A Biomimetic Model for Liver Cancer to Study Tumor-Stroma Interactions in a 3D Environment with Tunable Bio-Physical Properties

En biomimetisk model for leverkræft til undersøgelse tumor-stroma interaktioner i et 3D-miljø med tunable bio-fysiske egenskaber

Hepatocellular carcinoma (HCC) is a primary liver tumor developing in the wake of chronic liver disease. Chronic liver disease and inflammation leads to a ...

Modeling Brain Metastasis Via Tail-Vein Injection of Inflammatory Breast Cancer Cells

Modellering af hjernemetastase via haleveneinjektion af inflammatoriske brystkræftceller

Metastatic spread to the brain is a common and devastating manifestation of many types of cancer. In the United States alone, about 200,000 patients are ...

A Permanent Window for Investigating Cancer Metastasis to the Lung

En permanent vindue til undersøgelse af kræft metastaser til lungen

Metastasis, accounting for ~90% of cancer-related mortality, involves the systemic spread of cancer cells from primary tumors to secondary sites such as ...

Intratibial Osteosarcoma Cell Injection to Generate Orthotopic Osteosarcoma and Lung Metastasis Mouse Models

Intratibial osteosarkomcelleinjektion til generering af ortotopisk osteosarkom og lungemetastase musemodeller

Osteosarcoma is the most common primary bone cancer in children and adolescents, with lungs as the most common metastatic site. The five-year survival ...