Name: portal vein injection of colorectal cancer organoids to study the liver metastasis stroma
Uploaded: 2021-09-03T13:45:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Portal Vein Injection of Colorectal Cancer Organoids to Study the Liver Metastasis Stroma at JoVE.com

Cette étude a été soutenue par des subventions du Conseil national de la santé et de la recherche médicale (APP1156391 à D.L.W., S.L.W.) (APP1081852 à D.L.W., APP1140236 à S.L.W., APP1099283 à D.L.W.,); Cancer Council SA Beat Cancer Project au nom de ses donateurs et du gouvernement de l’État d’Australie-Méridionale par l’intermédiaire du ministère de la Santé (MCF0418 à S.L.W., D.L.W.); une subvention pour la recherche scientifique (B) (20H03467 à M.T.) commandée par le Ministère de l’éducation, de la culture, des sports, des sciences et de la technologie du Japon; AMED-CREST (Agence japonaise pour la recherche et le développement médicaux, Core Research for Evolutional Science and Technology (19gm0810007h0104 et 19gm1210008s0101 à A.E.); le Projet de recherche sur le cancer et l’évolution thérapeutique (P-CREATE) de AMED (19cm0106332h0002 à A.E.); Japan Society for the Promotion of Science Overseas Challenge Program for Young Researchers (à H.K.), Bourse de la Fondation Takeda science (à H.K.), Bourse de doctorat Greaton International (à H.K.), Bourse de la Fondation de recherche médicale Lions (à K.G.).
Nous remercions le Dr Leszek Lisowski du Vector and Genome Engineering Facility (VGEF), Children’s Medical Research Institute (CMRI) (NSW, AUSTRALIE) d’avoir produit des vecteurs AAV recombinants.

Toutes les procédures animales décrites dans cet article ont été examinées et approuvées par le Comité d’éthique animale de l’Institut de recherche médicale et de santé d’Australie-Méridionale (numéro d’approbation, SAM322).
1. Injection dans la veine caudale du virus adéno-associé
REMARQUE : Le virus adéno-associé (VAA) doit être traité comme un risque biologique conformément aux lignes directrices sur le niveau de biosécurité 1. Veuillez...

Dans cette étude, nous avons montré que l’injection de veine porte d’organoïdes CRC de souris génère de manière reproductible des métastases hépatiques riches en fibroblastes qui imitent les caractéristiques histologiques des métastases hépatiques CRC humaines. En outre, lorsqu’il est combiné avec des thérapies dirigées par le stroma telles que la thérapie génique médiée par AAV8, ce modèle préclinique constitue un outil utile pour évaluer les effets thérapeutiques sur la survie de la souris e...

Le cancer colorectal (CCR) est une cause majeure de mortalité par cancer dans le monde1. Plus de la moitié des patients atteints de CCR développent des métastases hépatiques qui se produisent par la dissémination de la veineporte 1. Actuellement, il n’existe aucun traitement efficace capable de guérir les métastases hépatiques avancées, et la plupart des patients succombent à une maladie métastatique.
La niche métastatique ou le microenvironnement tumoral joue un rôle clé dans la greffe et la croissance des cellules CCR disséminées2. Les fibroblastes associés au cancer (CAF), un composant important du microenvironnement tumoral, favorisent ou freinent la progression du cancer en sécrétant des facteurs de croissance, en remodelant la matrice extracellulaire (ECM) et en modulant les paysages immunitaires et l’angiogenèse 3,4,5. Les CAF confèrent également une résistance aux chimiothérapies et aux immunothérapies3. De plus, les CAF régulent l’initiation et la progression des métastases hépatiques du CCR et prédisent le pronostic chez les patients atteints deCCR 3,6,7,8. Ainsi, les facteurs liés au CAF pourraient être exploités pour le développement de stratégies thérapeutiques visant à inhiber les métastases hépatiques du CCR. Cependant, le manque de modèles murins satisfaisants pour étudier le stroma tumoral métastatique a été un obstacle majeur au développement de thérapies ciblées sur le stroma.
Actuellement, les modèles animaux pour étudier les métastases hépatiques du CCR comprennent des modèles primaires de CCR qui développent spontanément des métastases hépatiques et des modèles de transplantation de cellules cancéreuses dans le foie. Les modèles murins primaires du CCR, tels que les modèles murins génétiquement modifiés et l’injection colique de cellules cancéreuses, montrent rarement des métastases au foie 9,10,11,12. De plus, même si une métastase hépatique est observée, ces modèles montrent une longue latence de l’induction de la tumeur primaire à la métastase, et potentiellement mourir de la charge tumorale primaire12. Pour générer efficacement des métastases hépatiques CRC, les cellules CRC cultivées sont transplantées dans le foie en utilisant trois approches d’injection: injection intra-splénique, injection intra-parenchymateuse directe dans le foie et injection de veine porte. Les cellules cancéreuses injectées par voie intra-splénique se propagent dans la veine splénique, la veine porte et, finalement, dans le foie13,14. Cependant, l’injection intra-splénique donne un rapport de prise tumorale inférieur à celui d’autres modèles de transplantation15,16. Avec l’injection intra-splénique, l’ablation chirurgicale de la rate est effectuée pour éviter la croissance du cancer dans la rate, ce qui peut potentiellement compromettre la maturation des cellules immunitaires17. En outre, l’injection intra-splénique peut également entraîner une croissance tumorale involontaire dans la rate et la cavité abdominale18, ce qui complique les analyses de métastases hépatiques. L’injection intra-parenchymateuse directe dans le foie induit efficacement des métastases hépatiques 16,19,20. Néanmoins, cette approche ne récapitule pas complètement une étape biologique de la métastase hépatique qui se produit naturellement par la dissémination de la veine porte. En utilisant l’injection directe dans le foie, l’entrée des cellules cancéreuses dans un non-portail, mais la circulation systémique peut également entraîner plusieurs grandes métastases pulmonaires16. Bien qu’une majorité de patients atteints de métastases hépatiques CRC présentent plusieurs nodules tumoraux dans le foie21, l’injection directe dans un lobe hépatique spécifique génère une seule masse tumorale19,20. L’injection de veine porte ou injection de veine mésentérique, bien que techniquement difficile, permet une livraison efficace des cellules tumorales dans le foie d’une manière qui récapitule les modèles de croissance observés chez les patients17. Cette stratégie peut minimiser la possibilité de métastases au site secondaire et permet une croissance rapide des cellules cancéreuses dans le foie, simplifiant ainsi les analyses de survie des souris.
Historiquement, des lignées cellulaires de cancer colorectal telles que la souris MC-38, le HT-29 humain et le SW-620 ont été utilisées pour générer des modèles murins de métastases hépatiques22,23. Cependant, ces lignées cellulaires de cancer colorectal n’induisent pas de réaction stromale desmoplastique. La faible teneur stromale dans les tumeurs rend difficile l’étude des rôles biologiques des fibroblastes associés au cancer. Les progrès récents dans les organoïdes du CCR et leur transplantation ont offert des plateformes utiles pour évaluer les rôles vitaux du stroma dans la progression du cancer24. La transplantation hépatique d’organoïdes du CCR génère un microenvironnement tumoral riche en fibroblastes et a fourni de nouvelles informations sur la recherchestromale 6,25. Actuellement, l’injection veineuse portale ou mésentérique d’organoïdes est devenue une approche de référence pour générer des métastases hépatiques CRC 6,25,26,27,28. Néanmoins, à notre connaissance, aucun article précédent n’a décrit de méthodes détaillées pour l’injection veineuse porte de tumoroïdes colorectaux. Nous présentons ici une méthodologie pour l’utilisation de l’injection veineuse portale d’organoïdes du CCR pour développer un nouveau traitement dirigé par le stroma médié par le virus adéno-associé (AAV).
Les hépatocytes sont un constituant important du microenvironnement tumoral métastatique dans le foie et jouent un rôle essentiel dans la progression du cancer métastatique29. Inspirés par le succès des approches de thérapie génique AAV pour induire l’expression des protéines dans les hépatocytes chezles patients non néoplasiques 30,31, nous avons étudié une approche similaire mais visant à modifier le microenvironnement de la tumeur du foie dans leCCR 25. En tant que tel, nous décrivons également ici l’injection de veine caudale d’AAV8 pour induire l’expression de protéines anti-tumorigènes afin de modifier le microenvironnement de la tumeur du foie. Le sérotype AAV8, désigné par le choix de la protéine de capside virale lors de la production du virus, conduit à une efficacité de transduction élevée spécifiquement des hépatocytes (c’est-à-dire l’expression génique ciblée dans le microenvironnement de la tumeur hépatique)32. Nous avons déjà montré que Islr (superfamille d’immunoglobulines contenant une répétition riche en leucine) est un gène spécifique du CAF qui induit la signalisation de la protéine morphogénétique osseuse (BMP), réduit la croissance des tumoroïdes du CCR et favorise la différenciation des cellules souches intestinales Lgr5+ 25. Nous avons testé si la surexpression médiée par AAV8 du gène stromal limitant le cancer, Islr, dans les hépatocytes pouvait atténuer la progression des métastases hépatiques en effectuant une injection veineuse porte de tumoroïdes CRC chez des souris traitées par AAV8-Islr.
Dans cet article, nous décrivons d’abord la procédure d’injection de la veine caudale de l’AAV tropicale hépatique. Ensuite, nous décrivons une méthode de préparation de cellules tumoroïdes et d’injection de veine porte chez les souris traitées par AAV. Enfin, nous présentons des approches pour surveiller la progression tumorale métastatique afin d’évaluer l’efficacité des thérapies dirigées par le stroma.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>10% Formalin</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>HT501128</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>15 mL centrifuge tube</td>
			<td>Corning</td>
			<td>430791</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>33-gauge needle</td>
			<td>TSK</td>
			<td>LDS-33013</td>
			<td>For portal vein injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-0 vicryl suture</td>
			<td>ETHICON</td>
			<td>J494G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>40-&#181;m cell strainer</td>
			<td>Corning</td>
			<td>431750</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5 mL Syringe</td>
			<td>BD</td>
			<td>302130</td>
			<td>Used to apply saline to the intestine after portal vein injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50 mL centrifuge tube</td>
			<td>Corning</td>
			<td>430829</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50 mL syringe</td>
			<td>TERUMO</td>
			<td>SS*50LE</td>
			<td>Luer lock syringe for perfusion fixation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>70% Isopropyl alcohol wipe</td>
			<td>Briemar</td>
			<td>5730</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anaesthesia machine</td>
			<td>Darvall</td>
			<td>9356</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#945;SMA antibody</td>
			<td>DAKO</td>
			<td>M0851</td>
			<td>Clone 1A4. 1/500 dilution for immunohistochemistry</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine</td>
			<td>TROY</td>
			<td>N/A</td>
			<td>ilium Temvet Injection, 300 &#181;g/ml Buprenorphine</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton buds</td>
			<td>Johnson &#38; Johnson</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Johnson&#39;s pure cotton bud applicators. Need to be autoclaved before use.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D-luciferin</td>
			<td>Biosynth</td>
			<td>L-8220</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electric shaver</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Sold by multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Sold by multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hamilton syringe</td>
			<td>HAMILTON</td>
			<td>81020</td>
			<td>For portal vein injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heat box (animal warming chamber)</td>
			<td>Datesand</td>
			<td>MK3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heat lamp</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Sold by multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hemostatic sponge</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>09-0891-04-015</td>
			<td>Gelfoam absorbable gelatin sponge, USP, 12-7 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>India ink</td>
			<td>Talens</td>
			<td>44727000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Injection syringe and needle</td>
			<td>BD</td>
			<td>326769</td>
			<td>For tail vein injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Islr probe (RNAscope)</td>
			<td>ACD</td>
			<td>450041</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Henry Schein</td>
			<td>988-3244</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IVIS Spectrum In Vivo Imaging System</td>
			<td>Perkin Elmer</td>
			<td>124262</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Living Image Software</td>
			<td>Perkin Elmer</td>
			<td>128113</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Matrigel</td>
			<td>Corning</td>
			<td>356231</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MRI fibrosis tool</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>https://github.com/MontpellierRessourcesImagerie/imagej_macros_and_scripts/wiki/MRI_Fibrosis_Tool</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phosphate-buffered saline (PBS)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>D8537</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RNAscope kit</td>
			<td>ACD</td>
			<td>322300</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rodent restrainer</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Sold by multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rosa26-Cas9 mouse</td>
			<td>The Jackson Laboratory</td>
			<td>024858</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Saline</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>PHA19042010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scissors</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Sold by multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Skin staplers</td>
			<td>Able Scientific</td>
			<td>AS59028</td>
			<td>9 mm wound clips</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stapler applicator</td>
			<td>Able Scientific</td>
			<td>AS59026</td>
			<td>9 mm wound clip applicator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stapler remover</td>
			<td>Able Scientific</td>
			<td>AS59037</td>
			<td>Wound clip remover</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical drape</td>
			<td>Multigate</td>
			<td>29-220</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical gauze</td>
			<td>Sentry Medical</td>
			<td>GS001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Topical anesthesia cream</td>
			<td>EMLA</td>
			<td>N/A</td>
			<td>EMLA 5% cream, 25 mg/g lignocaine and 25 mg/g prilocaine</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TrypLE Express</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>12605028</td>
			<td>Recombinant cell-dissociation enzyme mix</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Y-27632</td>
			<td>Tocris</td>
			<td>1254</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

portal vein injection of colorectal cancer organoids to study the liver metastasis stroma

Les métastases hépatiques du cancer colorectal (CCR) sont l’une des principales causes de décès liés au cancer. Les fibroblastes associés au cancer (CAF), une composante majeure du microenvironnement tumoral, jouent un rôle crucial dans la progression du CCR métastatique et prédisent un mauvais pronostic du patient. Cependant, il y a un manque de modèles murins satisfaisants pour étudier la diaphonie entre les cellules cancéreuses métastatiques et les CAF. Ici, nous présentons une méthode pour étudier comment la progression des métastases hépatiques est régulée par la niche métastatique et pourrait éventuellement être contenue par un traitement dirigé par le stroma. L’injection veineuse portale d’organoïdes du CCR a généré une réaction desmoplastique, qui a fidèlement récapitulé l’histologie riche en fibroblastes des métastases hépatiques du CCR humain. Ce modèle était spécifique au tissu avec une charge tumorale plus élevée dans le foie par rapport à un modèle d’injection intra-splénique, simplifiant les analyses de survie de la souris. En injectant des organoïdes tumoraux exprimant la luciférase, la cinétique de croissance tumorale pourrait être surveillée par imagerie in vivo . De plus, ce modèle préclinique fournit une plate-forme utile pour évaluer l’efficacité des thérapies ciblant le mésenchyme tumoral. Nous décrivons des méthodes pour examiner si l’administration par un virus adéno-associé d’un gène stromal inhibiteur de tumeur aux hépatocytes pourrait remodeler le microenvironnement tumoral et améliorer la survie de la souris. Cette approche permet le développement et l’évaluation de nouvelles stratégies thérapeutiques pour inhiber les métastases hépatiques du CCR.

Pour induire une surexpression médiée par l’AAV d’un gène stromal limitant la tumeur, Islr 4,25,43,44, dans les hépatocytes, nous avons injecté par voie intraveineuse Islr-encodant AAV8. 1,0 x 1011 génomes viraux (vg) d’AAV8-Islr, ou comme témoin, AAV8-mRuby2, ont été injectés dans la veine de la queue de souris adulte (<strong clas...

Watch this Scientific Journal Video about Portal Vein Injection of Colorectal Cancer Organoids to Study the Liver Metastasis Stroma at JoVE.com

Portal Vein Injection of Colorectal Cancer Organoids to Study the Liver Metastasis Stroma

L’injection veineuse portale d’organoïdes du cancer colorectal (CCR) génère des métastases hépatiques riches en stroma. Ce modèle murin de métastases hépatiques du CCR représente un outil utile pour étudier les interactions tumeur-stroma et développer de nouvelles thérapies dirigées par le stroma telles que les thérapies géniques médiées par le virus adéno-associé.

Injection veineuse portale d’organoïdes du cancer colorectal pour étudier la métastase hépatique Stroma

Hepatic metastasis of colorectal cancer (CRC) is a leading cause of cancer-related death. Cancer-associated fibroblasts (CAFs), a major component of the ...

Plus de 50% des patients atteints de cancer colorectal développent des métastases hépatiques par dissémination veineuse porte. Et les modèles animaux actuels pour étudier les métastases hépatiques du cancer colorectal restent inadéquats pour récapituler le processus biologique. L’injection veineuse portale de tumoroïdes du cancer colorectal fournit un environnement tumoral riche en fibroblastes qui permet d’étudier la diaphonie entre les cellules cancéreuses métastatiques et la CAS dans les métastases hépatiques du cancer colorectal.Cette technique fournit une plate-forme pour évaluer l’efficacité des stratégies thérapeutiques ciblant le microenvironnement tumoral des métastases hépatiques du cancer colorectal. Cette méthode est particulièrement utile pour étudier les interactions entre la CAS, les cellules tumorales et le microenvironnement tumoral. Si la pointe de coton n’est pas placée correctement sur le site d’injection, des saignements excessifs peuvent survenir après le retrait de l’aiguille.Le trempage de la pointe de coton s’arrête une fois le site d’injection localisé. L’identification de la veine porte et la visualisation du site d’injection peuvent être difficiles sans démonstration visuelle de cette procédure. Pour commencer, préparez une zone chirurgicale aseptique à l’aide de rideaux stériles sur un coussin chauffant.De plus, préparez tous les instruments nécessaires à la chirurgie comme décrit dans le manuscrit du texte. Éclairez ensuite la zone chirurgicale en ajustant la position de la source lumineuse. Ensuite, injectez par voie sous-cutanée 0,1 milligramme par kilogramme de poids corporel de buprénorphine dans une souris pour la gestion chirurgicale de la douleur.Ensuite, anesthésiez la souris et à l’aide d’un rasoir électrique, rasez le milieu jusqu’au haut de l’abdomen dans une zone éloignée de la zone chirurgicale aseptique pour éviter que les cheveux ne contaminent le site. Nettoyez le site d’incision en alternant avec de la bétadine et de l’éthanol à 80% pour stériliser la zone chirurgicale. Répétez trois fois.Placez la souris dans la zone chirurgicale sur un coussin chauffant en position couchée avec maintien de l’anesthésie à l’isoflurane. Ensuite, placez un drap chirurgical avec un trou sur son abdomen. Soulevez la peau abdominale avec une pince et faites une incision cutanée de deux à trois centimètres à la ligne médiane avec des ciseaux, en coupant uniquement la peau, en vous assurant que l’incision va du milieu de l’abdomen au processus xiphoïde du sternum et non au-dessus de l’extrémité inférieure du processus xiphoïde.Ensuite, soulevez complètement la paroi péritonéale avec une pince et faites une incision similaire de deux à trois centimètres au péritoine avec des ciseaux. Évitez de couper l’intestin et le diaphragme. Ensuite, faites tremper une gaze chirurgicale avec une solution saline chaude et placez-la à côté de l’incision à droite du chirurgien.Retirez doucement le petit et le gros intestin à l’aide d’un coton-tige imbibé d’une solution saline et placez-les sur la gaze trempée dans la solution saline. Couvrez les intestins avec de la gaze humide supplémentaire pour les garder humides. Ensuite, tirez doucement l’intestin vers la droite du chirurgien avec la gaze humide.Appliquez ensuite une tension douce pour visualiser la veine porte. Si la visualisation de la veine porte est difficile, ajustez doucement la position de l’estomac avec un coton-tige humide. Après avoir doucement canalisé la suspension tumoroïde plusieurs fois pour obtenir une suspension cellulaire homogène, aspirer 100 microlitres de la suspension cellulaire dans une seringue Hamilton ou un millilitre attachée à une aiguille de calibre 33, en évitant les bulles d’air.Insérez lentement le biseau de l’aiguille dans la veine porte avec une profondeur d’insertion de trois à quatre millimètres et l’angle de l’aiguille presque parallèle à la veine porte. Injectez les cellules tumorales lentement pendant 30 secondes pour éviter l’occlusion de la veine porte. La couleur du foie passe temporairement du rouge au blanc.Après l’injection, retirez l’aiguille lentement et appliquez immédiatement une légère pression sur le site d’injection avec un coton-tige sec pendant cinq minutes. Retirez le coton-tige et appliquez immédiatement une éponge hémostatique sur le site d’injection. Tenez l’éponge avec un coton-tige ou une pince et appliquez une légère pression pendant cinq minutes de plus.Après cinq minutes, retirez la pression sur l’éponge hémostatique et confirmez qu’il n’y a pas de saignement du site d’injection. En cas de saignement, effectuez immédiatement une hémostase sous pression avec un coton-tige pendant environ 10 minutes. Appliquez ensuite une éponge hémostatique supplémentaire pendant cinq minutes supplémentaires.Après avoir confirmé qu’il n’y a pas de saignement, retirez les gazes chirurgicales sur les intestins. Ensuite, à l’aide d’une seringue remplie de cinq millilitres de solution saline, vers les intestins pour empêcher l’adhésion des organes. Replacez doucement les intestins à l’intérieur de la cavité abdominale et suturez le péritoine à l’aide de sutures de polyglactine 4-0.Ensuite, soulevez les deux côtés de la peau avec une pince, appliquez des agrafeuses cutanées pour fermer l’incision cutanée, en faisant attention à ne pas agrafer l’intestin. Éteignez l’isoflurane, mais maintenez le flux d’oxygène en marche. Surveillez attentivement la souris.Et lorsque la souris se réveille, placez-la dans une cage vide sur un coussin chauffant. Surveillez la souris jusqu’à ce qu’elle soit consciente et qu’elle se déplace normalement. Quatre heures après la chirurgie, injecter par voie sous-cutanée 0,1 milligramme par kilogramme de buprénorphine.Surveillez attentivement la souris tous les jours pendant une semaine, en vérifiant les sutures et la cicatrisation des plaies. Sept à 10 jours après la chirurgie, retirez les agrafeuses cutanées à l’aide d’un dissolvant d’agrafeuse. L’hybridation in situ de l’ARN deux semaines après l’injection d’AAV-8 Islr dans la veine caudale a montré une surexpression d’Islr dans le foie.Deux semaines après l’injection d’AAV mRuby2, des suspensions unicellulaires d’organoïdes du cancer du côlon ont été injectées dans la veine porte de la souris. Macroscopiquement, cette injection de veine porte a entraîné la formation de multiples nodules tumoraux blancs dans le foie. La coloration à l’hématoxyline et à l’éosine des métastases hépatiques du cancer colorectal induites par l’injection de veine porte a démontré une histopathologie d’un adénocarcinome tubulaire modérément différencié accompagné d’une réaction stromale desmoplastique et d’une nécrose.Cette histologie riche en stroma a fidèlement récapitulé celle des métastases hépatiques du cancer colorectal humain, ce qui rend ce modèle adapté à la recherche translationnelle sur le stroma tumoral métastatique. L’immunohistochimie de l’actine musculaire alpha lisse a confirmé la présence de fibroblastes associés au cancer, tandis que la coloration rouge Picro-Sirius a démontré une matrice extracellulaire abondante dans le mésenchyme tumoral. L’immunochimie pour EPCAM a révélé que le cancer colorectal métastatique a montré un bourgeonnement tumoral, ce qui est une caractéristique du cancer colorectal de mauvais pronostic.Et l’indice de marquage Ki67 était d’environ 80%, ce qui indique que la plupart des cellules tumorales sont mitotiquement actives. Les souris ont montré une survie médiane de 57 jours après l’injection de tumoroïde dans la veine porte. Les souris traitées par AAV-8 Islr ont montré une amélioration de la survie des souris, une diminution des signaux d’imagerie in vivo des tumeurs, une augmentation de la signalisation des protéines morphogénétiques osseuses et une diminution des cellules proliférantes Ki67.Assurez-vous que la pointe de coton est appliquée au bon site d’injection et que l’éponge hémostatique n’est appliquée qu’après l’arrêt du saignement. L’établissement de la tumeur peut être surveillé à l’aide de l’imagerie IVIS pour s’assurer que les cellules tumorales se développent dans le foie.

Research

JoVE Journal

Cancer Research

Advanced Animal Model of Colorectal Metastasis in Liver: Imaging Techniques and Properties of Metastatic Clones

Avancée Modèle animal de colorectal métastatique du foie: Techniques d&#39;imagerie et propriétés des métastatiques Clones

Patients with a limited number of hepatic metastases and slow rates of progression can be successfully treated with local treatment approaches1,2. ...

Recherche

Recherche en cancérologie

A Portal Vein Injection Model to Study Liver Metastasis of Breast Cancer

Une injection Modèle Portal Vein pour étudier le foie Métastases du cancer du sein

Breast cancer is the leading cause of cancer-related mortality in women worldwide. Liver metastasis is involved in upwards of 30% of cases with breast ...

Intracarotid Cancer Cell Injection to Produce Mouse Models of Brain Metastasis

Intracarotidienne Cancer Cell Injection pour produire des modèles de souris de Brain Métastase

Metastasis, the spread and growth of malignant cells at secondary sites within a patient&#39;s body, accounts for &#62; 90% of cancer-related mortality. ...

Acellular and Cellular Lung Model to Study Tumor Metastasis

Cellulaire et acellulaire poumon modèle pour étudier les métastases tumorales

It is difficult to isolate tumor cells at different points of tumor progression. We created an ex vivo lung model that can show the interaction of tumor ...

Combined Use of Tail Vein Metastasis Assays and Real-Time In Vivo Imaging to Quantify Breast Cancer Metastatic Colonization and Burden in the Lungs

Utilisation combinée des essais de métastases de veine de queue et de l'imagerie in vivo en temps réel pour quantifier la colonisation métastatique et le fardeau du cancer du sein dans les poumons

Metastasis is the main cause of cancer-related deaths and there are limited therapeutic options for patients with metastatic disease. The identification ...

Pathological Analysis of Lung Metastasis Following Lateral Tail-Vein Injection of Tumor Cells

Analyse pathologique des métastases pulmonaires après injection latérale de cellules tumorales dans la veine caudale

Metastasis, the primary cause of morbidity and mortality for most cancer patients, can be challenging to model preclinically in mice. Few spontaneous ...

A Biomimetic Model for Liver Cancer to Study Tumor-Stroma Interactions in a 3D Environment with Tunable Bio-Physical Properties

Un modèle biomimétique pour le cancer du foie pour étudier les interactions tumeur-stroma dans un environnement 3D avec tunable propriétés bio-physiques

Hepatocellular carcinoma (HCC) is a primary liver tumor developing in the wake of chronic liver disease. Chronic liver disease and inflammation leads to a ...

Modeling Brain Metastasis Via Tail-Vein Injection of Inflammatory Breast Cancer Cells

Modélisation des métastases cérébrales par injection veineuse de cellules inflammatoires du cancer du sein

Metastatic spread to the brain is a common and devastating manifestation of many types of cancer. In the United States alone, about 200,000 patients are ...

A Permanent Window for Investigating Cancer Metastasis to the Lung

Une fenêtre permanente pour enquêter sur les métastases cancéreuses au poumon

Metastasis, accounting for ~90% of cancer-related mortality, involves the systemic spread of cancer cells from primary tumors to secondary sites such as ...

Intratibial Osteosarcoma Cell Injection to Generate Orthotopic Osteosarcoma and Lung Metastasis Mouse Models

Injection intratibiale de cellules d’ostéosarcome pour générer des modèles murins d’ostéosarcome orthotopique et de métastases pulmonaires

Osteosarcoma is the most common primary bone cancer in children and adolescents, with lungs as the most common metastatic site. The five-year survival ...