Name: polysome profiling without gradient makers or fractionation systems
Uploaded: 2021-06-01T14:00:00
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Die Autoren danken Dr. Percy Tumbale und Dr. Melissa Wells für ihre kritische Lektüre dieses Manuskripts. Diese Arbeit wurde vom US National Institute of Health Intramural Research Program unterstützt; Das US National Institute of Environmental Health Sciences (NIEHS; ZIA ES103247 bis R.E.S).

1. Herstellung von 7% - 47% Saccharosegradienten
HINWEIS: Der lineare Bereich des Saccharosegradienten kann je nach verwendetem Zelltyp modifiziert werden, um eine bessere Trennung zu erreichen. Dieses Protokoll ist für Polysomenprofile für S. cerevisiae optimiert.
<ol><li>Stammlösungen von 7% und 47% Saccharose in Saccharosegradientenpuffer (20 mM Tris-HCl pH 7,4, 60 mM KCl, 10 mMMgCl2 und 1 mM DTT) herzustellen. Filter sterilisieren die Saccharose-Stammlösungen durc...

<ol>
	<li>Choi, A., Barrientos, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sucrose+gradient+sedimentation+analysis+of+mitochondrial+ribosomes.">Sucrose gradient sedimentation analysis of mitochondrial ribosomes.</a> Methods in Molecular Biology. 2192, 211-226 (2021).</li><li>Dos Santos, R. F., Barria, C., Arraiano, C. M., Andrade, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isolation+and+analysis+of+bacterial+ribosomes+through+sucrose+gradient+ultracentrifugation.">Isolation and analysis of bacterial ribosomes through sucrose gradient ultracentrifugation.</a> Methods in Molecular Biology. 2106, 299-310 (2020).</li><li>Pringle, E. 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E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+the+molecular+crosstalk+within+the+essential+Grc3/Las1+pre-rRNA+processing+complex.">Characterization of the molecular crosstalk within the essential Grc3/Las1 pre-rRNA processing complex.</a> RNA. 24 (5), 721-738 (2018).</li><li>Hu, W., Coller, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Polysome+analysis+for+determining+mRNA+and+ribosome+association+in+Saccharomyces+cerevisiae.">Polysome analysis for determining mRNA and ribosome association in Saccharomyces cerevisiae.</a> Methods in Enzymology. 530, 193-206 (2013).</li><li>He, S. L., Green, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Polysome+analysis+of+mammalian+cells.">Polysome analysis of mammalian cells.</a> Methods in Enzymolog. 530, 183-192 (2013).</li><li>Anand, M., Chakraburtty, K., Marton, M. J., Hinnebusch, A. G., Kinzy, T. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+interactions+between+yeast+translation+eukaryotic+elongation+factor+(eEF)+1A+and+eEF3.">Functional interactions between yeast translation eukaryotic elongation factor (eEF) 1A and eEF3.</a> The Journal of Biological Chemistry. 278 (9), 6985-6991 (2003).</li><li>Serikawa, K. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+transcriptome+and+its+translation+during+recovery+from+cell+cycle+arrest+in+Saccharomyces+cerevisiae.">The transcriptome and its translation during recovery from cell cycle arrest in Saccharomyces cerevisiae.</a> Molecular and Cell Proteomics: MCP. 2 (3), 191-204 (2003).</li><li>Ingolia, N. T., Ghaemmaghami, S., Newman, J. R., Weissman, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genome-wide+analysis+in+vivo+of+translation+with+nucleotide+resolution+using+ribosome+profiling.">Genome-wide analysis in vivo of translation with nucleotide resolution using ribosome profiling.</a> Science. 324 (5924), 218-223 (2009).</li></ol>

Hier wurde eine Methode beschrieben, um Polysomenprofile ohne den Einsatz teurer automatisierter Fraktionierungssysteme zu erstellen. Der Vorteil dieser Methode besteht darin, dass sie die Polysomenprofilierung für Labore zugänglich macht, die nicht über automatisierte Fraktionierungssysteme verfügen. Die Hauptnachteile dieses Protokolls sind die langwierige Handfraktionierung und die reduzierte Empfindlichkeit im Vergleich zum dedizierten Dichtefraktionierungssystem.
Dieses Protokoll bein...

Ribosomen sind Mega-Dalton-Ribonukleoproteinkomplexe, die den grundlegenden Prozess der Übersetzung von mRNA in Proteine durchführen. Ribosomen sind für die Synthese aller Proteine innerhalb einer Zelle verantwortlich. Eukaryotische Ribosomen umfassen zwei Untereinheiten, die entsprechend ihren Sedimentationskoeffizienten als kleine ribosomale Untereinheit (40S) und große ribosomale Untereinheit (60S) bezeichnet werden. Das vollständig zusammengesetzte Ribosom wird als 80S-Monosom bezeichnet. Polysomen sind Gruppen von Ribosomen, die an der Übersetzung eines einzelnen mRNA-Moleküls beteiligt sind. Die Polysomenfraktionierung durch Saccharosedichtegradientenzentrifugation ist eine leistungsstarke Methode, um Ribosomenprofile zu erstellen, spezifische mRNAs zu identifizieren, die mit der Translation von Ribosomen assoziiert sind, und Polysomen-assoziierte Faktorenzu analysieren 1,2,3,4,5,6,7,8,9,10,11,12 ,13. Diese Technik wird häufig verwendet, um Polysomen von einzelnen Ribosomen, ribosomalen Untereinheiten und Boten-Ribonukleoproteinpartikeln zu trennen. Die durch Fraktionierung erhaltenen Profile können wertvolle Informationen über die Translationsaktivität der Polysomen14 und den Assemblierungsstatus der Ribosomen15,16,17 liefern.
Ribosomenanordnung ist ein sehr komplexer Prozess, der durch eine Gruppe von Proteinen erleichtert wird, die als Ribosomen-Assemblierungsfaktoren 18,19,20,21 bekannt sind. Diese Faktoren erfüllen eine breite Palette von Funktionen während der Ribosomenbiogenese durch Wechselwirkungen mit vielen anderen Proteinen, einschließlich ATPasen, Endo- und Exonukleasen, GTPasen, RNA-Helikasen und RNA-bindenden Proteinen22. Die Polysomenfraktionierung war ein leistungsfähiges Werkzeug, um die Rolle dieser Faktoren bei der Ribosomenanordnung zu untersuchen. Zum Beispiel wurde diese Methode verwendet, um zu zeigen, wie Mutationen in der Polynukleotidkinase Grc3, einem prä-rRNA-Verarbeitungsfaktor, den Ribosomenzusammenbauprozess negativ beeinflussen können17,23. Die Polysomenprofilierung hat auch hervorgehoben und gezeigt, dass die konservierten Motive in der ATPase Rix7 für die Ribosomenproduktion16 unerlässlich sind.
Das Verfahren zur Polysomenfraktionierung beginnt mit der Herstellung löslicher Zelllysate aus Zellen von Interesse. Das Lysat enthält RNA, ribosomale Untereinheiten und Polysomen sowie andere lösliche zelluläre Komponenten. In einem Ultrazentrifugenröhrchen wird ein kontinuierlicher, linearer Saccharosegradient erzeugt. Die lösliche Fraktion des Zelllysats wird sanft auf die Oberseite des Saccharosegradientenröhrchens geladen. Das beladene Gradientenrohr wird dann einer Zentrifugation unterzogen, die die zellulären Komponenten innerhalb des Saccharosegradienten durch die Schwerkraft nach Größe trennt. Die größeren Komponenten fahren weiter in den Gradienten hinein als die kleineren Komponenten. Die Oberseite des Gradienten beherbergt die kleineren, langsamer reisenden Zellkomponenten, während sich die größeren, schneller reisenden Zellkomponenten unten befinden. Nach der Zentrifugation wird der Inhalt des Röhrchens als Fraktionen gesammelt. Diese Methode trennt effektiv ribosomale Untereinheiten, Monosomen und Polysomen. Die optische Dichte jeder Fraktion wird dann durch Messung der spektralen Absorption bei einer Wellenlänge von 254 nm bestimmt. Die Darstellung von Absorption vs. Fraktionszahl ergibt ein Polysomenprofil.
Lineare Saccharosedichtegradienten können mit einem Gradientenmacher erzeugt werden. Nach der Zentrifugation werden die Gradienten oft fraktioniert und die Absorptionen mit einem automatisierten Dichtefraktionierungssystem 3,7,13,24,25 gemessen. Während diese Systeme sehr gut funktionieren, um Polysomenprofile herzustellen, sind sie teuer und können für einige Labore unerschwinglich sein. Hier wird ein Protokoll zur Erzeugung von Polysomenprofilen ohne den Einsatz dieser Instrumente vorgestellt. Stattdessen verwendet dieses Protokoll Geräte, die normalerweise in den meisten molekularbiologischen Laboratorien verfügbar sind.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Automatic Fractionator</td>
			<td>Brandel</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clariostar Multimode Plate Reader</td>
			<td>BMG Labtech</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cycloheximide</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>C7698</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dithiothreitol</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>15508-013</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass Beads, acid washed</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>G8772</td>
			<td>425&#8211;600 &#956;m</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>H4784</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Magnesium Chloride, 1 M</td>
			<td>KD Medical</td>
			<td>CAC-5290</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needle, 22 G, Metal Hub</td>
			<td>Hamilton Company</td>
			<td>7748-08</td>
			<td>custom length 9 inches, point style 3</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Optima XL-100K Ultracentrifuge</td>
			<td>Beckman Coulter</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polypropylene Centrifuge tubes</td>
			<td>Beckman Coulter</td>
			<td>331372</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polypropylene Test Tube Peg Rack</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>14-810-54A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium Chloride</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>P9541</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Qubit 4 Fluorometer</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>Q33228</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Qubit RNA HS Assay Kit</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>Q32855</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RNAse Inhibitor</td>
			<td>Applied Biosystems</td>
			<td>N8080119</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sucrose</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>S0389</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SW41 Swinging Bucket Rotor Pkg</td>
			<td>Beckman Coulter</td>
			<td>331336</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe, 3 mL</td>
			<td>Coviden</td>
			<td>888151394</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tris, 1 M,&#160; pH 7.4</td>
			<td>KD Medical</td>
			<td>RGF-3340</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triton X-100</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>X100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>UV-Star Microplate, 96 wells</td>
			<td>Greiner Bio-One</td>
			<td>655801</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

polysome profiling without gradient makers or fractionation systems

Die Polysomenfraktionierung durch Saccharosedichtegradientenzentrifugation ist ein leistungsfähiges Werkzeug, mit dem Ribosomenprofile erstellt, spezifische mRNAs identifiziert werden können, die von Ribosomen übersetzt werden, und Polysomen-assoziierte Faktoren analysiert werden können. Während automatisierte Gradientenhersteller und Gradientenfraktionierungssysteme häufig mit dieser Technik verwendet werden, sind diese Systeme im Allgemeinen teuer und können für Laboratorien, die über begrenzte Ressourcen verfügen oder die Kosten aufgrund ihrer seltenen oder gelegentlichen Notwendigkeit, diese Methode für ihre Forschung durchzuführen, unerschwinglich sein. Hier wird ein Protokoll zur reproduzierbaren Erzeugung von Polysomenprofilen mit Standardgeräten vorgestellt, die in den meisten molekularbiologischen Laboratorien ohne spezielle Fraktionierungsinstrumente verfügbar sind. Darüber hinaus wird ein Vergleich von Polysomenprofilen bereitgestellt, die mit und ohne Gradientenfraktionierungssystem erzeugt wurden. Strategien zur Optimierung und Herstellung reproduzierbarer Polysomenprofile werden diskutiert. Saccharomyces cerevisiae wird in diesem Protokoll als Modellorganismus verwendet. Dieses Protokoll kann jedoch leicht modifiziert und angepasst werden, um Ribosomenprofile für viele verschiedene Organismen und Zelltypen zu erstellen.

In Abbildung 3 sind drei repräsentative Polysomenprofile dargestellt. Alle Profile stammen vom gleichen Hefestamm. Ein typisches Polysomenprofil hat gut aufgelöste Peaks für die ribosomalen Untereinheiten 40S, 60S und 80S sowie Polysomen. Der Kamm jeder ribosomalen Untereinheit und jedes Polysomenpeaks ist auf jedem Profil sichtbar (Abbildung 3). Ein repräsentatives Profil eines automatisierten Dichtefraktionierungssystems ist in Abbildu...

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Polysome Profiling without Gradient Makers or Fractionation Systems

Dieses Protokoll beschreibt, wie ein Polysomenprofil generiert wird, ohne automatisierte Gradientenerzeuger oder Gradientenfraktionierungssysteme zu verwenden.

Polysomenprofilierung ohne Gradientenerzeuger oder Fraktionierungssysteme

Polysome fractionation by sucrose density gradient centrifugation is a powerful tool that can be used to create ribosome profiles, identify specific mRNAs ...

Dieses Protokoll beschreibt, wie man ein Polysomenprofil erzeugt, das molekulare Details über die Aktivität von Ribosomen in der Zelle enthüllt. Diese Technik ermöglicht es Benutzern, die wertvollen Informationen eines Polysomenprofils zu erhalten, die keinen Zugang zu automatisierten Gradientenfraktionierungssystemen haben. Nehmen Sie sich Zeit für die Vorbereitung der Farbverläufe und lagern Sie die Farbverläufe an einem Ort, an dem sie nicht durch einen Kompressor oder andere mechanische Vorgänge unterbrochen werden, wenn sie sich in einem linearen Farbverlauf absetzen.Um zu beginnen, bereiten Sie Stammlösungen von 7 und 47% Saccharose in Saccharosegradientenpuffer vor. Filter sterilisieren die Saccharose-Stammlösungen durch einen 0,22-Mikron-Filter. Bereiten Sie 14 Milliliter 17, 27 und 37% Saccharoselösungen durch Dosieren und Mischen der 7- und 47%-Stammlösungen vor.Legen Sie sechs Polypropylen-Zentrifugenröhrchen in ein Reagenzglas-Rack. Stellen Sie sicher, dass genügend Platz zwischen den Röhren vorhanden ist, damit die Aktionen mit einem Rohr die anderen nicht stören. Befestigen Sie eine neun Zoll, 22 Gauge Nadel mit einer stumpfen Spitze an einer Drei-Milliliter-Spritze und führen Sie eine Testfüllung durch und dosieren Sie, um sicherzustellen, dass die Spritze die Saccharoselösung ohne Tropfen halten kann, bevor Sie die Farbverläufe einrichten.Fügen Sie zwei Milliliter der 7% igen Saccharose auf den Boden jedes Zentrifugenröhrchens hinzu. Dann fügen Sie zwei Milliliter der 17% igen Saccharose unter die 7% ige Lösung hinzu, indem Sie die Nadelspitze in unmittelbarer Nähe des Röhrchenbodens positionieren. Geben Sie die Lösung vorsichtig und langsam ab.Wiederholen Sie den Vorgang mit je zwei Milliliter der 27-, 37- und 47%igen Saccharoselösung, wobei sichergestellt wird, dass jede Schicht durch eine Linie unterscheidbar ist, die den Abstand der Dichten markiert. Lagern Sie die Steigungen über Nacht bei vier Grad Celsius, damit sie sich zu einem kontinuierlichen, steigenden Saccharoseanteil absetzen können. Nach dem Wachstum und der Ernte von Hefe, Saccharomyces cerevisiae Zellen, resuspendieren die Zellen in gekühlten 700 Mikrolitern Polysomenextraktionspuffer.Fügen Sie 100 Einheiten RNAse Inhibitor hinzu. Fügen Sie dann 400 Mikroliter vorgekühlte Glasperlen mit einer ungefähren Größe von 425 bis 600 Mikron hinzu. Die Mischung wird mit den Glasperlen in ein 1,5-Milliliter-Zentrifugenröhrchen gegeben und die Hefezellen durch kräftiges Rühren in einem Perlenschläger fünf Minuten lang aufgebrochen.Nach dem Aufbrechen der Zellen klären Sie das Lysat durch Zentrifugieren. Bestimmung der Konzentration der RNA im geklärten Lysat durch Messung der Absorption bei 260 Nanometern mit einem fluoreszenzbasierten RNA-Detektionssystem. Stellen Sie sicher, dass die RNA-Konzentration 0,5 bis ein Mikrogramm pro Mikroliter beträgt.Wenn die RNA-Konzentration zu niedrig ist, reduzieren Sie das Volumen des Extraktionspuffers, der zur Resuspendierung der Zellen verwendet wird. Laden Sie das Lysat vorsichtig auf die Oberseite der Farbverläufe. Legen Sie die Pipettenspitze gegen die Innenwand an der Oberseite des Polypropylenrohrs.Winkeln Sie das Röhrchen und geben Sie das Lysat langsam auf die Oberseite des Farbverlaufs und tropfen Sie gegen die Wand. Legen Sie die Röhrchen vorsichtig in die vorgekühlten Eimer eines schwingenden Schaufelrotors und zentrifugieren Sie die Farbverläufe. Entfernen Sie nach dem Zentrifugieren vorsichtig die Zentrifugenröhrchen aus dem schwingenden Schaufelrotor und legen Sie sie in einen Tubenhalter.Beschriften Sie die 96-Well-Platten, um die Fraktionen zu lagern und auf Eis vorzukühlen. Sammeln Sie 100 oder 200 Mikroliter Fraktionen beginnend von der Oberseite des Gradienten, indem Sie vorsichtig eine Pipettenspitze in die Oberseite des Gradienten einführen und die Brüche sammeln, bis der gesamte Gradient aliquotiert ist. Messen Sie die Absorption jeder Fraktion bei 254 Nanometern mit einem Spektralphotometer gegen die 7- und 47%Saccharoselösungen als Blindlinge.Erstellen Sie das Polysomenprofil, indem Sie die Fraktionszahl im Vergleich zur Absorption aufzeichnen. Drei repräsentative Polysomenprofile aus Hefe S.Cerevisiae werden gezeigt. Der Kamm jeder ribosomalen Untereinheit und jedes Polysomenpeaks ist auf jedem Profil sichtbar.Ein repräsentatives Profil aus einem automatisierten Dichtefraktionierungssystem wird hier gezeigt. Dieses Profil wurde aus einem kontinuierlichen Absorptionsprofil hergestellt, als der Saccharosegradient von unten nach oben durch eine Chase-Lösung durch eine Detektor-Durchflusszelle verschoben und in Fraktionen gesammelt wurde. Das Polysomenprofil, das durch Handfraktionierung von 200- und 100-Mikroliter-Proben erzeugt wird, ist hier dargestellt.Das Wichtigste, woran Sie sich bei diesem Verfahren erinnern sollten, ist, die Farbverläufe nicht zu unterbrechen. Achten Sie darauf, keine Luftblasen einzuführen oder den Gradienten zu stören, indem Sie die Lösung zu schnell dosieren. Nach diesem Verfahren kann RNA aus den Gradienten extrahiert werden, um weitere Analysen durchzuführen, um mRNAs zu bestimmen, die mit aktiven Ribosomen assoziiert sind

Research

JoVE Journal

Biochemistry

Brain Membrane Fractionation: An Ex Vivo Approach to Assess Subsynaptic Protein Localization

Brain Membrane Fractionation: An Ex Vivo Approach to Assess Subsynaptic Protein Localization

Gehirn Membran Fraktionierung: An<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Ansatz zur Bewertung der Subsynaptischen Protein-Lokalisierung

Assessing the synaptic protein composition and function constitutes an important challenge in neuroscience. However, it is not easy to evaluate ...

Forschung

Biochemie

Fractionation for Resolution of Soluble and Insoluble Huntingtin Species

Fraktionierung für Auflösung von löslichen und unlöslichen Huntingtin-Arten

The accumulation of misfolded proteins is central to pathology in Huntington's disease (HD) and many other neurodegenerative disorders. Specifically, a ...

Polysome Profiling in Leishmania, Human Cells and Mouse Testis

Polysome Profiling in Leishmania, Human Cells and Mouse Testis

Polysome Profilerstellung in Leishmaniose, menschliche Zellen und Maus Hoden

Proper protein expression at the right time and in the right amounts is the basis of normal cell function and survival in a fast-changing environment. For ...

Detection of Small GTPase Prenylation and GTP Binding Using Membrane Fractionation and  GTPase-linked Immunosorbent Assay

Erkennung von kleine GTPase Prenylation und GTP binden mit Membran Fraktionierung und GTPase verbundene Immunosorbentprobe Assay

The Rho GTPase family belongs to the Ras superfamily and includes approximately 20 members in humans. Rho GTPases are important in the regulation of ...

Manipulating Living Cells to Construct Stable 3D Cellular Assembly Without Artificial Scaffold

Bearbeiten von lebenden Zellen, stabile zelluläre 3D-Baugruppe ohne künstlichen Gerüst zu bauen

Regenerative medicine and tissue engineering offer several advantages for the treatment of intractable diseases, and several studies have demonstrated the ...

The Identification of Sea Lamprey Pheromones Using Bioassay-Guided Fractionation

Die Identifizierung von Meerneunauge Pheromone mit Bioassay-geführte Fraktionierung

Bioassay-guided fractionation is an iterative approach that uses the results of physiological and behavioral bioassays to guide the isolation and ...

Cell Fractionation of U937 Cells in the Absence of High-speed Centrifugation

Zelle Fraktionierung von U937 Zellen in der Abwesenheit von High-Speed-Zentrifugation

In this protocol we detail a method to obtain subcellular fractions of U937 cells without the use of ultracentrifugation or indiscriminate detergents. ...

Nitropeptide Profiling and Identification Illustrated by Angiotensin II

Nitropeptid Profilierung und Identifikation illustriert von Angiotensin II

Protein nitration is one of the most important post-translational modifications (PTM) on tyrosine residues and it can be induced by chemical actions of ...

Measuring Interactions between Fluorescent Probes and Lignin in Plant Sections by sFLIM Based on Native Autofluorescence

Messung von Wechselwirkungen zwischen fluoreszierenden Sonden und Lignin in Pflanzenabschnitten durch sFLIM basierend auf nativer Autofluoreszenz

In lignocellulosic biomass (LB), the activity of enzymes is limited by the appearance of non-specific interactions with lignin during the hydrolysis ...

High-Resolution Complexome Profiling by Cryoslicing BN-MS Analysis

Proteins generally exert biological functions through interactions with other proteins, either in dynamic protein assemblies or as a part of stably formed ...