Name: retinal pigment epithelium transplantation in a non-human primate model for degenerative retinal diseases
Uploaded: 2021-06-14T13:45:00
Duration: 11 min 20 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Retinal Pigment Epithelium Transplantation in a Non-human Primate Model for Degenerative Retinal Diseases at JoVE.com

Cette étude a été soutenue par IAF-PP (HMBS Domain) (OrBID) : OculaR BIomaterials and Device, A*STAR, Singapour (H17/01/a0/013), la subvention de démarrage NUS NUHSRO/2016/100/SU/01, la subvention NUHS Clinical Scientist Program (NCSP) et le National Research Foundation Competitive Research Programme, Singapour (NRF-CRP21-2018-0008) à X.S., Hong Leong Endowed Professorship funds to G.E.H. and B.V.S. Nous tenons à remercier l’équipe vétérinaire de la Translational Pre-Clinical Model Platform (Singapore Eye Research Institute, Singapour) pour son soutien dans la préparation de la chirurgie PSN et le suivi des animaux. Nous tenons à remercier Jill Teo et ses collègues de C. Zeiss Meditec Singapour pour le support technique de l’OPMI-Lumera 700 avec dispositif OCT peropératoire intégré.

Boris Stanzel est titulaire d’un brevet américain 9980851 sur un instrument (grattoir RPE) utilisé dans cette étude. Conférencier honoraire de C. Zeiss Meditec et Geuder à Boris Stanzel. Les autres auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à déclarer.

Il existe deux approches principales en cours d’évaluation pour la transplantation d’EPR sous-maculaire : l’injection d’une suspension d’EPR et la transplantation d’un greffon d’EPR monocouche. Une comparaison détaillée entre les deux méthodes dépasse le cadre de ce manuscrit. Cependant, la transplantation d’un greffon RPE monocouche peut être avantageuse car les cellules RPE sont plus organisées en monocouche que dans une suspension. Les cellules EPR dans le greffon sont organisées en une monocouche confluente, qui ressemble à l’organisation de la couche cellulaire RPE physiologique et permet aux cellules RPE transplantées de remplir leurs fonctions physiologiques. Cela permet des paramètres de dosage plus précis par rapport aux suspensions cellulaires, ce qui est très pertinent pour les travaux de réglementation et la mise à l’échelle industrielle.
L’administration du patch RPE dans l’espace sous-rétinien nécessite une manipulation minutieuse de la macula et une insertion précise du greffon dans l’espace sous-rétinien. Les progrès technologiques en microchirurgie, tels que miOCT, et une meilleure compréhension de la dynamique des tissus rétiniens peropératoires ont réduit la courbe d’apprentissage de cette procédure. Au cours de cette discussion, les raisons d’être des aspects suivants seront expliquées : i) injection préopératoire de plasminogène; ii) l’utilisation de miOCT peropératoire; iii) l’utilisation d’une canule à double alésage personnalisée de 41 G, de réglages à faible PIO et de PFCL pour la création de bleb sous-rétinal; iv) grattage de la couche cellulaire RPE native avant la transplantation; v) l’utilisation du sirolimus, de la triamcinolone, de la doxycycline et de la minocycline pour réduire le rejet immunogène du greffon.
Les injections préopératoires de plasminogène libèrent des adhérences rétiniennes parafoveales Dans les premières expériences, il était difficile de détacher la fovéa avec une seule onde fluide. Lors de l’évaluation avec miOCT, les images ont révélé la présence d’adhérences rétiniennes externes parafoveales à l’EPR native ainsi que des preuves de traumatisme intrarétinien20. Ces adhérences peuvent avoir conduit à une expansion verticale du bleb plutôt qu’à l’onde du liquide sous-rétinien se propageant sur le contour de la rétine, entraînant un traumatisme fovéal. Le plasminogène est le précurseur inactif de la plasmine, une protéase ciblant la fibronectine et la laminine. L’ocriplasmine est une variante bio-modifiée de la plasmine humaine, approuvée par la Food and Drug Administration (FDA) et l’Agence européenne des médicaments (EMA) pour le traitement de la traction vitréomaculaire symptomatique avec ou sans trou maculaire concomitant. Cependant, les rapports post-approbation du développement d’un œdème de la macula cystoïde après l’injection d’ocriplasmine ont suggéré un effet plus étendu de l’enzyme sur la rétine23.
Bien que les mécanismes exacts n’aient pas été identifiés, il a été suggéré que la plasmine pourrait affaiblir l’adhésion rétinienne par la dégradation des éléments de la matrice interphotoréceptrice responsables de l’adhésion photorécepteur-EPR24. Dans ce protocole, les yeux PSN ont été traités avec du plasminogène intravitréen 1 semaine avant la chirurgie pour libérer les adhérences rétiniennes externes parafoveales. En supposant que l’adhésion photorécepteur-EPR est affaiblie, une force plus faible est nécessaire pour détacher la rétine neurosensorielle, y compris l’anneau parafoveal distal, qui résiste généralement à l’onde du liquide sous-rétinien20. Ainsi, la force administrée lors du décollement du bleb rétinien entraîne l’expansion du bleb à travers le contour rétinien plutôt que d’étirer la rétine tangentiellement. Cela réduit le risque de déchirures fovéales. Cependant, il convient de noter que l’effet du plasminogène sur la survie à long terme du greffon n’a pas été étudié dans ce protocole. Des études futures devraient tenter de déterminer cet effet.
miOCT fournit une rétroaction anatomique pour guider la création de bleb sous-rétinal, l’implantation de greffe et le drainage du liquide sous-rétinien La manipulation peropératoire et atraumatique de la macula est essentielle pour obtenir de bons résultats de transplantation. Cependant, les changements microstructuraux de la macula liés à la manipulation peuvent ne pas toujours être évidents sur le microscope opératoire. Dans de telles procédures, le miOCT est un outil important qui fournit une rétroaction peropératoire tridimensionnelle en temps réel de la structure maculaire. miOCT est particulièrement utile pendant les étapes de décollement fovéal, d’implantation de greffe et de drainage du liquide sous-rétinien à l’aide d’un échange fluide-air. Pendant le détachement fovéal, miOCT peut déterminer les dimensions verticales et horizontales du bleb. Les microtears fovéaux, qui peuvent ne pas être visualisés clairement au microscope chirurgical, peuvent être confirmés par miOCT (Figure 3). Pendant l’implantation du greffon, les images miOCT guident en montrant l’emplacement du greffon ou la proximité de la fovéa, à travers la rétine souvent moins transparente et détachée. miOCT peut également mettre en évidence les zones possibles d’adhésion rétinienne au cours d’un processus de transplantation difficile25. Enfin, dans le processus de drainage du liquide sous-rétinien, miOCT peut guider de manière fiable le drainage du liquide sous-rétinien jusqu’à ce que le contact complet du greffon rétinien-EPR soit atteint.
La combinaison d’une canule à double alésage, de faibles réglages de PIO et d’une tamponnade vitrée PFCL réduit en synergie les traumatismes maculaires lors de la création de bleb sous-rétiniens L’étirement tangentiel de la rétine et la turbulence du liquide peuvent se produire pendant l’injection sous-rétinienne de BSS pour le décollement fovéal conduisant à des déchirures fovéales indésirables. Pour contrer ces phénomènes, des facteurs tels que la position relative et la distance par rapport au centre fovéal où l’injection est initiée, le volume et la vitesse d’injection, la tamponnade vitrée, le choix de l’instrumentation sous-rétinienne et la PIO se sont tous révélés pertinents20,26,27. Le bleb sous-rétinien pour le décollement fovéal doit être situé à un endroit suffisamment éloigné de la fovéa, car l’étirement rétinien peut être le plus élevé au site d’initiation du bleb27. La PIO doit également être maintenue à un niveau bas tout au long de la création du bleb sous-rétinien. Lorsque la PIO de l’œil est élevée, on observe une augmentation verticale plus élevée de la taille des blebs plutôt qu’une expansion le long du contour de la rétine, tandis que les blebs sont moins profonds à des pressions plus faibles20. De plus, bien qu’une injection intravitréenne de 50 μL doublera effectivement la PIO chez l’homme28, étant donné la longueur plus courte des yeux chez les PSN, l’augmentation de la PIO pendant l’injection sous-rétinienne sera probablement plus élevée et plus rapide que chez l’homme. Alors que la plupart des appareils de vitrectomie s’ajustent à la fluctuation de la PIO, l’ajustement n’est pas un processus simultané mais plutôt un processus réactif qui se produit au fur et à mesure que l’injection sous-rétinienne se déroule. Par conséquent, plus la PIO est élevée, plus le risque de surmenage de la rétine et de traumatisme fovéal qui en résulte est élevé. Ainsi, il est essentiel de maintenir une faible PIO stable lors de l’injection sous-rétinienne.
Une canule sous-rétinienne commerciale de 20/41 G (DORC) ou de 25/41 G à double alésage fabriquée sur mesure est recommandée pour l’injection sous-rétinienne. La canule permet au liquide de sortir de la cavité vitréenne en échange de BSS injecté dans l’espace sous-rétinien. Cela garantit la régulation « simultanée » de la PIO pendant l’injection sous-rétinienne. Un schéma de la canule à double alésage est illustré à la figure 2. Enfin, le PFCL est utilisé pour réduire le risque de déchirures fovéales20,26,27. Comme les PFL, tels que l’octaline, ont une densité plus élevée, ils exercent une force vers le bas sur la rétine pendant le décollement fovéal29. Cela stabilise davantage le processus de création de bleb de décollement fovéal et améliore l’expansion du bleb le long du contour rétinien. Cette technique a été utilisée avec succès pour l’injection sous-rétinienne de rtPA dans le cadre d’une hémorragie sous-maculaire massive due à la nAMD30.
L’élimination par prétransplantation de l’EPR natif permet la restauration du complexe RPE-photorécepteur L’EPR de l’hôte doit être retirée avant la transplantation du greffon. En effet, la restauration du complexe RPE-photorécepteurs est nécessaire pour permettre à la greffe RPE de remplir ses fonctions physiologiques de soutien des photorécepteurs21. L’EPR de l’hôte, s’il n’est pas enlevé, peut se présenter comme une barrière mécanique, ce qui empêche la restauration de ce complexe. Il peut être éliminé soit par l’administration de produits chimiques toxiques pour l’EPR, soit en utilisant des moyens physiques d’élimination. Les méthodes d’élimination chimique comprennent l’administration systémique ou sous-rétinienne d’iodate de sodium31,32. Comme l’iodate de sodium provoque une dégénérescence généralisée des photorécepteurs, des cellules EPR et de Choriocapillaris lorsqu’il est administré, sa toxicité rétinienne et systémique empêche son utilisation pour les essais chez l’homme32,33. Par conséquent, les techniques peropératoires physiques sont préférées. Diverses méthodes physiques ont été conceptualisées. Lorsque des méthodes physiques sont utilisées, il est crucial que la membrane de Bruch reste intacte. De nombreuses études in vitro ont démontré la dépendance de la survie du greffon RPE sur une membrane de Bruch intacte34,35,36.
Les tentatives de débridement hydraulique ont été associées à des ruptures de la membrane de Bruch, à une augmentation du taux de développement de la membrane épirétinienne et à une vitréorétinopathie proliférative, entraînant un décollement tractionnel de la rétine37. Une spatule saupoudrée de diamants proposée pour le débridement RPE a également conduit à des ruptures dans la membrane de Bruch, entraînant une prolifération cellulaire de la choroïde dans l’espace sous-rétinien38. Fait intéressant, un instrument à boucle extensible sur mesure pourrait éliminer l’EPR sus-jacent avec préservation de la membrane de Bruch dans les yeux des lapins et des porcs11,39. L’élimination de l’EPR sous-jacente est également utile pour établir des modèles animaux atteints d’EPR et d’atrophie rétinienne externe, similaires à la forme atrophique avancée de la DMLA. Lorsqu’une zone focale de l’EPR est retirée de la macula, la plaie de l’EPR se referme via l’hypertrophie des cellules d’EPR restantes. Cependant, cette réponse cicatrisante est associée à une atrophie de la couche nucléaire externe40. Bien que la création d’un modèle animal dépasse la portée de ce manuscrit, une procédure similaire peut créer un modèle animal d’un phénotype avancé de DMLA atrophique pour les tests de thérapies cellulaires dérivées de l’EPR.
L’utilisation du sirolimus, de la triamcinolone, de la doxycycline et de la minocycline pour réduire le rejet immunogène du greffon On pense que l’espace sous-rétinien est un site immuno-privilégié, maintenu par une barrière hémato-rétinienne intacte et d’autres facteurs41. Dans de nombreuses études portant sur la transplantation sous-rétinienne de dérivés de cellules souches avec une barrière hémato-rétinienne intacte, les médicaments immunosuppresseurs jouent un rôle négligeable dans la survie du greffon42. On pense que la barrière hémato-rétinienne externe est formée par la couche RPE native et les jonctions serrées entre les cellules RPE. Alors que l’élimination native de l’EPR permet une meilleure intégration de l’EPR transplanté et des photorécepteurs de l’hôte, la barrière hémato-rétinienne est perturbée dans le processus, ce qui augmente la probabilité d’un rejet immunitaire. Classiquement, les lymphocytes T sont au cœur du processus de rejet de greffe d’autres organes tels que le rein et le foie43. Par conséquent, les schémas immunosuppresseurs initiaux pour la transplantation de tissu rétinien visaient à réduire ces réponses immunitaires adaptatives.
Le sirolimus, une cible mécaniste de l’inhibiteur de la rapamycine, et le tacrolimus, un inhibiteur de la calcineurine, sont des exemples de médicaments immunosuppresseurs ciblant les réponses immunitaires adaptatives. Cependant, malgré une suppression adéquate des lymphocytes T, les taux de survie du greffon restent faibles. De plus, les cellules EPR sont connues pour supprimer l’activation des lymphocytes T par la libération de facteurs inhibiteurs et favoriser la génération de lymphocytes T régulateurs44. Par conséquent, il est devenu de plus en plus évident que l’immunité adaptative n’est peut-être pas le seul facteur contribuant au rejet du greffon42. La transplantation sous-rétinienne de produits cellulaires peut entraîner l’accumulation et l’activation de microglies45.
Les microglies sont les macrophages de la rétine. Ils se composent de deux populations principales: 1) la microglie périvasculaire du système vasculaire rétinien interne et 2) la microglie du parenchyme du tissu rétinien. Comme les microglies font partie de la réponse immunitaire innée, les glucocorticoïdes intravitréens, tels que la triamcinolone, peuvent supprimer la prolifération médiée par les cytokines46. La doxycycline et la minocycline peuvent également supprimer l’activation microgliale et doivent être envisagées47,48. Enfin, les différences entre le rejet immunitaire des allogreffes RPE et celles des xénogreffes sont incomplètement comprises49. Par exemple, des alloanticorps contre les cellules EPR induites dérivées de cellules souches pluripotentes ont été rapportés dans le sérum de modèles de rejet immunitaire in vivo. Cependant, le rôle de ces anticorps et l’importance du rejet médié par les anticorps dans la survie du greffon restent inconnus50. Par conséquent, un régime multimédicament utilisant le sirolimus pour la suppression de l’immunité adaptative et une combinaison de triamcinolone, de doxycycline et de minocycline pour la suppression de l’immunité innée est proposé. Ce régime a été utilisé avec succès chez des lapins avec de bons résultats de survie du greffon et des effets systémiques minimes11.
Limites de cette technique chirurgicale Cet article décrit une méthode chirurgicale possible pour délivrer une feuille de greffe RPE dans l’espace sous-rétinien du PSN; cependant, cela ne signifie pas que c’est le seul moyen optimisé. Différents chirurgiens vitréo-rétiniens peuvent avoir d’autres préférences pour l’instrumentation et la technique. Par exemple, cette conception de dispositif d’implantation ne peut délivrer que des implants plats soutenus par un support cellulaire plus rigide et peut donc ne pas convenir aux implants relativement flexibles (ou roulés). Les greffes de suspension RPE peuvent omettre une grande partie de cette technique. En conséquence, les détails chirurgicaux devront être modifiés en fonction de chaque stratégie d’accouchement.
Alors que l’intérêt pour les thérapies cellulaires pour le traitement des maladies dégénératives de la rétine continue de croître, le modèle animal NHP sera essentiel dans les études précliniques pour étudier les facteurs affectant la survie du greffon RPE. Dans ce manuscrit, des stratégies sont proposées pour permettre l’administration plus fluide d’un greffon RPE monocouche sous-maculaire dans l’œil NHP. Des méthodes pour une meilleure visualisation des complications peropératoires sont également recommandées. On s’attend à ce que ces méthodes continuent de s’améliorer à mesure que l’utilisation des thérapies cellulaires se développe. Les futurs documents méthodologiques devraient également envisager de proposer une liste complète d’investigations pour évaluer divers aspects structurels et fonctionnels de la greffe.

An erratum was issued for:&#160;<a href="https://www.jove.com/t/62638">Retinal Pigment Epithelium Transplantation in a Non-human Primate Model for Degenerative Retinal Diseases</a>. The Authors section was updated.
The Authors section was updated from:
Ivan Seah*1, Zengping Liu*2,3,4, Daniel Soo Lin Wong3, Wendy Wong1, Graham E. Holder1,3,5, Veluchamy Amutha Barathi3,4,6, Gopal Lingam1,3,4, Xinyi Su1,2,3,4, Boris V. Stanzel1,7,8 
1Department of Ophthalmology, National University Hospital, Singapore, 
2Institute of Molecular and Cell Biology (IMCB), Agency for Science, Technology and Research (A*STAR), 
3Department of Ophthalmology, Yong Loo Lin School of Medicine, National University of Singapore, 
4Singapore Eye Research Institute (SERI), 
5UCL Institute of Ophthalmology, 
6Academic Clinical Program in Ophthalmology, Duke-NUS Medical School, 
7Macula Center Saar, Eye Clinic Sulzbach, Knappschaft Hospital Saar, 
8Department of Ophthalmology, University of Bonn 
* These authors contributed equally
to:
Ivan Seah*1,2, Zengping Liu*1,3,4, Daniel Soo Lin Wong1, Wendy Wong2, Graham E. Holder1,2,5, Veluchamy Amutha Barathi1,4,6, Gopal Lingam1,2,4, Xinyi Su1,2,3,4, Boris V. Stanzel1,7,8 
1Department of Ophthalmology, Yong Loo Lin School of Medicine, National University of Singapore 
2Department of Ophthalmology, National University Hospital, Singapore, 
3Institute of Molecular and Cell Biology (IMCB), Agency for Science, Technology and Research (A*STAR) 
4Singapore Eye Research Institute (SERI), 
5UCL Institute of Ophthalmology, 
6Academic Clinical Program in Ophthalmology, Duke-NUS Medical School, 
7Macula Center Saar, Eye Clinic Sulzbach, Knappschaft Hospital Saar, 
8Department of Ophthalmology, University of Bonn 
* These authors contributed equally

An erratum was issued for:&#160;<a href="https://www.jove.com/t/62638">Retinal Pigment Epithelium Transplantation in a Non-human Primate Model for Degenerative Retinal Diseases</a>. The Authors section was updated.

Erratum: Retinal Pigment Epithelium Transplantation in a Non-human Primate Model for Degenerative Retinal Diseases

La transplantation d’EPR est très prometteuse pour le traitement des maladies dégénératives rétiniennes héréditaires et acquises. Ces conditions comprennent la rétinite pigmentaire (RP, dystrophie du cône de bâtonnet) et les formes avancées de DMLA telles que GA. Collectivement, ces troubles représentent une proportion importante de la cécité actuellement incurable dans le monde1,2. Les stades avancés de la DMLA sont classés en DMLA néovasculaire (nAMD) et GA. Bien qu’il existe des options de traitement efficaces pour la dMLA, telles que les injections de facteur de croissance endothélial anti-vasculaire (anti-VEGF), les patients atteints d’AG ont des options de traitement limitées. La RP est un groupe très hétérogène de troubles rétiniens héréditaires caractérisés par une dégénérescence progressive des photorécepteurs rétiniens. Chez certains patients, le défaut génétique causal est situé dans l’EPR plutôt que dans les photorécepteurs; par conséquent, la thérapie de remplacement de l’EPR peut être une stratégie alternative si la thérapie génique n’est pas réalisable.
Il y a un intérêt important à développer des traitements efficaces pour ces conditions. En particulier, la transplantation d’EPR a gagné du terrain en tant qu’approche thérapeutique potentielle3,4,5,6,7,8. Depuis que les premiers rapports sur la transplantation d’EPR sont apparus dans les années 19809, le domaine s’est élargi pour inclure diverses sources de cellules d’EPR, des stratégies d’administration et des modèles expérimentaux de maladie et de transplantation10,11,12,13,14. Parmi les différents modèles animaux, seul le PSN possède une « macula lutea » avec une « fovéa centralis », une spécialisation anatomique au pôle postérieur de la rétine partagée avec l’homme. La fovéa contient une très haute densité de photorécepteurs coniques permettant une vision centrale à haute résolution15. Le PSN a également une composition génomique et protéomique similaire16 par rapport aux humains. Ces similitudes en font un modèle animal important et approprié pour l’étude des maladies oculaires qui affectent la rétine humaine17,18.
Ce manuscrit décrit une méthode de transplantation sous-maculaire d’une xénogreffe RPE, soutenue par un porteur de cellules PET, chez les PSN immunodéprimés. Une technique transvitréenne de transplantation d’EPR sous-rétinienne chez le lapin a été décrite dans un manuscrit précédent19. Cependant, chez les PSN, la présence de la fovéa nécessite une attention particulière lors des manipulations peropératoires20. En particulier, il existe un risque élevé de déchirure fovéale si les méthodes d’injection de liquide sous-rétinien génèrent une force excessive sur la rétine20. Ce manuscrit se concentre donc sur les stratégies visant à réduire le risque de traumatisme fovéal accidentel chez les PSN.
Il s’agit notamment de l’utilisation de l’injection intravitréenne préopératoire de plasminogène pour la libération d’adhérences parafovéales et de la tomographie par cohérence optique intégrée au microscope chirurgical (miOCT) en peropératoire pour la visualisation en temps réel de l’anatomie fovéale. Une canule sous-rétinienne à double alésage de 25/41 G sur mesure avec tamponnade intraoculaire PFCL sous faible PIO est proposée pour permettre un processus plus contrôlé de détachement fovéal. De plus, l’ablation chirurgicale de l’EPR native est recommandée avant l’implantation pour permettre une meilleure intégration entre les cellules RPE transplantées et les photorécepteurs hôtes. Enfin, un protocole d’immunosuppression systémique péri- et postopératoire pour les modèles de PSN est décrit pour améliorer la survie de la xénogreffe RPE après la transplantation11,21.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>1% Mydriacyl (Tropicamide 1.0%) Sterile Ophthalmic preparation</td>
			<td>Alcon</td>
			<td>SIN 4715P</td>
			<td>Surgical procedure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10% Neutral buffered formalin</td>
			<td>Leica</td>
			<td>3800598</td>
			<td>Histology procedure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2.5% Mydfrin (Phenylephrine hydrochloride) Ophthalmic solution</td>
			<td>Alcon</td>
			<td>No. 01785</td>
			<td>Surgical procedure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>25 G AWH Vivid Chandelier</td>
			<td>Synergetics</td>
			<td>56.54.25P</td>
			<td>Surgical procedure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>25 Ga Bi-Blade Vitreous Cutter Combined Wide-Field Stellaris Elite Pack</td>
			<td>Bausch &#38; Lomb</td>
			<td>SE5525WVB</td>
			<td>Surgical procedure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AMO ENDOSOL Balanced Salt Solution for ophthalmic irrigation</td>
			<td>Abbott Medical Optics</td>
			<td>15020</td>
			<td>Surgical procedure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Apo-minocycline</td>
			<td>Apotex Inc</td>
			<td>2084104</td>
			<td>Immunosuppression</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AUROVISC - Hypromellose Ophthalmic Solution USP 2% w/v</td>
			<td>Aurolab</td>
			<td>TN 00002387</td>
			<td>Surgical procedure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Autoclave MELAG, Vacuklav</td>
			<td>MELAG</td>
			<td>1131-B2300</td>
			<td>Surgical procedure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Autostainer XL (ST5010)</td>
			<td>Leica</td>
			<td>2433</td>
			<td>Histology procedure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Balanced Saline Solution</td>
			<td>Beaver Visitec</td>
			<td>581732</td>
			<td>Surgical procedure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton Bud</td>
			<td>WINNER MEDICAL</td>
			<td>1NA6-100</td>
			<td>Surgical procedure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Diagnosys Espion E3 Console</td>
			<td>Diagnosys</td>
			<td>272</td>
			<td>Ophthamic imaging</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Doxycycline</td>
			<td>Yung Shin</td>
			<td>MAL 19950403AEZ</td>
			<td>Immunosuppression</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eosin Y</td>
			<td>Merck Millipore</td>
			<td>1.15935.0100</td>
			<td>Histology procedure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ERG-Jet contact lens electrodes</td>
			<td>Fabrinal</td>
			<td>F-06</td>
			<td>Ophthamic imaging</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Extendable PolyTip Cannula 25 G/38 G</td>
			<td>MedOne</td>
			<td>3247</td>
			<td>Surgical procedure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FlexTip Brush (25 g) 1.5 mm</td>
			<td>MedOne</td>
			<td>3222</td>
			<td>Surgical procedure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluoresceine 10% Faure</td>
			<td>Curatis AG</td>
			<td>5030376</td>
			<td>Ophthamic imaging</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gauze Swab</td>
			<td>WINNER MEDICAL</td>
			<td>1NP3275</td>
			<td>Surgical procedure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hamilton gas tight syringe 250 &#181;L</td>
			<td>Hamilton</td>
			<td>81101</td>
			<td>Surgical procedure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heidelberg Spectralis HRA + OCT Computer System</td>
			<td>Heidelberg Engineering</td>
			<td>N.A.</td>
			<td>Ophthamic imaging</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hematoxylin Gill II</td>
			<td>Merck Millipore</td>
			<td>3801520</td>
			<td>Histology procedure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Inverted microscope eclipse Ti-E main body (100-240V)</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>33131</td>
			<td>Histology procedure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamin injection</td>
			<td>Ceva</td>
			<td>37711/58317</td>
			<td>Surgical procedure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lithium carbonate</td>
			<td>Merck Millipore</td>
			<td>1.05680.0250</td>
			<td>Histology procedure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Monkey plasminogen</td>
			<td>Molecular Innovations</td>
			<td>SKU-CYPLG</td>
			<td>Surgical procedure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Non-contact wide angled 128 degree fundus lens</td>
			<td>C. Zeiss Medtech</td>
			<td>Resight 700</td>
			<td>Surgical procedure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Non-woven Ophthalmic Drape</td>
			<td>Alcon</td>
			<td>8065103120</td>
			<td>Surgical procedure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ophthalmic Corneal/Scleral V-Lance Knife 20 G</td>
			<td>Alcon</td>
			<td>8065912001</td>
			<td>Surgical procedure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraffin Embedding Station</td>
			<td>Leica</td>
			<td>EG1150 H</td>
			<td>Histology procedure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraplast High Melt Paraffin</td>
			<td>Leica</td>
			<td>39601095</td>
			<td>Histology procedure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phloxin B</td>
			<td>Merck Millipore</td>
			<td>1.15935.0025</td>
			<td>Histology procedure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Prepowdered Surgical Gloves</td>
			<td>MAXITEX</td>
			<td>85-173-2/85-173-3/85-173-4</td>
			<td>Surgical procedure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PRODINE Povidone-Iodine Solution BP</td>
			<td>ICM PHARMA</td>
			<td>PMLBLP20-01</td>
			<td>Surgical procedure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Righton Slit Lamp Model MW50D (RAA133CB)</td>
			<td>Righton-Oph</td>
			<td>5200162</td>
			<td>Ophthamic imaging</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rotary microtome</td>
			<td>Leica</td>
			<td>RM2255</td>
			<td>Histology procedure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Safil Polyglycolic acid, braided, coated, absorbable surgical suture 7/0</td>
			<td>B.Braun</td>
			<td>G1048711</td>
			<td>Surgical procedure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SHINCORT I.M. INJ. Triamcinolone Acetonide 40 mg/mL</td>
			<td>Yung Shin</td>
			<td>SHI40 SGP-2610015-001</td>
			<td>Surgical procedure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Single-Use Hypodermic Needle 21 G</td>
			<td>B.Braun</td>
			<td>4657527</td>
			<td>Surgical procedure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Single-Use Hypodermic Needle 23 G</td>
			<td>B.Braun</td>
			<td>4657667</td>
			<td>Surgical procedure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sirolimus</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>SIN12034P</td>
			<td>Immunosuppression</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stainless steel subdermal needle electrode</td>
			<td>OcuScience</td>
			<td>F-E2</td>
			<td>Ophthamic imaging</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stellaris Elite vision enhancement system</td>
			<td>Bausch &#38; Lomb</td>
			<td>BL15455</td>
			<td>Surgical procedure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterican Single Use Insulin Needles Long Bevel 27 G 12 mm</td>
			<td>B.Braun</td>
			<td>4665406</td>
			<td>Surgical procedure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterican Single Use Insulin Needles Long Bevel 30 G 12 mm</td>
			<td>B.Braun</td>
			<td>4656300</td>
			<td>Surgical procedure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical gown + 2 Hand Towels</td>
			<td>STERIL</td>
			<td>APP10 00 01</td>
			<td>Surgical procedure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tegaderm Film</td>
			<td>3M</td>
			<td>1626W</td>
			<td>Surgical procedure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TERUMO Syringe 1 cc/mL Luer SlipTip with needle 26 G</td>
			<td>Teruma</td>
			<td>SS-01S</td>
			<td>Surgical procedure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TERUMO Syringe 3 cc/mL Luer LockTip</td>
			<td>Teruma</td>
			<td>SS-03L</td>
			<td>Surgical procedure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TERUMO Syringe 5 cc/mL Luer LockTip</td>
			<td>Teruma</td>
			<td>SS-05L</td>
			<td>Surgical procedure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TobraDex (Tobramycin, Dexamethasone) Sterile Ophthalmic Ointment</td>
			<td>Alcon</td>
			<td>No. 01577</td>
			<td>Surgical procedure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Topcon Retinal Camera TRC-50DX</td>
			<td>Topcon</td>
			<td>948605</td>
			<td>Ophthamic imaging</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vidisic Gel</td>
			<td>Bausch &#38; Lomb</td>
			<td>GB41789155517</td>
			<td>Surgical procedure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylazil-20</td>
			<td>Ilium</td>
			<td>38653/50276</td>
			<td>Surgical procedure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Zeiss Opmi Rescan 700</td>
			<td>Carl Zeiss Meditec AG</td>
			<td>7210</td>
			<td>Surgical procedure</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

retinal pigment epithelium transplantation in a non-human primate model for degenerative retinal diseases

La transplantation épithéliale pigmentaire rétinienne (EPR) est très prometteuse pour le traitement des maladies dégénératives rétiniennes héréditaires et acquises. Ces conditions comprennent la rétinite pigmentaire (RP) et les formes avancées de dégénérescence maculaire liée à l’âge (DMLA), telles que l’atrophie géographique (GA). Ensemble, ces troubles représentent une proportion importante de la cécité actuellement incurable dans le monde. Ces besoins médicaux non satisfaits ont suscité un intérêt accru de la part des universitaires pour l’élaboration de méthodes de remplacement de l’EPR. Parmi les modèles animaux couramment utilisés pour les essais précliniques de produits thérapeutiques, le primate non humain (PSN) est le seul modèle animal qui a une macula. Comme il partage cette similitude anatomique avec l’œil humain, l’œil NHP est un modèle animal préclinique important et approprié pour le développement de médicaments de thérapie innovante (ATMP) tels que la thérapie cellulaire RPE.
Ce manuscrit décrit une méthode de transplantation sous-maculaire d’une monocouche RPE, cultivée sur un support cellulaire de polyéthylène téréphtalate (PET), sous la macula sur une plaie RPE créée chirurgicalement dans les PSN immunodéprimés. La fovéa - la partie avasculaire centrale de la macula - est le site de la plus grande faiblesse mécanique pendant la transplantation. Un traumatisme fovéal se produira si l’injection initiale de liquide sous-rétinien génère une force excessive sur la rétine. Par conséquent, une injection lente sous tamponnade vitréenne liquide perfluorocarboné (PFCL) est recommandée avec une canule d’injection sous-rétinienne à double alésage à basse pression intraoculaire (PIO) pour créer un bleb rétinien. 
Un prétraitement par injection intravitréenne de plasminogène pour libérer des adhérences parafoveal RPE-photorécepteurs est également conseillé. Ces stratégies combinées peuvent réduire la probabilité de déchirures fovéales par rapport aux techniques conventionnelles. Le PSN est un modèle animal clé dans la phase préclinique du développement de la thérapie cellulaire RPE. Ce protocole aborde les défis techniques associés à l’administration de la thérapie cellulaire RPE dans l’œil NHP.

Les modalités d’imagerie multimodale (photographie du fond d’œil, imagerie par autofluorescence du fond d’œil (FAF), angiographie de la fluorescéine du fond d’œil (FFA) - phase précoce et phase tardive, et tomographie par cohérence optique (OCT)) mettent en évidence les caractéristiques d’une greffe d’EPR sous-maculaire réussie (Figure 1). La photographie du fond d’œil montre le positionnement de la greffe RPE au niveau de la fovéa sans migration au fil du temps. L’imagerie FAF montre des changements minimes dans l’hyper-autofluorescence (démontrée par des zones blanches de haute intensité) chevauchant le greffon RPE. Les FFA de phase précoce et tardive ne montrent aucune fuite évidente (démontrée par des zones blanches de haute intensité qui s’agrandissent avec le temps) entourant le greffon RPE. Les premières images au jour 3 montrent un défaut de fenêtre dû à l’élimination de l’EPR natif avant l’implantation du greffon. Les images OCT maculaires montrent la préservation des couches rétiniennes externes (en particulier, la couche photoréceptrice) sur le greffon RPE au fil du temps. La coloration à l’hématoxyline et à l’éosine montre des couches rétiniennes intactes sans aucune preuve de microtéaires. La préservation de la couche nucléaire externe au-dessus des périphéries du greffon suggère que les cellules EPR remplissent leurs fonctions physiologiques de maintien de la santé des photorécepteurs.
Les vues intraoculaires et externes de la canule à double alésage 25/41 G mettent en évidence le mécanisme par lequel la PIO est contrôlée lors de l’injection sous-rétinienne (Figure 2). Le BSS pénètre dans l’espace sous-rétinien lors de l’injection de liquide sous-rétinien via la canule centrale plus longue. Des augmentations significatives de la pression intraoculaire provoquent la sortie du BSS dans la cavité vitrée de l’œil par le plus grand alésage métallique de la canule. BSS se déplace ensuite le long de la canule et est finalement éjecté du port de sortie près du hub de la canule. Pour évaluer si la canule fonctionne comme prévu, assurez-vous que le fluide s’écoule du port de sortie près du moyeu de la canule.
Le miOCT permet la visualisation des dimensions du bleb et d’une déchirure fovéale potentielle en peropératoire lors du décollement fovéal (Figure 3). La figure 3A1-A3 met en évidence un cas de bleb avec une déchirure fovéale. Dans la figure 3A1, alors que le bleb inférieur est visible sous le microscope chirurgical, la visualisation de la déchirure est difficile. La figure 3A2 montre la section longitudinale d’un bleb sans aucune déchirure. La figure 3A3 montre une déchirure fovéale lors de l’évaluation de la section verticale du bleb. La figure 3B1-B3 montre un bleb créé avec succès sans la présence de déchirures.
L’absence de détérioration significative des formes d’onde ERG suggère que la fonction globale des photorécepteurs bâtonnets et coniques est maintenue avec les xénogreffes RPE sous-rétiniennes (Figure 4). Les formes d’onde ERG montrent la fonction globale de la rétine. En particulier, une attention particulière doit être accordée aux ondes A pour déterminer toute perte de la fonction photoréceptrice.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62638/62638fig01.jpg"> Figure 1 : Analyse in vivo postopératoire avec imagerie multimodale. (A) Imagerie in vivo de la greffe d’EPR submaculaire de l’œil gauche (jaune sur la photographie du fond d’œil) sur diverses modalités d’imagerie (colonnes de gauche à droite : photographie du fond d’œil, autofluorescence, angiographie de la fluorescéine du fond d’œil - phase précoce, angiographie de la fluorescéine du fond d’œil - phase tardive, tomographie par cohérence optique) pour des points de temps allant jusqu’à 3 mois (rangées de haut en bas : jours 3, 14 ; Mois 1, 3). L’astérisque sur la photographie du fond d’œil indique le site de la rétinotomie; la flèche pointillée blanche indique la direction de l’analyse de ligne. La forme jaune dessinée sur l’imagerie d’autofluorescence du fond d’œil met en évidence l’emplacement de la greffe. Les triangles blancs sur les images OCT indiquent les bords latéraux respectifs de la greffe (selon le balayage de ligne sur l’image du fond d’œil couleur). (B) Coloration à l’hématoxyline et à l’éosine de la greffe sous fovéa atrophique (due à une déchirure peropératoire) avec des couches marquées. Barres d’échelle = 1 mm en A (images d’autofluorescence et FA), 200 μm en A (images OCT) et 100 μm en B. Abréviations : FA = angiographie du fond d’œil; OCT = tomographie par cohérence optique; RGC = couche de cellules ganglionnaires rétiniennes; INL = couche nucléaire interne; ONL = couche nucléaire externe; EPR = épithélium pigmentaire rétinien. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62638/62638fig01large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62638/62638fig02.jpg"> Figure 2 : Vues intraoculaires et externes de la canule à double alésage de 25/41 G. (A) Vue intraoculaire de la canule à double alésage de 25/41 G lors de la création de bleb sous-rétinienne. La flèche blanche pointe vers la canule centrale plus longue pour l’injection sous-rétinienne. La flèche pointillée pointe vers l’ouverture de la canule de sortie à travers laquelle le BSS passe pour sortir de l’œil. (B) Vue extérieure de la canule à double alésage 25/41 G. L’astérisque marque l’orifice de sortie près du moyeu de la canule à partir duquel le BSS intraoculaire est drainé. Abréviation : BSS = solution saline équilibrée. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62638/62638fig02large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62638/62638fig03.jpg"> Figure 3 : Images au microscope peropératoire et images miOCT d’un bleb sous-rétinien compliqué par une déchirure fovéale. (A1) Image au microscope peropératoire montrant la position des scans longitudinaux (bleu) et transversaux (rouge) dans un bleb avec une déchirure fovéale. (A2) Balayage miOCT longitudinal montrant un bleb sous-rétinien à la région fovéale (flèche jaune). (A3) MiOCT transverse capturant une déchirure fovéale (pointe de flèche blanche), ainsi qu’une rétinotomie (astérisque et un bleb sous-rétinien (flèche jaune). (B1) Image microscopique peropératoire montrant la position des balayages longitudinaux (bleus) et transversaux (rouges) dans un bleb formé avec succès. (B2) Balayage miOCT longitudinal montrant un bleb sous-rétinien à la région fovéale (flèche jaune). (B3) Scan miOCT transversal montrant un bleb sous-rétinien créé avec succès avec une fovéa intacte de manière supérieure (diamant blanc). Abréviation : miOCT = tomographie par cohérence optique intégrée au microscope. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62638/62638fig03large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62638/62638fig04.jpg"> Figure 4 : ERG de l’œil transplanté par xénogreffe RPE. Pour l’évaluation fonctionnelle de la rétine, les évaluations ERG plein champ de l’œil xénogreffé RPE effectuées au départ (rangée du haut) et 3 mois après la transplantation (rangée du bas) ne montrent aucun effet significatif de la greffe de xénogreffe RPE sur les amplitudes de réponse, le moment ou la forme d’onde dans des conditions adaptées à l’obscurité ou à la lumière. Abréviations : EPR = épithélium pigmentaire rétinien; ERG = électrorétinogramme; DA = adapté à l’obscurité; LA = adapté à la lumière. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62638/62638fig04large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Retinal Pigment Epithelium Transplantation in a Non-human Primate Model for Degenerative Retinal Diseases at JoVE.com

Retinal Pigment Epithelium Transplantation in a Non-human Primate Model for Degenerative Retinal Diseases

Le primate non humain (PSN) est un modèle idéal pour étudier les thérapies cellulaires rétiniennes humaines en raison des similitudes anatomiques et génétiques. Ce manuscrit décrit une méthode de transplantation sous-maculaire de cellules épithéliales pigmentaires rétiniennes dans l’œil NHP et des stratégies pour prévenir les complications peropératoires associées à la manipulation maculaire.

Transplantation d’épithélium pigmentaire rétinien dans un modèle de primate non humain pour les maladies dégénératives de la rétine

Retinal pigment epithelial (RPE) transplantation holds great promise for the treatment of inherited and acquired retinal degenerative diseases. These ...

Un traumatisme fovéal lors d’une greffe épithéliale pigmentaire rétinienne peut entraîner de mauvais résultats visuels. Cette méthode proposée peut réduire la probabilité de déchirures fovéales par rapport aux techniques conventionnelles. La méthode proposée aborde de multiples facteurs contribuant au traumatisme fovéal, y compris la libération d’adhérences sous-rétiniennes, une meilleure visualisation des couches rétiniennes et les forces de cisaillement tangentielles lors de la formation de bleb.Cette technique, qui implique le prétraitement intravitréen du plasminogène, la formation de bleb rétinien guidé par OCT intégré au microscope et la tamponnade vitréeuse liquide perfluorocarbonée à l’aide d’une canule à double alésage produit la probabilité d’un traumatisme fovéal avec une procédure plus douce. La démonstration de la procédure sera assurée par le Dr Zenping Liu, chercheur principal, et M. Daniel Soo Lin Wong, assistant de recherche, tous deux d’un laboratoire. Le professeur Gopal Lingam, consultant principal, fera également la démonstration des procédures opérationnelles.Pour commencer, utilisez les ciseaux Vannas pour inciser la conjonctive près du limbe pour une péritomie conjonctivale à 360 degrés et effectuez une dissection émoussée pour agrandir la péritomie. Utilisez une lame micro-vitréo-rétinienne de calibre 25 pour faire une incision de trois millimètres dans la sclérotique à huit heures de l’œil droit ou à quatre heures de l’œil gauche. Insérez une canule de perfusion à orifice latéral personnalisé de calibre 25 et une suture à l’aide d’une suture Vicryl 7-0.Après avoir confirmé l’emplacement intravitréen, commencez la perfusion de solution saline équilibrée et réglez le système pour maintenir la pression intraoculaire de 20 millilitres de mercure. Utilisez un trocart à tête plate de calibre 25 pour inciser la sclérotique à deux heures de l’œil droit ou à 10 heures de l’œil gauche. Insérez une lampe de calibre 25 dans le trocart à tête plate et fixez la lumière avec du ruban adhésif.Réglez la source lumineuse à environ 60 % Effectuez une autre sclérotome à 10 heures pour l’œil droit ou à deux heures pour l’œil gauche, comme démontré. Placez une suture Vicryl 7-0 en forme de U autour de la sclérotome sans nouer les nœuds. Insérez le trocart de vitrectomie à travers la sclérotome.Effectuer la vitrectomie autour du port d’entrée, suivie d’une vitrectomie à noyau court avec un maximum de 5 000 coupures par minute et une aspiration maximale à 400 millimètres de mercure. Injecter 20 à 50 microlitres de triamcinolone pour une meilleure visualisation du vitré. Séparez le corps vitré de la rétine pour induire un décollement postérieur du vitré.Placez le vitré au-dessus du disque optique pour permettre une induction douce du décollement postérieur du vitré. Gardez le vitré uniquement à l’aspiration à un maximum de 400 millimètres de mercure sans impliquer de coupe. Si nécessaire, utilisez la pince intraoculaire de calibre 25 pour déchirer le cortex vitré afin de faciliter le détachement.Ouvrez la membrane hyaloïde postérieure avec l’cutter et retirez la jupe vitrée détachée jusqu’à la base vitréenne. Aspirer toute triamcinolone restante sur la surface de la rétine. Injecter un à deux millilitres de liquide perfluorocarboné pour couvrir le pôle postérieur jusqu’à la rétine périphérique antérieure et moyenne.Entrez dans l’œil avec une canule d’injection sous-rétinienne. Utilisez soit la canule d’injection sous-rétinienne à double alésage personnalisée de calibre 25 par 41, soit la canule d’injection sous-rétinienne de calibre 25 par 38 reliée à une seringue de 250 microlitres pour l’injection sous-rétinienne. Réglez la pression intraoculaire à zéro à quatre millimètres de mercure.Effectuez doucement une injection sous-rétinienne de BSS pour induire un décollement localisé de la rétine. Une fois que le bleb traverse la fovéa, arrêtez d’injecter du BSS. Créez un deuxième bleb à partir d’une direction distincte.Fusionnez les deux blebs pour détacher complètement la fovéa. Activez la fonction de tomographie par cohérence optique peropératoire pour visualiser la formation de bleb, en veillant à ce que les balayages de ligne et de cube soient en mode haute définition pour acquérir une image au niveau de la fovéa. Agrandir l’incision de la rétine à 1,5 millimètre avec une paire de ciseaux vitréo-rétiniens verticaux de calibre 25 pour permettre l’accès à l’espace sous-rétinien pour la transplantation.Réglez la pression intraoculaire à 50 millimètres de mercure. Utilisez une canule en silicone brossé pour éliminer le liquide perfluorocarboné. Utilisez un couteau d’incision de 1,4 millimètre pour prolonger la sclérotome.Entrez dans un instrument à boucle extensible de calibre 20 et retirez l’épithélium pigment rétinien de l’hôte sous-maculaire en le grattant. Insérez la pointe du dispositif de tir à travers la sclérotome et passez à travers la cavité vitrée à une pression intraoculaire de 20 millimètres de mercure. Injecter l’implant vers l’espace sous-rétinien via le bord de rétinotomie créé à partir de la surface rétinienne avec le côté porteur cellulaire faisant face à la membrane Brooks et la xénogreffe face aux photorécepteurs.Visualisez l’emplacement de l’implant en activant la fonction de tomographie par cohérence optique peropératoire. Ajustez la position de l’implant avec la canule d’injection sous-rétinienne ou un ciseau intraoculaire incurvé de calibre 25 pour vous assurer que l’implant repose à plat sur la membrane Brooks dans l’espace sous-rétinien avec une rétine sus-jacente intacte, ainsi que situé loin de la rétinotomie créée et n’empiète pas sur le site de rétinotomie. Utilisez une canule à pointe en silicone brossé pour l’échange fluide-air et aspirez doucement le liquide sous-rétinien du décollement de la rétine bleb et de l’apposition du bord de la rétinotomie jusqu’à ce que la rétine soit rattachée sur l’implant.Ensuite, pour terminer la chirurgie, fermez la sclérotomie à orifice de travail à l’aide de la suture 7-0 Vicryl pré-placée. Administrer 0,05 millilitre par deux milligrammes de triamcinolone sans agent de conservation intravitréen à la sclérotome à huit heures. Retirez le lustre et la canule d’infusion.Fermez ces sclérotomies avec des sutures Vicryl. Palper l’œil pour s’assurer que la pression intraoculaire est dans la plage acceptable. Injectez de l’air filtré ou du BSS via une aiguille de calibre 30 si nécessaire.Une imagerie in vivo de la greffe épithéliale pigmentaire rétinienne sous-maculaire de l’œil gauche sur diverses modalités d’imagerie a été réalisée pendant une période pouvant aller jusqu’à trois mois. La photographie du fond d’œil indiquait que le greffon transplanté à la fovéa n’avait pas migré au fil du temps. L’imagerie par autofluorescence du fond d’œil a montré des changements minimes dans l’hyper autofluorescence chevauchant la greffe épithéliale du pigment rétinien.L’angiographie de la fluorescéine du fond d’œil de phase précoce et tardive n’a montré aucune fuite entourant le greffon. Les images de tomographie par cohérence optique maculaire ont montré la préservation des couches rétiniennes externes au fil du temps, suggérant la fonctionnalité des cellules épithéliales pigmentaires rétiniennes. La coloration HE a montré des couches rétiniennes intactes sans aucune preuve de micro-déchirures.La tomographie par cohérence optique peropératoire permet la visualisation des dimensions du bleb et de la déchirure fovéale potentielle en peropératoire lors du décollement fovéal. La présence de déchirure peut interférer avec la formation de bleb. Le succès de la formation correcte de bleb a été indiqué par l’absence de déchirure.Pour l’évaluation fonctionnelle de la rétine, des évaluations par électrorétinogramme plein champ de l’œil xénogreffé épithélial pigmentaire rétinien ont été effectuées. L’absence de détérioration significative des formes d’onde de l’électrorétinogramme suggère que la fonction des photorécepteurs à bâtonnets et à cônes a été maintenue avec les xénogreffes. Lors de la création du bleb rétinien localisé, faites-le très doucement car tout changement soudain de la vitesse du jet peut entraîner des déchirures fovéales.Effectuer cette étape lentement est la clé pour réduire les blessures fovéales. L’imagerie multimodale, y compris l’autofluorescence du fond d’œil, l’angiographie à la fluorescéine et la tomographie par cohérence optique, ainsi que les études d’électrophysiologie, peuvent fournir un meilleur aperçu de la capacité de survie du greffon et des facteurs qui l’affectent.

Research

JoVE Journal

Medicine

Techniques for Processing Eyes Implanted With a Retinal Prosthesis for Localized Histopathological Analysis

Techniques pour les yeux de traitement implantés avec une prothèse rétinienne pour l&#39;analyse histopathologique localisée

With  the recent development of retinal prostheses, it is important to develop  reliable techniques for assessing the safety of these devices in ...

Recherche

Médecine

Retinal Detachment Model in Rodents by Subretinal Injection of Sodium Hyaluronate

Décollement de la rétine modèle chez les rongeurs par injection sous-rétinienne de hyaluronate de sodium

Subretinal injection of sodium hyaluronate is a widely accepted method of inducing retinal detachment (RD). However, the height and duration of RD or the ...

Performing Subretinal Injections in Rodents to Deliver Retinal Pigment Epithelium Cells in Suspension

Exécution sous-rétinienne injections chez les rongeurs de produire des cellules de l&#39;épithélium pigmentaire rétinien Suspension

The conversion of light into electrical impulses occurs in the outer retina and is accomplished largely by rod and cone photoreceptors and retinal pigment ...

Techniques for Processing Eyes Implanted with a Retinal Prosthesis for Localized Histopathological Analysis: Part 2 Epiretinal Implants with Retinal Tacks

Les techniques de traitement des yeux implantés avec une prothèse rétinienne pour localisée histopathologique Analyse: Partie 2 épirétinienne implants avec des bords de la rétine

Retinal prostheses for the treatment of certain forms of blindness are gaining traction in clinical trials around the world with commercial devices ...

Quantitative Fundus Autofluorescence for the Evaluation of Retinal Diseases

Quantitative Fundus autofluorescence pour l&#39;évaluation des maladies rétiniennes

The retinal pigment epithelium (RPE) is juxtaposed to the overlying sensory retina, and supports the function of the visual system. Among the tasks ...

A Step by Step Protocol for Subretinal Surgery in Rabbits

A l&#39;étape par le protocole de l&#39;étape pour la chirurgie sous-rétinienne chez les lapins

Age related macular degeneration (AMD), retinitis pigmentosa, and other RPE related diseases are the most common causes for irreversible loss of vision in ...

A Mouse Model of Retinal Ischemia-Reperfusion Injury Through Elevation of Intraocular Pressure

Un modèle de souris de Retinal Ischémie-reperfusion Grâce à une élévation de la pression intraoculaire

Retinal ischemia-reperfusion (I/R) is a pathophysiological process contributing to cellular damage in multiple ocular conditions, including glaucoma, ...

An Acute Retinal Model for Evaluating Blood Retinal Barrier Breach and Potential Drugs for Treatment

Un modèle aigu rétinienne pour l&#39;évaluation sanguin rétinien barrière Breach et potentiels médicaments pour le traitement

A low-cost, easy-to-use and powerful model system is established to evaluate potential treatments that could ameliorate blood retinal barrier breach. An ...

A Surgical Procedure for the Administration of Drugs to the Inner Ear in a Non-Human Primate Common Marmoset (Callithrix jacchus)

A Surgical Procedure for the Administration of Drugs to the Inner Ear in a Non-Human Primate Common Marmoset Callithrix jacchus

Une intervention chirurgicale de l’Administration des médicaments à l’oreille interne dans un Non-Human primates commune Ouistiti (Callithrix jacchus)

Hearing research has long been facilitated by rodent models, although in some diseases, human symptoms cannot be recapitulated. The common marmoset ...

Oxygen-Induced Retinopathy Model for Ischemic Retinal Diseases in Rodents

Modèle de rétinopathie induite par l’oxygène pour les maladies rétiniennes ischémiques chez les rongeurs

One of the commonly used models for ischemic retinopathies is the oxygen-induced retinopathy (OIR) model. Here we describe detailed protocols for the OIR ...