Name: portal vein injection of colorectal cancer organoids to study the liver metastasis stroma
Uploaded: 2021-09-03T13:45:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Portal Vein Injection of Colorectal Cancer Organoids to Study the Liver Metastasis Stroma at JoVE.com

Это исследование было поддержано грантами Национального совета по здравоохранению и медицинским исследованиям (APP1156391 для D.L.W., S.L.W.) (APP1081852 в D.L.W., APP1140236 в S.L.W., APP1099283 в D.L.W.,); Cancer Council SA Beat Cancer Project от имени своих доноров и правительства штата Южная Австралия через Департамент здравоохранения (MCF0418 to S.L.W., D.L.W.); грант на научные исследования (B) (20H03467 to M.T.) по заказу Министерства образования, культуры, спорта, науки и техники Японии; AMED-CREST (Японское агентство медицинских исследований и разработок, Core Research for Evolutional Science and Technology (19gm0810007h0104 and 19gm1210008s0101 to A.E.); Проект по исследованию рака и терапевтической эволюции (P-CREATE) от AMED (19cm0106332h0002 до A.E.); Японская программа содействия развитию науки за рубежом для молодых исследователей (для H.K.), стипендия Научного фонда Takeda (для H.K.), Greaton International Ph.D. Scholarship (для H.K.), Стипендия Lions Medical Research Foundation (для K.G.).
Мы благодарим д-ра Лешека Лисовского из Центра векторной и геномной инженерии (VGEF), Детского медицинского научно-исследовательского института (CMRI) (Новый Южный Уэльс, Австралия) за создание рекомбинантных векторов AAV.

Все процедуры для животных в этой статье были рассмотрены и одобрены Комитетом по этике животных Южно-Австралийского института здравоохранения и медицинских исследований (номер одобрения, SAM322).
1. Инъекция аденоассоциированного вируса в хвостовую вену
ПРИ...

В этом исследовании мы показали, что инъекция органоидов CRC мыши в воротную вену воспроизводимо генерирует богатые фибробластами метастазы в печень, которые имитируют гистологические особенности печеночных метастазов CRC человека. Кроме того, в сочетании с терапией, направленной на ст?...

Колоректальный рак (CRC) является основной причиной смертности от рака во всем мире1. Более чем у половины пациентов с КРР развиваются печеночные метастазы, которые возникают через диссеминацию портальной вены1. В настоящее время не существует эффективных терапевтических средств, которые могут вылечить прогрессирующие метастазы в печень, и большинство пациентов поддаются метастатическому заболеванию.
Метастатическая ниша или микроокружение опухоли играет ключевую роль в приживлении и росте диссеминированных CRC-клеток2. Связанные с раком фибробласты (CAF), важный компонент микроокружения опухоли, способствуют или сдерживают прогрессирование рака путем секреции факторов роста, ремоделирования внеклеточного матрикса (ECM) и модуляции иммунных ландшафтов и ангиогенеза 3,4,5. CAF также придают устойчивость к химиотерапии и иммунотерапии3. Кроме того, ЦАФ регулируют инициацию и прогрессирование метастазирования КРР в печень и прогнозируют прогноз у пациентов с КРР 3,6,7,8. Таким образом, факторы, связанные с CAF, могут быть использованы для разработки терапевтических стратегий для ингибирования метастазирования CRC в печень. Тем не менее, отсутствие удовлетворительных мышиных моделей для изучения метастатической опухолевой стромы было основным препятствием для разработки терапии, нацеленной на строму.
В настоящее время животные модели для изучения метастазов в печени CRC включают первичные модели CRC, которые спонтанно развивают метастазы в печени и модели трансплантации раковых клеток в печень. Первичные мышиные модели CRC, такие как генетически модифицированные мышиные модели и инъекции в толстую кишку раковых клеток, редко показывают метастазирование в печень 9,10,11,12. Более того, даже если наблюдается метастазирование в печени, эти модели показывают длительную латентность от первичной индукции опухоли до метастазирования и потенциально умирают от первичной опухолевойнагрузки 12. Для эффективного образования метастазов в печени культивируемые CRC-клетки трансплантируются в печень с использованием трех инъекционных подходов: внутриселезеночная инъекция, прямая внутрипенхимальная инъекция в печень и инъекция воротной вены. Внутриплодно введенные раковые клетки распространяются в селезеночную вену, воротную вену и, в конечном счете, в печень13,14. Тем не менее, внутриселезеночная инъекция дает более низкое соотношение взятия опухоли по сравнению с другими моделями трансплантации15,16. При внутриселезеночной инъекции выполняется хирургическое удаление селезенки, чтобы избежать роста рака в селезенке, который потенциально может поставить под угрозу созревание иммунных клеток17. Кроме того, внутриселезеночная инъекция может также привести к непреднамеренному росту опухоли в селезенке и брюшной полости18, что усложняет анализ метастазирования в печень. Прямая внутричерепная инъекция в печень эффективно индуцирует метастазирование в печени 16,19,20. Тем не менее, этот подход не полностью повторяет биологический этап метастазирования в печень, который естественным образом происходит через распространение в портальных венах. Используя прямую инъекцию в печень, проникновение раковых клеток в непортальный, но системный кровоток также может привести к множественным крупным метастазам в легкие16. Хотя у большинства пациентов с метастазами в печень CRC обнаруживаются множественные опухолевые узелки в печени21, прямая инъекция в определенную долю печени генерирует одну опухолевую массу19,20. Инъекция в воротную вену или инъекция в брыжеечную вену, хотя и технически сложная, позволяет эффективно доставлять опухолевые клетки в печень таким образом, чтобы повторить паттерны роста, наблюдаемые у пациентов17. Эта стратегия может свести к минимуму возможность метастазов вторичного сайта и обеспечивает быстрый рост раковых клеток в печени, упрощая анализ выживаемости мышей.
Исторически сложилось так, что линии клеток колоректального рака, такие как мышиный MC-38, человеческий HT-29 и SW-620, использовались для создания мышиных моделей метастазирования в печени22,23. Однако эти клеточные линии колоректального рака не вызывают десмопластическую стромальную реакцию. Низкое содержание стромы в опухолях затрудняет исследование биологических ролей связанных с раком фибробластов. Недавние достижения в области органоидов CRC и их трансплантации предложили полезные платформы для оценки жизненно важной роли стромы в прогрессировании рака24. Трансплантация в печени органоидов CRC генерирует богатое фибробластами микроокружение опухоли и дала новое представление о стромальных исследованиях 6,25. В настоящее время инъекция органоидов в портальные или брыжеечные вены стала золотым стандартом для генерации метастазов в печениCRC 6,25,26,27,28. Тем не менее, насколько нам известно, ни в одной из предыдущих работ не описывались подробные методы инъекции в воротные вены колоректальных опухолей. Здесь мы представляем методологию использования портальной инъекции органоидов CRC в вену для разработки новой аденоассоциированной вирусной (AAV)-опосредованной стромой терапии.
Гепатоциты являются важным компонентом микроокружения метастатической опухоли в печени и играют решающую роль в прогрессировании метастатического рака29. Вдохновленные успехом подходов генной терапии AAV для индуцирования экспрессии белка в гепатоцитах у неопухолевых пациентов 30,31, мы исследовали аналогичный подход, но направленный на модификацию микроокружения опухоли печени в CRC25. Таким образом, мы также описываем в настоящем описании инъекцию AAV8 в хвостовую вену для индуцирования экспрессии противоопухолевых белков для модификации микроокружения опухоли печени. Серотип AAV8, обозначаемый выбором белка вирусного капсида во время производства вируса, приводит к высокой эффективности трансдукции конкретно гепатоцитов (т.е. целевой экспрессии генов в микроокружении опухоли печени)32. Ранее мы показали, что Islr (суперсемейство иммуноглобулинов, содержащее богатый лейцином повтор) является CAF-специфическим геном, который индуцирует передачу сигналов костного морфогенетического белка (BMP), уменьшает рост опухолевых опухолей CRC и способствует дифференцировке кишечных стволовых клеток Lgr5+ 25. Мы проверили, может ли AAV8-опосредованная сверхэкспрессия сдерживающего рак стромального гена Islr в гепатоцитах ослабить прогрессирование метастазирования в печени путем выполнения инъекции в воротные вены опухолей CRC у мышей, получавших AAV8-Islr.
В этой статье мы сначала опишем процедуру инъекции хвостовой вены тропического AAV печени. Затем мы описываем метод подготовки опухолевых клеток и инъекции воротной вены мышам, обработанным AAV. Наконец, мы представляем подходы к мониторингу прогрессирования метастатической опухоли для оценки эффективности терапии, направленной на строму.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>10% Formalin</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>HT501128</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>15 mL centrifuge tube</td>
			<td>Corning</td>
			<td>430791</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>33-gauge needle</td>
			<td>TSK</td>
			<td>LDS-33013</td>
			<td>For portal vein injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-0 vicryl suture</td>
			<td>ETHICON</td>
			<td>J494G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>40-&#181;m cell strainer</td>
			<td>Corning</td>
			<td>431750</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5 mL Syringe</td>
			<td>BD</td>
			<td>302130</td>
			<td>Used to apply saline to the intestine after portal vein injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50 mL centrifuge tube</td>
			<td>Corning</td>
			<td>430829</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50 mL syringe</td>
			<td>TERUMO</td>
			<td>SS*50LE</td>
			<td>Luer lock syringe for perfusion fixation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>70% Isopropyl alcohol wipe</td>
			<td>Briemar</td>
			<td>5730</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anaesthesia machine</td>
			<td>Darvall</td>
			<td>9356</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#945;SMA antibody</td>
			<td>DAKO</td>
			<td>M0851</td>
			<td>Clone 1A4. 1/500 dilution for immunohistochemistry</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine</td>
			<td>TROY</td>
			<td>N/A</td>
			<td>ilium Temvet Injection, 300 &#181;g/ml Buprenorphine</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton buds</td>
			<td>Johnson &#38; Johnson</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Johnson&#39;s pure cotton bud applicators. Need to be autoclaved before use.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D-luciferin</td>
			<td>Biosynth</td>
			<td>L-8220</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electric shaver</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Sold by multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Sold by multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hamilton syringe</td>
			<td>HAMILTON</td>
			<td>81020</td>
			<td>For portal vein injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heat box (animal warming chamber)</td>
			<td>Datesand</td>
			<td>MK3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heat lamp</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Sold by multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hemostatic sponge</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>09-0891-04-015</td>
			<td>Gelfoam absorbable gelatin sponge, USP, 12-7 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>India ink</td>
			<td>Talens</td>
			<td>44727000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Injection syringe and needle</td>
			<td>BD</td>
			<td>326769</td>
			<td>For tail vein injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Islr probe (RNAscope)</td>
			<td>ACD</td>
			<td>450041</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Henry Schein</td>
			<td>988-3244</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IVIS Spectrum In Vivo Imaging System</td>
			<td>Perkin Elmer</td>
			<td>124262</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Living Image Software</td>
			<td>Perkin Elmer</td>
			<td>128113</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Matrigel</td>
			<td>Corning</td>
			<td>356231</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MRI fibrosis tool</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>https://github.com/MontpellierRessourcesImagerie/imagej_macros_and_scripts/wiki/MRI_Fibrosis_Tool</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phosphate-buffered saline (PBS)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>D8537</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RNAscope kit</td>
			<td>ACD</td>
			<td>322300</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rodent restrainer</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Sold by multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rosa26-Cas9 mouse</td>
			<td>The Jackson Laboratory</td>
			<td>024858</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Saline</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>PHA19042010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scissors</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Sold by multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Skin staplers</td>
			<td>Able Scientific</td>
			<td>AS59028</td>
			<td>9 mm wound clips</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stapler applicator</td>
			<td>Able Scientific</td>
			<td>AS59026</td>
			<td>9 mm wound clip applicator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stapler remover</td>
			<td>Able Scientific</td>
			<td>AS59037</td>
			<td>Wound clip remover</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical drape</td>
			<td>Multigate</td>
			<td>29-220</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical gauze</td>
			<td>Sentry Medical</td>
			<td>GS001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Topical anesthesia cream</td>
			<td>EMLA</td>
			<td>N/A</td>
			<td>EMLA 5% cream, 25 mg/g lignocaine and 25 mg/g prilocaine</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TrypLE Express</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>12605028</td>
			<td>Recombinant cell-dissociation enzyme mix</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Y-27632</td>
			<td>Tocris</td>
			<td>1254</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

portal vein injection of colorectal cancer organoids to study the liver metastasis stroma

Метастазы колоректального рака в печени (CRC) являются основной причиной смерти, связанной с раком. Связанные с раком фибробласты (CAF), основной компонент микроокружения опухоли, играют решающую роль в прогрессировании метастатического CRC и предсказывают плохой прогноз пациента. Тем не менее, не хватает удовлетворительных мышиных моделей для изучения перекрестных помех между метастатическими раковыми клетками и КАФ. Здесь мы представляем метод исследования того, как прогрессирование метастазирования в печени регулируется метастатической нишей и, возможно, может быть ограничено терапией, направленной на строму. Инъекция органоидов CRC в воротную вену вызвала десмопластическую реакцию, которая точно повторяла богатую фибробластами гистологию метастазов в печени CRC человека. Эта модель была тканеспецифичной с более высокой опухолевой нагрузкой в печени по сравнению с моделью внутриселезеночной инъекции, что упрощало анализ выживаемости мышей. Путем инъекции органоидов опухоли, экспрессирующих люциферазу, кинетика роста опухоли может контролироваться с помощью визуализации in vivo . Кроме того, эта доклиническая модель обеспечивает полезную платформу для оценки эффективности терапевтических средств, нацеленных на мезенхиму опухоли. Мы описываем методы изучения того, может ли аденоассоциированная вирусом доставка ингибирующего опухоль стромального гена к гепатоцитам реконструировать микроокружение опухоли и улучшить выживаемость мышей. Этот подход позволяет разрабатывать и оценивать новые терапевтические стратегии для ингибирования метастазирования CRC в печени.

Чтобы индуцировать AAV-опосредованную сверхэкспрессию сдерживающего опухоль стромального гена Islr 4,25,43,44 в гепатоцитах, мы внутривенно вводили Islr-кодирующий AAV8. 1,0 х 1011 вирусных геномов (vg) AAV8-Islr, или</em...

Watch this Scientific Journal Video about Portal Vein Injection of Colorectal Cancer Organoids to Study the Liver Metastasis Stroma at JoVE.com

Portal Vein Injection of Colorectal Cancer Organoids to Study the Liver Metastasis Stroma

Инъекция органоидов колоректального рака (CRC) в воротную вену генерирует богатые стромой метастазы в печень. Эта мышиная модель метастазирования печени CRC представляет собой полезный инструмент для изучения взаимодействий опухоли и стромы и разработки новых терапевтических средств, направленных на строму, таких как генная терапия, опосредованная аденоассоциированным вирусом.

Портальная инъекция органоидов колоректального рака для изучения стромы метастазов в печень

Hepatic metastasis of colorectal cancer (CRC) is a leading cause of cancer-related death. Cancer-associated fibroblasts (CAFs), a major component of the ...

Более чем у 50% больных колоректальным раком развиваются метастазы в печень через диссеминацию портальных вен. И современные животные модели для изучения метастазов колоректального рака в печени остаются недостаточными для повторения биологического процесса. Инъекция в воротные вены опухолей колоректального рака обеспечивает богатую фибробластами опухолевую среду, которая позволяет исследовать перекрестные помехи между метастатическими раковыми клетками и CAS при метастазировании колоректального рака печени.Этот метод предоставляет платформу для оценки эффективности терапевтических стратегий, нацеленных на микроокружение опухоли при метастазировании колоректального рака печени. Этот метод особенно полезен для исследования взаимодействий между CAS, опухолевыми клетками и микроокружением опухоли. Если ватный наконечник неправильно помещен на место инъекции, после удаления иглы может возникнуть чрезмерное кровотечение.Замачивание хлопкового наконечника прекращается, как только место инъекции находится. Идентификация воротной вены и визуализация места инъекции может быть затруднена без визуальной демонстрации этой процедуры. Для начала подготовьте асептическую хирургическую область с помощью стерильных штор на грелке.Кроме того, подготовьте все инструменты, необходимые для операции, как описано в тексте рукописи. Затем осветите хирургическую область, отрегулировав положение источника света. Затем подкожно вводят 0,1 миллиграмма на килограмм массы тела бупренорфина в мышь для хирургического лечения боли.Затем обезболивают мышь и с помощью электробритвы бреют середину до верхней части живота в области, удаленной от асептической хирургической области, чтобы избежать загрязнения участка волосами. Очистите место разреза, чередуя с бетадином и 80% этанолом для стерилизации хирургической области. Повторите три раза.Поместите мышь в хирургическую зону на грелку в лежачем положении с поддержанием анестезии изофлураном. Затем поместите хирургическую драпировку с отверстием над животом. Поднимите кожу живота щипцами и сделайте двух-трехсантиметровый разрез кожи по средней линии ножницами, разрезая только кожу, убедившись, что разрез колеблется от середины живота до мечевидного отростка грудины и не выше нижнего конца мечевидного отростка.Затем полностью поднимите стенку брюшины щипцами и сделайте ножницами аналогичный двух-трехсантиметровый разрез брюшины. Избегайте разрезания кишечника и диафрагмы. Затем замочите хирургическую марлю теплым физиологическим раствором и поместите ее рядом с разрезом справа от хирурга.Аккуратно вытащите тонкий и толстый кишечник с помощью ватной палочки, пропитанной физиологическим раствором, и поместите их на пропитанную солевым раствором марлю. Накройте кишечник дополнительной влажной марлей, чтобы сохранить его влажным. Далее аккуратно потяните кишечник вправо от хирурга мокрой марлей.Затем нанесите мягкое натяжение, чтобы визуализировать воротную вену. Если визуализация воротной вены затруднена, аккуратно скорректируйте положение желудка влажной ватной палочкой. После осторожного наложения суспензии опухолевой опухоли несколько раз для получения однородной клеточной суспензии, вытяните 100 микролитров клеточной суспензии в шприц Гамильтона или один миллилитровый шприц, прикрепленный к игле 33 калибра, избегая пузырьков воздуха.Медленно вставьте иглу скосом вверх в воротную вену с глубиной введения от трех до четырех миллиметров и углом иглы почти параллельно портальной вене. Вводите опухолевые клетки медленно в течение 30 секунд, чтобы предотвратить окклюзию воротной вены. Цвет печени временно меняется с красного на белый.После инъекции медленно извлеките иглу и сразу же нанесите мягкое давление на место инъекции сухой ватной палочкой в течение пяти минут. Снимите ватную палочку и сразу же нанесите гемостатическую губку на место инъекции. Подержите губку ватной палочкой или щипцами и мягко надавите еще пять минут.Через пять минут снимите давление на гемостатическую губку и подтвердите, что кровотечения из места инъекции нет. При возникновении кровотечения немедленно выполняют гемостаз давлением ватной палочкой около 10 минут. Затем нанесите дополнительную гемостатическую губку еще на пять минут.Подтвердив, что кровотечения нет, удаляют хирургические марли на кишечнике. Затем, используя шприц, наполненный пятью миллилитрами физиологического раствора, брызните физиологическим раствором в кишечник, чтобы предотвратить адгезию органов. Аккуратно поместите кишечник обратно внутрь брюшной полости и зашить брюшину с помощью 4-0 полиглактиновых швов.Затем подтягивая обе стороны кожи щипцами, нанесите степлеры кожи, чтобы закрыть разрез кожи, стараясь не скрепить кишечник. Выключите изофлуран, но поддерживайте поток кислорода. Внимательно следите за мышью.А когда мышь проснется, поместите ее в пустую клетку на грелку. Следите за мышью до тех пор, пока она не станет в сознании и нормально амбулирует. Через четыре часа после операции подкожно вводят 0,1 миллиграмма на килограмм бупренорфина.Тщательно следите за мышью ежедневно в течение недели, проверяя швы и заживление ран. Через семь-10 дней после операции удалите степлеры кожи с помощью степлера. Гибридизация РНК in situ через две недели после инъекции AAV-8 Islr в хвостовую вену показала гиперэкспрессию Islr в печени.Через две недели после инъекции AAV mRuby2 одноклеточные суспензии органоидов рака толстой кишки были введены в воротную вену мыши. Макроскопически эта инъекция в воротную вену привела к множественным белым опухолевым узелкам в печени. Окрашивание гематоксилином и эозином колоректального рака печеночных метастазов, индуцированных инъекцией воротной вены, продемонстрировало гистопатологию умеренно дифференцированной канальцевой аденокарциномы, сопровождающейся десмопластической стромальной реакцией и некрозом.Эта богатая стромой гистология точно повторила метастазы колоректального рака человека в печени, что делает эту модель подходящей для трансляционных исследований, исследующих метастатическую опухолевую строму. Иммуногистохимия альфа-гладкомышечного актина подтвердила наличие связанных с раком фибробластов, тогда как красное окрашивание Пикро-Сириуса продемонстрировало обильное внеклеточное матрикс в мезенхиме опухоли. Иммунохимия для EPCAM показала, что метастатический колоректальный рак показал почкование опухоли, что характерно для плохого прогноза колоректального рака.А индекс маркировки Ki67 составил примерно 80%, что указывает на то, что большинство опухолевых клеток митотически активны. Мыши показали среднюю выживаемость через 57 дней после инъекции опухоли в воротную вену. Мыши, получавшие AAV-8 Islr, показали улучшенную выживаемость мышей, снижение сигналов визуализации in vivo от опухолей, увеличение передачи сигналов костного морфогенетического белка и снижение пролиферирующих клеток Ki67.Убедитесь, что ватный наконечник приложен к правильному месту инъекции, а гемостатическая губка применяется только после остановки кровотечения. Создание опухоли можно контролировать с помощью визуализации IVIS, чтобы убедиться, что опухолевые клетки растут в печени.

Research

JoVE Journal

Cancer Research

Advanced Animal Model of Colorectal Metastasis in Liver: Imaging Techniques and Properties of Metastatic Clones

Расширенный животной модели колоректального метастазами в печени: Визуализация методы и свойства метастатических клонов

Patients with a limited number of hepatic metastases and slow rates of progression can be successfully treated with local treatment approaches1,2. ...

A Portal Vein Injection Model to Study Liver Metastasis of Breast Cancer

Воротной вены для инъекций модель для изучения печени метастазирования рака молочной железы

Breast cancer is the leading cause of cancer-related mortality in women worldwide. Liver metastasis is involved in upwards of 30% of cases with breast ...

Intracarotid Cancer Cell Injection to Produce Mouse Models of Brain Metastasis

Intracarotid Cancer Cell Инъекции Произвести мышь Модели метастаз мозга

Metastasis, the spread and growth of malignant cells at secondary sites within a patient&#39;s body, accounts for &#62; 90% of cancer-related mortality. ...

Acellular and Cellular Lung Model to Study Tumor Metastasis

Бесклеточной и клеточных легких модель для изучения метастазов опухоли

It is difficult to isolate tumor cells at different points of tumor progression. We created an ex vivo lung model that can show the interaction of tumor ...

Combined Use of Tail Vein Metastasis Assays and Real-Time In Vivo Imaging to Quantify Breast Cancer Metastatic Colonization and Burden in the Lungs

Комбинированное использование хвоста вен ы метастазы анализы и в режиме реального времени в Vivo Imaging для количественной диагностики рака молочной железы метастатическая колонизация и бремя в легких

Metastasis is the main cause of cancer-related deaths and there are limited therapeutic options for patients with metastatic disease. The identification ...

Pathological Analysis of Lung Metastasis Following Lateral Tail-Vein Injection of Tumor Cells

Патологический анализ метастазирования в легкие после инъекции опухолевых клеток в латеральную хвостовую вену

Metastasis, the primary cause of morbidity and mortality for most cancer patients, can be challenging to model preclinically in mice. Few spontaneous ...

A Biomimetic Model for Liver Cancer to Study Tumor-Stroma Interactions in a 3D Environment with Tunable Bio-Physical Properties

Биомиметическая модель рака печени для изучения взаимодействия опухоли и стромы в 3D-среде с настраиваемыми био-физическими свойствами

Hepatocellular carcinoma (HCC) is a primary liver tumor developing in the wake of chronic liver disease. Chronic liver disease and inflammation leads to a ...

Modeling Brain Metastasis Via Tail-Vein Injection of Inflammatory Breast Cancer Cells

Моделирование метастазирования в головной мозг с помощью инъекции воспалительных клеток рака молочной железы в хвостовую вену

Metastatic spread to the brain is a common and devastating manifestation of many types of cancer. In the United States alone, about 200,000 patients are ...

A Permanent Window for Investigating Cancer Metastasis to the Lung

Постоянное окно для исследования метастазирования рака в легкие

Metastasis, accounting for ~90% of cancer-related mortality, involves the systemic spread of cancer cells from primary tumors to secondary sites such as ...

Intratibial Osteosarcoma Cell Injection to Generate Orthotopic Osteosarcoma and Lung Metastasis Mouse Models

Внутриберибиальная инъекция клеток остеосаркомы для создания ортотопических моделей мышиной остеосаркомы и метастазов в легкие

Osteosarcoma is the most common primary bone cancer in children and adolescents, with lungs as the most common metastatic site. The five-year survival ...