Name: portal vein injection of colorectal cancer organoids to study the liver metastasis stroma
Uploaded: 2021-09-03T13:45:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Portal Vein Injection of Colorectal Cancer Organoids to Study the Liver Metastasis Stroma at JoVE.com

Denna studie stöddes av bidrag från National Health and Medical Research Council (APP1156391 till D.L.W., S.L.W.) (APP1081852 till D.L.W., APP1140236 till S.L.W., APP1099283 till D.L.W.,); Cancer Council SA Beat Cancer Project på uppdrag av sina givare och delstatsregeringen i södra Australien genom Department of Health (MCF0418 till S.L.W., D.L.W.); ett bidrag till vetenskaplig forskning (B) (20H03467 till M.T.) på uppdrag av Japans ministerium för utbildning, kultur, idrott, vetenskap och teknik; AMED-CREST (Japan Agency for Medical Research and Development, Core Research for Evolutional Science and Technology (19gm0810007h0104 och 19gm1210008s0101 till A.E.); projektet för cancerforskning och terapeutisk evolution (P-CREATE) från AMED (19cm0106332h0002 till A.E.); Japan Society for the Promotion of Science Overseas Challenge Program for Young Researchers (till H.K.), Takeda Science Foundation Fellowship (till H.K.), Greaton International Ph.D. Scholarship (till H.K.), Lions Medical Research Foundation Scholarship (till K.G.).
Vi tackar Dr. Leszek Lisowski vid Vector and Genome Engineering Facility (VGEF), Children's Medical Research Institute (CMRI) (NSW, AUSTRALIA) för att producera rekombinanta AAV-vektorer.

Alla djurförsök i denna artikel granskades och godkändes av South Australian Health and Medical Research Institute Animal Ethics Committee (godkännandenummer, SAM322).
1. Injektion av svansven av adenoassocierat virus
OBS: Adenoassocierat virus (AAV) bör hanteras som en biologisk fara enligt riktlinjerna för biosäkerhetsnivå 1. Se det publicerade protokollet för AAV-beredning, rening och titrering33. Hepatocyt-tropisk AAV, AAV8<sup cla...

I denna studie har vi visat att portalveninjektion av mus CRC-organoider reproducerbart genererar fibroblastrika levermetastaser som efterliknar histologiska egenskaper hos humana CRC-levermetastaser. Dessutom, i kombination med stroma-riktade terapier som AAV8-medierade genterapi, fungerar denna prekliniska modell som ett användbart verktyg för att bedöma terapeutiska effekter på musöverlevnad och tumörtillväxt.
Det finns åtminstone två kritiska steg i protokollet. För det första ?...

Kolorektal cancer (CRC) är en viktig orsak till cancerdödlighet över hela världen1. Mer än hälften av CRC-patienterna utvecklar levermetastaser som sker genomportalvenspridningen 1. För närvarande finns det inga effektiva terapier som kan bota avancerad levermetastas, och de flesta patienter ger efter för metastatisk sjukdom.
Den metastatiska nischen eller tumörmikromiljön spelar en nyckelroll i engraftment och tillväxt av spridda CRC-celler2. Cancerassocierade fibroblaster (CAF), en framträdande komponent i tumörmikromiljön, främjar eller begränsar cancerprogression genom att utsöndra tillväxtfaktorer, ombygga den extracellulära matrisen (ECM) och modulera immunlandskap och angiogenes 3,4,5. CAF ger också resistens mot kemoterapier och immunterapier3. Dessutom reglerar CAF initiering och progression av CRC-levermetastaser och förutsäger prognos hos patienter med CRC 3,6,7,8. Således kan CAF-relaterade faktorer utnyttjas för utveckling av terapeutiska strategier för att hämma CRC-levermetastasering. Bristen på tillfredsställande musmodeller för att studera den metastatiska tumörstroma har dock varit ett stort hinder för att utveckla stroma-riktade terapier.
För närvarande inkluderar djurmodeller för att studera CRC-levermetastaser primära CRC-modeller som spontant utvecklar levermetastaser och cancercellstransplantationsmodeller i levern. Primära CRC-musmodeller, såsom genetiskt konstruerade musmodeller och koloninjektion av cancerceller, visar sällan metastaser till levern 9,10,11,12. Dessutom, även om en levermetastas observeras, visar dessa modeller lång latens från den primära tumörinduktionen till metastasering och dör potentiellt av primär tumörbörda12. För att effektivt generera CRC-levermetastaser transplanteras odlade CRC-celler i levern med hjälp av tre injektionsmetoder: intra-mjältinjektion, direkt intraparenkymisk injektion i levern och portalveninjektion. Intra-spleniskt injicerade cancerceller sprids i mjältvenen, portalvenen och slutligen till levern13,14. Den intra-mjältinjektion ger emellertid ett lägre tumörintagsförhållande jämfört med andra transplantationsmodeller15,16. Med intra-mjältinjektion utförs kirurgiskt avlägsnande av mjälten för att undvika cancertillväxt i mjälten, vilket potentiellt kan äventyra immuncellsmognad17. Vidare kan intra-mjältinjektion också resultera i oavsiktlig tumörtillväxt i mjälten och bukhålan18, vilket komplicerar analyser av levermetastaser. Direkt intraparenkymisk injektion i levern inducerar effektivt levermetastasering 16,19,20. Ändå rekapitulerar detta tillvägagångssätt inte helt ett biologiskt steg av levermetastas som naturligt sker genom portalvenspridning. Med hjälp av direkt injektion i levern kan cancerceller komma in i en icke-portal, men systemisk cirkulation kan också resultera i flera stora lungmetastaser16. Även om en majoritet av patienterna med CRC-levermetastaser visar flera tumörknölar i levern21, genererar direkt injektion i en specifik leverlob en enda tumörmassa19,20. Portalveninjektion eller mesenterisk veninjektion, även om det är tekniskt utmanande, möjliggör effektiv leverans av tumörceller i levern på ett sätt som sammanfattar de tillväxtmönster som ses hos patienter17. Denna strategi kan minimera risken för metastaser på sekundär plats och möjliggör snabb tillväxt av cancerceller i levern, vilket förenklar musöverlevnadsanalyser.
Historiskt sett användes kolorektal cancercellinjer som mus MC-38, human HT-29 och SW-620 för att generera musmodeller av levermetastas22,23. Dessa kolorektala cancercellinjer inducerar emellertid inte en desmoplastisk stromalreaktion. Lågt stromalinnehåll i tumörerna gör det svårt att undersöka de biologiska rollerna hos cancerassocierade fibroblaster. De senaste framstegen inom CRC-organoider och deras transplantation har erbjudit användbara plattformar för att bedöma stromas vitala roller i cancerprogression24. Levertransplantation av CRC-organoider genererar en fibroblastrik tumörmikromiljö och har gett nya insikter i stromalforskning 6,25. För närvarande har portal- eller mesenterisk veninjektion av organoider blivit en guldstandardmetod för att generera CRC-levermetastaser 6,25,26,27,28. Såvitt vi vet har dock inga tidigare artiklar beskrivit detaljerade metoder för portalveninjektion av kolorektala tumöroider. Här presenterar vi en metod för att använda portalveninjektion av CRC-organoider för att utveckla nytt adenoassocierat virus (AAV) -medieterad stroma-riktad terapi.
Hepatocyter är en viktig beståndsdel i den metastaserande tumörmikromiljön i levern och spelar en avgörande roll i metastatisk cancerprogression29. Inspirerade av framgången med AAV-genterapimetoder för att inducera proteinuttryck i hepatocyter hos icke-neoplastiska patienter30,31, undersökte vi ett liknande tillvägagångssätt men syftade till att modifiera levertumörmikromiljön i CRC25. Som sådan beskriver vi också här svansveninjektionen av AAV8 för att inducera uttryck av antitumörigena proteiner för att modifiera levertumörens mikromiljö. AAV8-serotypen, betecknad genom valet av viralt kapsidprotein under virusproduktion, leder till hög transduktionseffektivitet specifikt för hepatocyter (dvs. riktat genuttryck i levertumörmikromiljön)32. Vi har tidigare visat att Islr (immunoglobulin superfamily containing leucine-rich repeat) är en CAF-specifik gen som inducerar benmorfogenetiskt protein (BMP) signalering, minskar CRC-tumöroidtillväxt och främjar Lgr5+ intestinal stamcellsdifferentiering25. Vi testade om AAV8-medierat överuttryck av den cancerhämtande stromagenen, Islr, i hepatocyter kunde dämpa levermetastasprogressionen genom att utföra portalveninjektion av CRC-tumöroider hos AAV8-Islr-behandlade möss.
I detta dokument beskriver vi först injektionsproceduren för svansvenen i levertropiken AAV. Därefter beskriver vi en metod för tumöroidcellberedning och portalveninjektion i de AAV-behandlade mössen. Slutligen presenterar vi metoder för att övervaka metastatisk tumörprogression för att bedöma effekten av stroma-riktade terapier.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>10% Formalin</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>HT501128</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>15 mL centrifuge tube</td>
			<td>Corning</td>
			<td>430791</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>33-gauge needle</td>
			<td>TSK</td>
			<td>LDS-33013</td>
			<td>For portal vein injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-0 vicryl suture</td>
			<td>ETHICON</td>
			<td>J494G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>40-&#181;m cell strainer</td>
			<td>Corning</td>
			<td>431750</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5 mL Syringe</td>
			<td>BD</td>
			<td>302130</td>
			<td>Used to apply saline to the intestine after portal vein injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50 mL centrifuge tube</td>
			<td>Corning</td>
			<td>430829</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50 mL syringe</td>
			<td>TERUMO</td>
			<td>SS*50LE</td>
			<td>Luer lock syringe for perfusion fixation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>70% Isopropyl alcohol wipe</td>
			<td>Briemar</td>
			<td>5730</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anaesthesia machine</td>
			<td>Darvall</td>
			<td>9356</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#945;SMA antibody</td>
			<td>DAKO</td>
			<td>M0851</td>
			<td>Clone 1A4. 1/500 dilution for immunohistochemistry</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine</td>
			<td>TROY</td>
			<td>N/A</td>
			<td>ilium Temvet Injection, 300 &#181;g/ml Buprenorphine</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton buds</td>
			<td>Johnson &#38; Johnson</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Johnson&#39;s pure cotton bud applicators. Need to be autoclaved before use.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D-luciferin</td>
			<td>Biosynth</td>
			<td>L-8220</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electric shaver</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Sold by multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Sold by multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hamilton syringe</td>
			<td>HAMILTON</td>
			<td>81020</td>
			<td>For portal vein injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heat box (animal warming chamber)</td>
			<td>Datesand</td>
			<td>MK3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heat lamp</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Sold by multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hemostatic sponge</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>09-0891-04-015</td>
			<td>Gelfoam absorbable gelatin sponge, USP, 12-7 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>India ink</td>
			<td>Talens</td>
			<td>44727000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Injection syringe and needle</td>
			<td>BD</td>
			<td>326769</td>
			<td>For tail vein injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Islr probe (RNAscope)</td>
			<td>ACD</td>
			<td>450041</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Henry Schein</td>
			<td>988-3244</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IVIS Spectrum In Vivo Imaging System</td>
			<td>Perkin Elmer</td>
			<td>124262</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Living Image Software</td>
			<td>Perkin Elmer</td>
			<td>128113</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Matrigel</td>
			<td>Corning</td>
			<td>356231</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MRI fibrosis tool</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>https://github.com/MontpellierRessourcesImagerie/imagej_macros_and_scripts/wiki/MRI_Fibrosis_Tool</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phosphate-buffered saline (PBS)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>D8537</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RNAscope kit</td>
			<td>ACD</td>
			<td>322300</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rodent restrainer</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Sold by multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rosa26-Cas9 mouse</td>
			<td>The Jackson Laboratory</td>
			<td>024858</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Saline</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>PHA19042010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scissors</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Sold by multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Skin staplers</td>
			<td>Able Scientific</td>
			<td>AS59028</td>
			<td>9 mm wound clips</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stapler applicator</td>
			<td>Able Scientific</td>
			<td>AS59026</td>
			<td>9 mm wound clip applicator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stapler remover</td>
			<td>Able Scientific</td>
			<td>AS59037</td>
			<td>Wound clip remover</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical drape</td>
			<td>Multigate</td>
			<td>29-220</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical gauze</td>
			<td>Sentry Medical</td>
			<td>GS001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Topical anesthesia cream</td>
			<td>EMLA</td>
			<td>N/A</td>
			<td>EMLA 5% cream, 25 mg/g lignocaine and 25 mg/g prilocaine</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TrypLE Express</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>12605028</td>
			<td>Recombinant cell-dissociation enzyme mix</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Y-27632</td>
			<td>Tocris</td>
			<td>1254</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

portal vein injection of colorectal cancer organoids to study the liver metastasis stroma

Levermetastasering av kolorektal cancer (CRC) är en ledande orsak till cancerrelaterad död. Cancerassocierade fibroblaster (CAF), en viktig del av tumörmikromiljön, spelar en avgörande roll i metastatisk CRC-progression och förutsäger dålig patientprognos. Det saknas dock tillfredsställande musmodeller för att studera överhörningen mellan metastatiska cancerceller och CAF. Här presenterar vi en metod för att undersöka hur levermetastasprogressionen regleras av den metastatiska nischen och eventuellt kan begränsas av stroma-riktad terapi. Portalveninjektion av CRC-organoider genererade en desmoplastisk reaktion, som troget rekapitulerade den fibroblastrika histologin hos humana CRC-levermetastaser. Denna modell var vävnadsspecifik med en högre tumörbörda i levern jämfört med en intra-mjältinjektionsmodell, vilket förenklade musöverlevnadsanalyser. Genom att injicera luciferasuttryckande tumörorganoider kunde tumörtillväxtkinetiken övervakas genom in vivo-avbildning . Dessutom ger denna prekliniska modell en användbar plattform för att bedöma effekten av terapier riktade mot tumörmesenkymet. Vi beskriver metoder för att undersöka om adenoassocierad virusmedierad leverans av en tumörhämmande stromalegen till hepatocyter skulle kunna omforma tumörmikromiljön och förbättra musens överlevnad. Detta tillvägagångssätt möjliggör utveckling och bedömning av nya terapeutiska strategier för att hämma levermetastasering av CRC.

För att inducera AAV-medierat överuttryck av en tumörbegränsande stromagen, Islr 4,25,43,44, i hepatocyter injicerade vi intravenöst Islr-kodande AAV8. 1,0 x 1011 virala genom (vg) av AAV8-Islr, eller som en kontroll, AAV8-mRuby2, injicerades i den vuxna mussvansvenen (figur 1A). Två veckor efter injektionen av s...

Watch this Scientific Journal Video about Portal Vein Injection of Colorectal Cancer Organoids to Study the Liver Metastasis Stroma at JoVE.com

Portal Vein Injection of Colorectal Cancer Organoids to Study the Liver Metastasis Stroma

Portalveninjektion av kolorektal cancer (CRC) organoider genererar stromarik levermetastas. Denna musmodell av CRC-levermetastaser representerar ett användbart verktyg för att studera tumör-stroma-interaktioner och utveckla nya stroma-riktade terapier såsom adenoassocierade virusmedierade genterapier.

Portalveninjektion av kolorektal cancerorganoider för att studera levermetastasen Stroma

Hepatic metastasis of colorectal cancer (CRC) is a leading cause of cancer-related death. Cancer-associated fibroblasts (CAFs), a major component of the ...

Mer än 50% av kolorektal cancerpatienter utvecklar levermetastasering genom spridning av portalvener. Och nuvarande djurmodeller för att studera levermetastaser av kolorektal cancer är fortfarande otillräckliga för att rekapitulera den biologiska processen. Portalveninjektion av kolorektal cancertumöroider ger en fibroblastrik tumörmiljö som möjliggör undersökning av överhörningen mellan metastatiska cancerceller och CAS i levermetastasering av kolorektal cancer.Denna teknik ger en plattform för att bedöma effekten av terapeutiska strategier riktade mot tumörmikromiljön av levermetastasering av kolorektal cancer. Denna metod är särskilt användbar för att undersöka interaktioner mellan CAS, tumörceller och tumörmikromiljön. Om bomullsspetsen inte placeras korrekt på injektionsstället kan överdriven blödning uppstå efter nålborttagning.Blötläggning av bomullsspetsen slutar när injektionsstället är beläget. Att identifiera portalvenen och visualisera injektionsstället kan vara svårt utan visuell demonstration av denna procedur. Börja med att förbereda ett aseptiskt kirurgiskt område med sterila draperier på en värmepanna.Förbered dessutom alla instrument som krävs för operation enligt beskrivningen i textmanuskriptet. Belysa sedan det kirurgiska området genom att justera ljuskällans position. Därefter injicerar subkutant 0,1 milligram per kg kroppsvikt buprenorfin i en mus för kirurgisk smärtlindring.Bedöva sedan musen och använd en elektrisk rakapparat, raka mitten till övre buken i ett område långt ifrån det aseptiska kirurgiska området för att undvika att håret förorenar platsen. Rengör snittstället alternerande med Betadin och 80% etanol för att sterilisera det kirurgiska området. Upprepa tre gånger.Placera musen i det kirurgiska området på en värmedyna i ryggläge med isoflurananestesiunderhåll. Placera sedan en kirurgisk draperi med ett hål över buken. Lyft bukhuden med pincett och gör ett två till tre centimeter hudsnitt vid mittlinjen med sax, skär bara huden, se till att snittet sträcker sig från mitten av buken till xiphoidprocessen i bröstbenet och inte över den nedre änden av xiphoidprocessen.Lyft sedan peritonealväggen helt med pincett och gör ett liknande två till tre centimeter snitt i bukhinnan med sax. Undvik att skära tarmen och membranet. Blötlägg sedan en kirurgisk gasbindning med varm saltlösning och placera den bredvid snittet till höger om kirurgen.Dra försiktigt ut tunn- och tjocktarmen med en bomullsknopp blöt med saltlösning och placera dem på saltlösningens blötlagda gasbindning. Täck tarmarna med ytterligare våt gasbindning för att hålla dem fuktiga. Dra sedan försiktigt tarmen till kirurgens höger med den våta gasbindningen.Applicera sedan mild spänning för att visualisera portalvenen. Om visualisering av portalvenen är svår, justera försiktigt magen i magen med en våt bomullsknopp. Efter att försiktigt ha rört tumöroidsuspensionen flera gånger för att erhålla en homogen cellsuspension, dra upp 100 mikroliter av cellsuspensionen i en Hamilton eller en milliliter spruta fäst vid en 33 gauge nål, för att undvika luftbubblor.För långsamt in nålen upp i portalvenen med ett insättningsdjup på tre till fyra millimeter och nålvinkeln nästan parallell med portalvenen. Injicera tumörcellerna långsamt under 30 sekunder för att förhindra ocklusion av portalvenen. Leverns färg ändras tillfälligt från rött till vitt.Efter injektionen, ta bort nålen långsamt och applicera omedelbart försiktigt tryck på injektionsstället med en torr bomullsknopp i fem minuter. Ta bort bomullsknoppen och applicera omedelbart en hemostatisk svamp på injektionsstället. Håll svampen med en bomullsknopp eller pincett och applicera försiktigt tryck i ytterligare fem minuter.Efter fem minuter, ta bort trycket till den hemostatiska svampen och bekräfta att det inte finns någon blödning från injektionsstället. Om blödning uppstår, utför omedelbart tryck hemostas med en bomullsknopp i ca 10 minuter. Applicera sedan en extra hemostatisk svamp i ytterligare fem minuter.Efter att ha bekräftat att det inte finns någon blödning, ta bort de kirurgiska gasbindningarna på tarmarna. Använd sedan en spruta fylld med fem milliliter saltlösning, spruta saltlösningen till tarmarna för att förhindra organvidhäftning. Placera försiktigt tarmarna tillbaka inuti bukhålan och suturera bukhinnan med 4-0 polyglaktinsuturer.Lyft sedan båda sidor av huden med pincett, applicera hudhäftapparater för att stänga hudsnittet, var försiktig så att du inte häftar tarmen. Stäng av isofluranet, men håll syreflödet igång. Övervaka musen noggrant.Och när musen vaknar, placera den i en tom bur på en värmepanna. Övervaka musen tills den är vid medvetande och ambulerar normalt. Fyra timmar efter operationen injicerar subkutant 0,1 milligram per kg buprenorfin.Noggrant övervaka musen dagligen i en vecka, kontrollera suturerna och sårläkningen. Sju till 10 dagar efter operationen, ta bort hudhäftapparaterna med en häftapparatborttagare. RNA in situ hybridisering två veckor efter svansvenen AAV-8 Islr injektion visade överuttryck av Islr i levern.Två veckor efter AAV mRuby2-injektionen injicerades encellssuspensioner av koloncancerorganoider i musportalvenen. Makroskopiskt resulterade denna portalveninjektion i flera vita tumörknölar i levern. Hematoxylin och eosinfärgning av kolorektal cancer levermetastaser inducerade av portalveninjektionen visade histopatologi av måttligt differentierat tubulärt adenokarcinom åtföljt av en desmoplastisk stromalreaktion och nekros.Denna stromarika histologi rekapitulerade troget den för levermetastaser av human kolorektal cancer, vilket gjorde denna modell lämplig för translationell forskning som undersöker den metastatiska tumörstroma. Immunohistokemi för alfa-glattmuskelaktin bekräftade förekomsten av cancerassocierade fibroblaster, medan Picro-Sirius röda färgning visade riklig extracellulär matris i tumörmesenkymet. Immunokemi för EPCAM avslöjade att den metastatiska kolorektal cancer visade tumör spirande, vilket är ett kännetecken för dålig prognos kolorektal cancer.Och Ki67-märkningsindexet var cirka 80%vilket indikerar att de flesta tumörceller är mitotiskt aktiva. Mössen visade en medianöverlevnad på 57 dagar efter tumöroidinjektion i portalvenen. AAV-8 Islr-behandlade möss visade förbättrad musöverlevnad, minskade in vivo-avbildningssignaler från tumörer, förstärkt benmorfogenetisk proteinsignalering och minskade Ki67-prolifererande celler.Se till att bomullsspetsen appliceras på rätt injektionsställe och att den hemostatiska svampen appliceras först efter att blödningen har slutat. Tumöretablering kan övervakas med hjälp av IVIS-avbildningen för att se till att tumörceller växer i levern.

Research

JoVE Journal

Cancer Research

Advanced Animal Model of Colorectal Metastasis in Liver: Imaging Techniques and Properties of Metastatic Clones

Advanced djurmodell av Colorectal metastas i Lever: avbildningsmetoder och egenskaper av metastaserande kloner

Patients with a limited number of hepatic metastases and slow rates of progression can be successfully treated with local treatment approaches1,2. ...

A Portal Vein Injection Model to Study Liver Metastasis of Breast Cancer

En portådern Injection modell för att studera levermetastaser av bröstcancer

Breast cancer is the leading cause of cancer-related mortality in women worldwide. Liver metastasis is involved in upwards of 30% of cases with breast ...

Intracarotid Cancer Cell Injection to Produce Mouse Models of Brain Metastasis

Intracarotid Cancer Cell Injection att producera musmodeller av metastaser i hjärnan

Metastasis, the spread and growth of malignant cells at secondary sites within a patient&#39;s body, accounts for &#62; 90% of cancer-related mortality. ...

Acellular and Cellular Lung Model to Study Tumor Metastasis

Acellulärt och cellulära Lung modell att studera tumör metastasering

It is difficult to isolate tumor cells at different points of tumor progression. We created an ex vivo lung model that can show the interaction of tumor ...

Combined Use of Tail Vein Metastasis Assays and Real-Time In Vivo Imaging to Quantify Breast Cancer Metastatic Colonization and Burden in the Lungs

Kombinerad användning av Stjärtvenmetastaser-analyser och real tids in vivo-avbildning för att kvantifiera bröst cancer metastaserande kolonisering och börda i lungorna

Metastasis is the main cause of cancer-related deaths and there are limited therapeutic options for patients with metastatic disease. The identification ...

Pathological Analysis of Lung Metastasis Following Lateral Tail-Vein Injection of Tumor Cells

Patologisk analys av lungmetastasering efter lateral svansveninjektion av tumörceller

Metastasis, the primary cause of morbidity and mortality for most cancer patients, can be challenging to model preclinically in mice. Few spontaneous ...

A Biomimetic Model for Liver Cancer to Study Tumor-Stroma Interactions in a 3D Environment with Tunable Bio-Physical Properties

En biomimetisk modell för levercancer för att studera tumör-stromainteraktioner i en 3D-miljö med tunable biofysiska egenskaper

Hepatocellular carcinoma (HCC) is a primary liver tumor developing in the wake of chronic liver disease. Chronic liver disease and inflammation leads to a ...

Modeling Brain Metastasis Via Tail-Vein Injection of Inflammatory Breast Cancer Cells

Modellering av hjärnmetastaser via svansveninjektion av inflammatoriska bröstcancerceller

Metastatic spread to the brain is a common and devastating manifestation of many types of cancer. In the United States alone, about 200,000 patients are ...

A Permanent Window for Investigating Cancer Metastasis to the Lung

Ett permanent fönster för att undersöka cancermetastasering till lungan

Metastasis, accounting for ~90% of cancer-related mortality, involves the systemic spread of cancer cells from primary tumors to secondary sites such as ...

Intratibial Osteosarcoma Cell Injection to Generate Orthotopic Osteosarcoma and Lung Metastasis Mouse Models

Intratibial osteosarkomcellinjektion för att generera ortotopisk osteosarkom och lungmetastasmusmodeller

Osteosarcoma is the most common primary bone cancer in children and adolescents, with lungs as the most common metastatic site. The five-year survival ...