Name: portal vein injection of colorectal cancer organoids to study the liver metastasis stroma
Uploaded: 2021-09-03T13:45:00
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Este estudio fue apoyado por subvenciones del Consejo Nacional de Salud e Investigación Médica (APP1156391 a D.L.W., S.L.W.) (APP1081852 a D.L.W., APP1140236 a S.L.W., APP1099283 a D.L.W.,); Cancer Council SA Beat Cancer Project en nombre de sus donantes y el Gobierno del Estado de Australia del Sur a través del Departamento de Salud (MCF0418 a S.L.W., D.L.W.); una subvención para la investigación científica (B) (20H03467 a M.T.) encargada por el Ministerio de Educación, Cultura, Deportes, Ciencia y Tecnología del Japón; AMED-CREST (Agencia Japonesa de Investigación y Desarrollo Médico, Core Research for Evolutional Science and Technology (19gm0810007h0104 y 19gm1210008s0101 a A.E.); el Proyecto para la Investigación del Cáncer y la Evolución Terapéutica (P-CREATE) de AMED (19cm0106332h0002 a A.E.); Japan Society for the Promotion of Science Overseas Challenge Program for Young Researchers (a H.K.), Takeda Science Foundation Fellowship (a H.K.), Greaton International Ph.D. Scholarship (a H.K.), Lions Medical Research Foundation Scholarship (a K.G.).
Agradecemos al Dr. Leszek Lisowski en Vector and Genome Engineering Facility (VGEF), Children's Medical Research Institute (CMRI) (NSW, AUSTRALIA) por producir vectores AAV recombinantes.

Todos los procedimientos con animales en este artículo fueron revisados y aprobados por el Comité de Ética Animal del Instituto de Salud e Investigación Médica de Australia del Sur (número de aprobación, SAM322).
1. Inyección en la vena de la cola del virus adenoasociado
NOTA: El virus adenoasociado (AAV) debe manejarse como un riesgo biológico bajo las pautas de Nivel 1 de Bioseguridad. Consulte el protocolo publicado para la preparación, purificación y ti...

En este estudio, hemos demostrado que la inyección en la vena porta de organoides del CCR de ratón genera de forma reproducible metástasis hepáticas ricas en fibroblastos que imitan las características histológicas de las metástasis hepáticas del CCR humano. Además, cuando se combina con terapias dirigidas por el estroma, como la terapia génica mediada por AAV8, este modelo preclínico sirve como una herramienta útil para evaluar los efectos terapéuticos sobre la supervivencia del ratón y el crecimiento tumo...

El cáncer colorrectal (CCR) es una de las principales causas de mortalidad por cáncer en todo el mundo1. Más de la mitad de los pacientes con CCR desarrollan metástasis hepática que se produce a través de la diseminación de la venaporta 1. Actualmente, no existen terapias efectivas que puedan curar la metástasis hepática avanzada, y la mayoría de los pacientes sucumben a la enfermedad metastásica.
El nicho metastásico o microambiente tumoral desempeña un papel clave en el injerto y crecimiento de células ccroscópicas diseminadas2. Los fibroblastos asociados al cáncer (CAF), un componente prominente del microambiente tumoral, promueven o restringen la progresión del cáncer a través de la secreción de factores de crecimiento, la remodelación de la matriz extracelular (ECM) y la modulación de los paisajes inmunes y la angiogénesis 3,4,5. Los CAF también confieren resistencia a las quimioterapias e inmunoterapias3. Además, los CAF regulan el inicio y la progresión de la metástasis hepática del CCR y predicen el pronóstico en pacientes con CCR 3,6,7,8. Por lo tanto, los factores relacionados con CAF podrían ser explotados para el desarrollo de estrategias terapéuticas para inhibir la metástasis hepática del CCR. Sin embargo, la falta de modelos de ratón satisfactorios para estudiar el estroma tumoral metastásico ha sido un obstáculo importante para el desarrollo de terapias dirigidas al estroma.
Actualmente, los modelos animales para estudiar la metástasis hepática del CCR incluyen modelos primarios de CCR que desarrollan espontáneamente metástasis hepáticas y modelos de trasplante de células cancerosas en el hígado. Los modelos primarios de ratón CRC, como los modelos de ratón modificados genéticamente y la inyección colónica de células cancerosas, rara vez muestran metástasis en el hígado 9,10,11,12. Además, incluso si se observa una metástasis hepática, estos modelos muestran una latencia larga desde la inducción del tumor primario hasta la metástasis, y potencialmente mueren de carga tumoral primaria12. Para generar de manera eficiente metástasis hepáticas de CCR, las células de CCR cultivadas se trasplantan al hígado utilizando tres enfoques de inyección: inyección intraesplénica, inyección intraparenquimatosa directa en el hígado e inyección de vena porta. Las células cancerosas inyectadas intraesplenicalmente se diseminan a la vena esplénica, la vena porta y, en última instancia, al hígado13,14. Sin embargo, la inyección intraesplénica arroja una menor proporción de toma tumoral en comparación con otros modelos de trasplante15,16. Con la inyección intraesplénica, se realiza la extirpación quirúrgica del bazo para evitar el crecimiento de cáncer en el bazo, lo que puede comprometer potencialmente la maduración de las células inmunes17. Además, la inyección intraesplénica también puede provocar un crecimiento tumoral no intencionado en el bazo y la cavidad abdominal18, lo que complica los análisis de metástasis hepáticas. La inyección intraparenquimatosa directa en el hígado induce eficientemente la metástasis hepática 16,19,20. Sin embargo, este enfoque no recapitula completamente un paso biológico de la metástasis hepática que ocurre naturalmente a través de la diseminación de la vena porta. Mediante la inyección directa en el hígado, la entrada de células cancerosas en una circulación no portal, pero sistémica también puede dar lugar a múltiples metástasis pulmonares grandes16. Aunque la mayoría de los pacientes con metástasis hepática del CCR muestran múltiples nódulos tumorales en el hígado21, la inyección directa en un lóbulo hepático específico genera una sola masa tumoral19,20. La inyección de vena porta o la inyección de vena mesentérica, aunque técnicamente desafiante, permite la entrega eficiente de células tumorales en el hígado de una manera que recapitula los patrones de crecimiento observados en pacientes17. Esta estrategia puede minimizar la posibilidad de metástasis en el sitio secundario y permite un rápido crecimiento de las células cancerosas en el hígado, simplificando los análisis de supervivencia del ratón.
Históricamente, las líneas celulares de cáncer colorrectal como mc-38 de ratón, HT-29 humana y SW-620 se utilizaron para generar modelos de ratón de metástasis hepática22,23. Sin embargo, estas líneas celulares de cáncer colorrectal no inducen una reacción estromal desmoplástica. El bajo contenido estromal en los tumores dificulta la investigación de las funciones biológicas de los fibroblastos asociados al cáncer. Los avances recientes en los organoides del CCR y su trasplante han ofrecido plataformas útiles para evaluar las funciones vitales del estroma en la progresión del cáncer24. El trasplante hepático de organoides del CCR genera un microambiente tumoral rico en fibroblastos y ha proporcionado nuevos conocimientos sobre la investigación del estroma 6,25. Actualmente, la inyección de organoides en la vena portal o mesentérica se ha convertido en un enfoque estándar de oro para generar metástasis hepáticas de CCR 6,25,26,27,28. Sin embargo, hasta donde sabemos, ningún artículo anterior ha descrito métodos detallados para la inyección de tumores colorrectales en la vena porta. Aquí, presentamos una metodología para usar la inyección en la vena porta de organoides del CCR para desarrollar una nueva terapia dirigida por el estroma mediada por el virus adenoasociado (AAV).
Los hepatocitos son un componente importante del microambiente tumoral metastásico en el hígado y desempeñan un papel crítico en la progresión del cáncer metastásico29. Inspirados por el éxito de los enfoques de terapia génica AAV para inducir la expresión de proteínas en hepatocitos en pacientes no neoplásicos 30,31, investigamos un enfoque similar pero dirigido a modificar el microambiente tumoral hepático en CRC25. Como tal, también describimos aquí la inyección de la vena de la cola de AAV8 para inducir la expresión de proteínas antitumorales para modificar el microambiente tumoral hepático. El serotipo AAV8, designado por la elección de la proteína de la cápside viral durante la producción del virus, conduce a una alta eficiencia de transducción específicamente de los hepatocitos (es decir, la expresión génica dirigida en el microambiente tumoral hepático)32. Anteriormente hemos demostrado que Islr (superfamilia de inmunoglobulinas que contiene repetición rica en leucina) es un gen específico de CAF que induce la señalización de la proteína morfogenética ósea (BMP), reduce el crecimiento tumoroide del CCR y promueve la diferenciación de células madre intestinales Lgr5+ 25. Probamos si la sobreexpresión mediada por AAV8 del gen del estroma que restringe el cáncer, Islr, en hepatocitos podría atenuar la progresión de la metástasis hepática mediante la inyección en la vena porta de tumoroides del CCR en ratones tratados con AAV8-Islr.
En este artículo, primero describimos el procedimiento de inyección de la vena de la cola del AAV trópico hepático. Luego, describimos un método para la preparación de células tumoroides y la inyección de vena porta en los ratones tratados con AAV. Finalmente, presentamos enfoques para monitorear la progresión del tumor metastásico para evaluar la eficacia de la terapéutica dirigida por el estroma.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>10% Formalin</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>HT501128</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>15 mL centrifuge tube</td>
			<td>Corning</td>
			<td>430791</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>33-gauge needle</td>
			<td>TSK</td>
			<td>LDS-33013</td>
			<td>For portal vein injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-0 vicryl suture</td>
			<td>ETHICON</td>
			<td>J494G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>40-&#181;m cell strainer</td>
			<td>Corning</td>
			<td>431750</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5 mL Syringe</td>
			<td>BD</td>
			<td>302130</td>
			<td>Used to apply saline to the intestine after portal vein injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50 mL centrifuge tube</td>
			<td>Corning</td>
			<td>430829</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50 mL syringe</td>
			<td>TERUMO</td>
			<td>SS*50LE</td>
			<td>Luer lock syringe for perfusion fixation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>70% Isopropyl alcohol wipe</td>
			<td>Briemar</td>
			<td>5730</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anaesthesia machine</td>
			<td>Darvall</td>
			<td>9356</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#945;SMA antibody</td>
			<td>DAKO</td>
			<td>M0851</td>
			<td>Clone 1A4. 1/500 dilution for immunohistochemistry</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine</td>
			<td>TROY</td>
			<td>N/A</td>
			<td>ilium Temvet Injection, 300 &#181;g/ml Buprenorphine</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton buds</td>
			<td>Johnson &#38; Johnson</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Johnson&#39;s pure cotton bud applicators. Need to be autoclaved before use.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D-luciferin</td>
			<td>Biosynth</td>
			<td>L-8220</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electric shaver</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Sold by multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Sold by multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hamilton syringe</td>
			<td>HAMILTON</td>
			<td>81020</td>
			<td>For portal vein injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heat box (animal warming chamber)</td>
			<td>Datesand</td>
			<td>MK3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heat lamp</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Sold by multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hemostatic sponge</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>09-0891-04-015</td>
			<td>Gelfoam absorbable gelatin sponge, USP, 12-7 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>India ink</td>
			<td>Talens</td>
			<td>44727000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Injection syringe and needle</td>
			<td>BD</td>
			<td>326769</td>
			<td>For tail vein injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Islr probe (RNAscope)</td>
			<td>ACD</td>
			<td>450041</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Henry Schein</td>
			<td>988-3244</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IVIS Spectrum In Vivo Imaging System</td>
			<td>Perkin Elmer</td>
			<td>124262</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Living Image Software</td>
			<td>Perkin Elmer</td>
			<td>128113</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Matrigel</td>
			<td>Corning</td>
			<td>356231</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MRI fibrosis tool</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>https://github.com/MontpellierRessourcesImagerie/imagej_macros_and_scripts/wiki/MRI_Fibrosis_Tool</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phosphate-buffered saline (PBS)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>D8537</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RNAscope kit</td>
			<td>ACD</td>
			<td>322300</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rodent restrainer</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Sold by multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rosa26-Cas9 mouse</td>
			<td>The Jackson Laboratory</td>
			<td>024858</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Saline</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>PHA19042010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scissors</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Sold by multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Skin staplers</td>
			<td>Able Scientific</td>
			<td>AS59028</td>
			<td>9 mm wound clips</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stapler applicator</td>
			<td>Able Scientific</td>
			<td>AS59026</td>
			<td>9 mm wound clip applicator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stapler remover</td>
			<td>Able Scientific</td>
			<td>AS59037</td>
			<td>Wound clip remover</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical drape</td>
			<td>Multigate</td>
			<td>29-220</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical gauze</td>
			<td>Sentry Medical</td>
			<td>GS001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Topical anesthesia cream</td>
			<td>EMLA</td>
			<td>N/A</td>
			<td>EMLA 5% cream, 25 mg/g lignocaine and 25 mg/g prilocaine</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TrypLE Express</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>12605028</td>
			<td>Recombinant cell-dissociation enzyme mix</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Y-27632</td>
			<td>Tocris</td>
			<td>1254</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

portal vein injection of colorectal cancer organoids to study the liver metastasis stroma

La metástasis hepática del cáncer colorrectal (CCR) es una de las principales causas de muerte relacionada con el cáncer. Los fibroblastos asociados al cáncer (CAF), un componente importante del microambiente tumoral, desempeñan un papel crucial en la progresión metastásica del CCR y predicen el mal pronóstico del paciente. Sin embargo, hay una falta de modelos de ratón satisfactorios para estudiar la diafonía entre las células cancerosas metastásicas y los CAF. Aquí, presentamos un método para investigar cómo la progresión de la metástasis hepática está regulada por el nicho metastásico y posiblemente podría ser restringida por la terapia dirigida por el estroma. La inyección en la vena porta de organoides del CCR generó una reacción desmoplástica, que recapituló fielmente la histología rica en fibroblastos de las metástasis hepáticas del CCR humano. Este modelo fue específico del tejido con una mayor carga tumoral en el hígado en comparación con un modelo de inyección intraesplénica, lo que simplificó los análisis de supervivencia del ratón. Al inyectar organoides tumorales que expresan luciferasa, la cinética de crecimiento tumoral podría ser monitoreada por imágenes in vivo . Además, este modelo preclínico proporciona una plataforma útil para evaluar la eficacia de las terapias dirigidas al mesénquima tumoral. Se describen métodos para examinar si la administración mediada por virus adenoasociado de un gen estromal inhibidor del tumor a los hepatocitos podría remodelar el microambiente tumoral y mejorar la supervivencia del ratón. Este enfoque permite el desarrollo y la evaluación de nuevas estrategias terapéuticas para inhibir la metástasis hepática del CCR.

Para inducir la sobreexpresión mediada por AAV de un gen del estroma que restringe el tumor, Islr 4,25,43,44, en hepatocitos, inyectamos por vía intravenosa AAV8 que codifica Islr. 1.0 x 1011 genomas virales (vg) de AAV8-Islr, o como control, AAV8-mRuby2, se inyectaron en la vena de la cola del ratón adulto (Figura 1A</stron...

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Portal Vein Injection of Colorectal Cancer Organoids to Study the Liver Metastasis Stroma

La inyección de organoides de cáncer colorrectal (CCR) en la vena porta genera metástasis hepáticas ricas en estroma. Este modelo de ratón de metástasis hepática del CCR representa una herramienta útil para estudiar las interacciones tumor-estroma y desarrollar nuevas terapias dirigidas al estroma, como las terapias génicas mediadas por virus adenoasociadas.

Inyección en la vena porta de organoides de cáncer colorrectal para estudiar la metástasis hepática del estroma

Hepatic metastasis of colorectal cancer (CRC) is a leading cause of cancer-related death. Cancer-associated fibroblasts (CAFs), a major component of the ...

Más del 50% de los pacientes con cáncer colorrectal desarrollan metástasis hepáticas a través de la diseminación de la vena porta. Y los modelos animales actuales para estudiar la metástasis hepática del cáncer colorrectal siguen siendo inadecuados para recapitular el proceso biológico. La inyección de tumoroides de cáncer colorrectal en la vena porta proporciona un entorno tumoral rico en fibroblastos que permite la investigación de la diafonía entre las células cancerosas metastásicas y el CAS en la metástasis hepática del cáncer colorrectal.Esta técnica proporciona una plataforma para evaluar la eficacia de las estrategias terapéuticas dirigidas al microambiente tumoral de la metástasis hepática del cáncer colorrectal. Este método es particularmente útil para investigar las interacciones entre CAS, las células tumorales y el microambiente tumoral. Si la punta de algodón no se coloca correctamente en el sitio de la inyección, puede ocurrir sangrado excesivo después de la extracción de la aguja.El remojo de la punta de algodón se detiene una vez que se encuentra el sitio de inyección. Identificar la vena porta y visualizar el sitio de inyección puede ser difícil sin la demostración visual de este procedimiento. Para comenzar, prepare un área quirúrgica aséptica con cortinas estériles en una almohadilla térmica.Además, prepare todos los instrumentos necesarios para la cirugía como se describe en el manuscrito de texto. Luego ilumine el área quirúrgica ajustando la posición de la fuente de luz. A continuación, inyecte por vía subcutánea 0,1 miligramos por kilogramo de peso corporal de buprenorfina en un ratón para el manejo quirúrgico del dolor.Luego anestesia al ratón y usando una afeitadora eléctrica, afeita el medio hasta la parte superior del abdomen en un área distante del área quirúrgica aséptica para evitar que el cabello contamine el sitio. Limpie el sitio de la incisión alternando con Betadine y etanol al 80% para esterilizar el área quirúrgica. Repetir tres veces.Coloque el ratón en el área quirúrgica sobre una almohadilla térmica en posición supina con mantenimiento de anestesia isoflurano. Luego coloque una cortina quirúrgica con un orificio sobre su abdomen. Levante la piel abdominal con fórceps y haga una incisión cutánea de dos a tres centímetros en la línea media con tijeras, cortando solo la piel, asegurándose de que la incisión vaya desde la mitad del abdomen hasta el proceso xifoide del esternón y no por encima del extremo inferior del proceso xifoide.Luego levante completamente la pared peritoneal con fórceps y haga una incisión similar de dos a tres centímetros en el peritoneo con tijeras. Evite cortar el intestino y el diafragma. A continuación, remoje una gasa quirúrgica con solución salina tibia y colóquela junto a la incisión a la derecha del cirujano.Extraiga suavemente los intestinos delgado y grueso con un bastoncillo de algodón empapado con solución salina y colóquelos en la gasa empapada en solución salina. Cubra los intestinos con una gasa húmeda adicional para mantenerlos húmedos. A continuación, tire suavemente del intestino hacia la derecha del cirujano con la gasa húmeda.Luego aplique una tensión suave para visualizar la vena porta. Si la visualización de la vena porta es difícil, ajuste suavemente la posición del estómago con un bastoncillo de algodón húmedo. Después de canalizar suavemente la suspensión tumoroide varias veces para obtener una suspensión celular homogénea, extraiga 100 microlitros de la suspensión celular en una jeringa Hamilton o de un mililitro unida a una aguja de calibre 33, evitando burbujas de aire.Inserte lentamente el bisel de la aguja en la vena porta con una profundidad de inserción de tres a cuatro milímetros y el ángulo de la aguja casi paralelo a la vena porta. Inyecte las células tumorales lentamente durante 30 segundos para evitar la oclusión de la vena porta. El color del hígado cambia temporalmente de rojo a blanco.Después de la inyección, retire la aguja lentamente e inmediatamente aplique una presión suave en el lugar de la inyección con un bastoncillo de algodón seco durante cinco minutos. Retire el bastoncillo de algodón e inmediatamente aplique una esponja hemostática en el lugar de la inyección. Sostenga la esponja con un bastoncillo de algodón o fórceps y aplique una presión suave durante cinco minutos más.Después de cinco minutos, retire la presión a la esponja hemostática y confirme que no hay sangrado del sitio de la inyección. Si se produce sangrado, realice inmediatamente la hemostasia a presión con un bastoncillo de algodón durante unos 10 minutos. Luego aplique una esponja hemostática adicional durante otros cinco minutos.Después de confirmar que no hay sangrado, retire las gasas quirúrgicas en los intestinos. Luego, usando una jeringa llena de cinco mililitros de solución salina, vierta la solución salina a los intestinos para evitar la adhesión de los órganos. Coloque suavemente los intestinos dentro de la cavidad abdominal y suture el peritoneo usando 4-0 suturas de poliglactina.Luego levantando ambos lados de la piel con fórceps, aplique grapadoras de piel para cerrar la incisión de la piel, teniendo cuidado de no grapar el intestino. Apague el isoflurano, pero mantenga el flujo de oxígeno en funcionamiento. Controle cuidadosamente el ratón.Y cuando el ratón se despierte, colóquelo en una jaula vacía en una almohadilla térmica. Monitoree al ratón hasta que esté consciente y deambulando normalmente. Cuatro horas después de la cirugía, inyecte por vía subcutánea 0,1 miligramos por kilogramo de buprenorfina.Controle cuidadosamente al ratón diariamente durante una semana, revisando las suturas y la cicatrización de heridas. De siete a 10 días después de la cirugía, retire las grapadoras de piel con un removedor de grapadora. La hibridación de ARN in situ dos semanas después de la inyección de AAV-8 Islr en la vena de la cola mostró una sobreexpresión de Islr en el hígado.Dos semanas después de la inyección de AAV mRuby2, se inyectaron suspensiones unicelulares de organoides de cáncer de colon en la vena porta del ratón. Macroscópicamente, esta inyección de vena porta dio lugar a múltiples nódulos tumorales blancos en el hígado. La tinción de hematoxilina y eosina del cáncer colorrectal inducida por la inyección de vena porta demostró histopatología de adenocarcinoma tubular moderadamente diferenciado acompañado de una reacción estromal desmoplástica y necrosis.Esta histología rica en estroma recapituló fielmente la de las metástasis hepáticas del cáncer colorrectal humano, lo que hace que este modelo sea adecuado para la investigación traslacional que investiga el estroma tumoral metastásico. La inmunohistoquímica para la actina del músculo liso alfa confirmó la presencia de fibroblastos asociados al cáncer, mientras que la tinción roja de Picro-Sirius demostró abundante matriz extracelular en el mesénquima tumoral. La inmunoquímica para EPCAM reveló que el cáncer colorrectal metastásico mostró brotación tumoral, que es una característica del cáncer colorrectal de mal pronóstico.Y el índice de etiquetado Ki67 fue de aproximadamente el 80%, lo que indica que la mayoría de las células tumorales son mitóticamente activas. Los ratones mostraron una mediana de supervivencia de 57 días después de la inyección de tumoroides en la vena porta. Los ratones tratados con AAV-8 Islr mostraron una mejor supervivencia de los ratones, una disminución de las señales de imágenes in vivo de los tumores, una mayor señalización de proteínas morfogenéticas óseas y una disminución de las células proliferantes de Ki67.Asegúrese de que la punta de algodón se aplique en el sitio de inyección correcto y que la esponja hemostática se aplique solo después de que el sangrado se haya detenido. El establecimiento del tumor se puede monitorear utilizando las imágenes IVIS para asegurarse de que las células tumorales están creciendo dentro del hígado.

Research

JoVE Journal

Cancer Research

Advanced Animal Model of Colorectal Metastasis in Liver: Imaging Techniques and Properties of Metastatic Clones

Avanzada modelo animal de colorrectal metástasis en hígado: Técnicas de imagen y propiedades metastásicas de los clones

Patients with a limited number of hepatic metastases and slow rates of progression can be successfully treated with local treatment approaches1,2. ...

Investigación

Investigación sobre el cáncer

A Portal Vein Injection Model to Study Liver Metastasis of Breast Cancer

Una inyección Modelo vena porta del hígado para estudiar la metástasis del cáncer de mama

Breast cancer is the leading cause of cancer-related mortality in women worldwide. Liver metastasis is involved in upwards of 30% of cases with breast ...

Intracarotid Cancer Cell Injection to Produce Mouse Models of Brain Metastasis

Intracarotídea inyección de las células del cáncer para Producción de ratón Modelos de metástasis cerebral

Metastasis, the spread and growth of malignant cells at secondary sites within a patient&#39;s body, accounts for &#62; 90% of cancer-related mortality. ...

Acellular and Cellular Lung Model to Study Tumor Metastasis

Modelo de pulmón acelular y celular para el estudio de metástasis de Tumor

It is difficult to isolate tumor cells at different points of tumor progression. We created an ex vivo lung model that can show the interaction of tumor ...

Combined Use of Tail Vein Metastasis Assays and Real-Time In Vivo Imaging to Quantify Breast Cancer Metastatic Colonization and Burden in the Lungs

Uso combinado de ensayos de metástasis de vena de cola e imágenes en tiempo real en vivo en vivo para cuantificar la colonización metastásica del cáncer de mama y la carga en los pulmones

Metastasis is the main cause of cancer-related deaths and there are limited therapeutic options for patients with metastatic disease. The identification ...

Pathological Analysis of Lung Metastasis Following Lateral Tail-Vein Injection of Tumor Cells

Análisis patológico de metástasis pulmonares después de la inyección lateral de células tumorales en la vena de la cola

Metastasis, the primary cause of morbidity and mortality for most cancer patients, can be challenging to model preclinically in mice. Few spontaneous ...

A Biomimetic Model for Liver Cancer to Study Tumor-Stroma Interactions in a 3D Environment with Tunable Bio-Physical Properties

Un modelo biomimético para el cáncer de hígado para estudiar las interacciones tumorales-estroma en un entorno 3D con propiedades biofísicos ajustables

Hepatocellular carcinoma (HCC) is a primary liver tumor developing in the wake of chronic liver disease. Chronic liver disease and inflammation leads to a ...

Modeling Brain Metastasis Via Tail-Vein Injection of Inflammatory Breast Cancer Cells

Modelado de metástasis cerebral mediante inyección en la vena de cola de células inflamatorias de cáncer de mama

Metastatic spread to the brain is a common and devastating manifestation of many types of cancer. In the United States alone, about 200,000 patients are ...

A Permanent Window for Investigating Cancer Metastasis to the Lung

Una ventana permanente para investigar la metástasis del cáncer en el pulmón

Metastasis, accounting for ~90% of cancer-related mortality, involves the systemic spread of cancer cells from primary tumors to secondary sites such as ...

Intratibial Osteosarcoma Cell Injection to Generate Orthotopic Osteosarcoma and Lung Metastasis Mouse Models

Inyección de células de osteosarcoma intratibial para generar osteosarcoma ortotópico y metástasis pulmonar modelos de ratón

Osteosarcoma is the most common primary bone cancer in children and adolescents, with lungs as the most common metastatic site. The five-year survival ...