Name: targeting the corticospinal tract in neonatal rats with a double-viral vector using combined brain and spine surgery
Uploaded: 2021-06-30T13:30:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Targeting the Corticospinal Tract in Neonatal Rats with a Double-Viral Vector using Combined Brain and Spine Surgery at JoVE.com

Este trabajo fue financiado por una beca de los Hospitales Shriners para Niños SHC-84706.

Todos los siguientes procedimientos quirúrgicos y de cuidado de animales han sido aprobados por el Comité de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad de Temple. El protocolo descrito es una cirugía de supervivencia, y los animales fueron finalmente sacrificados por inyección intraperitoneal de 100 mg/kg de pentobarbital sódico al finalizar sus puntos temporales.
1. Preparación prequirúrgica
<ol><li>Prepare al menos dos agujas de vidrio extraídas para la inyección viral con pipeta...

<ol>
	<li>Parent, S., Mac-Thiong, J., Roy-Beaudry, M., Sosa, J. F., Labelle, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spinal+cord+injury+in+the+pediatric+population:+A+systematic+review+of+the+literature.">Spinal cord injury in the pediatric population: A systematic review of the literature.</a> Journal of Neurotrauma. 28 (8), 1515-1524 (2011).</li><li>Vitale, M. G., Goss, J. M., Matsumoto, H., Roye, D. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Epidemiology+of+pediatric+spinal+cord+injury+in+the+united+states:+Years+1997+and+2000.">Epidemiology of pediatric spinal cord injury in the united states: Years 1997 and 2000.</a> Journal of Pediatric Orthopedics. 26 (6), 745-749 (2006).</li><li>Bregman, B. S., Goldberger, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anatomical+plasticity+and+sparing+of+function+after+spinal+cord+damage+in+neonatal+cats.">Anatomical plasticity and sparing of function after spinal cord damage in neonatal cats.</a> Science. 217 (4559), 553-555 (1982).</li><li>Castro, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ipsilateral+corticospinal+projections+after+large+lesions+of+the+cerebral+hemisphere+in+neonatal+rats.">Ipsilateral corticospinal projections after large lesions of the cerebral hemisphere in neonatal rats.</a> Experimental Neurology. 46 (1), 1-8 (1975).</li><li>Commissiong, J. W., Toffano, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Complete+spinal+cord+transection+at+different+postnatal+ages:+Recovery+of+motor+coordination+correlated+with+spinal+cord+catecholamines.">Complete spinal cord transection at different postnatal ages: Recovery of motor coordination correlated with spinal cord catecholamines.</a> Experimental Brain Research. 78 (3), 597-603 (1989).</li><li>Yuan, Q., Su, H., Chiu, K., Wu, W., Lin, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Contrasting+neuropathology+and+functional+recovery+after+spinal+cord+injury+in+developing+and+adult+rats.">Contrasting neuropathology and functional recovery after spinal cord injury in developing and adult rats.</a> Neuroscience Bulletin. 29 (4), 509-516 (2013).</li><li>Kim, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Viral+transduction+of+the+neonatal+brain+delivers+controllable+genetic+mosaicism+for+visualizing+and+manipulating+neuronal+circuits+in+vivo.">Viral transduction of the neonatal brain delivers controllable genetic mosaicism for visualizing and manipulating neuronal circuits in vivo.</a> The European Journal of Neuroscience. 37 (8), 1203-1220 (2013).</li><li>Pawliuk, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Correction+of+sickle+cell+disease+in+transgenic+mouse+models+by+gene+therapy.">Correction of sickle cell disease in transgenic mouse models by gene therapy.</a> Science. 294 (5550), 2368-2371 (2001).</li><li>Atasoy, D., Sternson, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemogenetic+tools+for+causal+cellular+and+neuronal+biology.">Chemogenetic tools for causal cellular and neuronal biology.</a> Physiological Reviews. 98 (1), 391-418 (2018).</li><li>Brandt, H. M., Apkarian, A. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biotin-dextran:+A+sensitive+anterograde+tracer+for+neuroanatomic+studies+in+rat+and+monkey.">Biotin-dextran: A sensitive anterograde tracer for neuroanatomic studies in rat and monkey.</a> Journal of Neuroscience Methods. 45 (1-2), 35-40 (1992).</li><li>Veenman, C. L., Reiner, A., Honig, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biotinylated+dextran+amine+as+an+anterograde+tracer+for+single-+and+double-labeling+studies.">Biotinylated dextran amine as an anterograde tracer for single- and double-labeling studies.</a> Journal of Neuroscience Methods. 41 (3), 239-254 (1992).</li><li>Reiner, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pathway+tracing+using+biotinylated+dextran+amines.">Pathway tracing using biotinylated dextran amines.</a> Journal of Neuroscience Methods. 103 (1), 23-37 (2000).</li><li>Oguchi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Double+virus+vector+infection+to+the+prefrontal+network+of+the+macaque+brain.">Double virus vector infection to the prefrontal network of the macaque brain.</a> PloS One. 10 (7), 0132825 (2015).</li><li>Kinoshita, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+dissection+of+the+circuit+for+hand+dexterity+in+primates.">Genetic dissection of the circuit for hand dexterity in primates.</a> Nature. 487 (7406), 235-238 (2012).</li><li>Bernstein, D. R., Stelzner, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Plasticity+of+the+corticospinal+tract+following+midthoracic+spinal+injury+in+the+postnatal+rat.">Plasticity of the corticospinal tract following midthoracic spinal injury in the postnatal rat.</a> The Journal of Comparative Neurology. 221 (4), 382-400 (1983).</li><li>Brown, K., Wolfe, B., Wrathall, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+functional+recovery+after+spinal+cord+injury+in+young+rats.">Rapid functional recovery after spinal cord injury in young rats.</a> Journal of Neurotrauma. 22, 559-574 (2005).</li><li>Tillakaratne, N. J. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+recovery+of+stepping+in+rats+after+a+complete+neonatal+spinal+cord+transection+is+not+due+to+regrowth+across+the+lesion+site.">Functional recovery of stepping in rats after a complete neonatal spinal cord transection is not due to regrowth across the lesion site.</a> Neuroscience. 166 (1), 23-33 (2010).</li><li>Kartje-Tillotson, G., Neafsey, E. J., Castro, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+analysis+of+motor+cortical+plasticity+after+cortical+lesions+in+newborn+rats.">Electrophysiological analysis of motor cortical plasticity after cortical lesions in newborn rats.</a> Brain Research. 332 (1), 103-111 (1985).</li><li>Gennaro, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Focal+stroke+in+the+developing+rat+motor+cortex+induces+age-+and+experience-dependent+maladaptive+plasticity+of+corticospinal+system.">Focal stroke in the developing rat motor cortex induces age- and experience-dependent maladaptive plasticity of corticospinal system.</a> Frontiers in Neural Circuits. 11, 47 (2017).</li><li>Brichta, A. M., Grant, G., Paxinos, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cytoarchitectural+organization+of+the+spinal+cord.">Cytoarchitectural organization of the spinal cord.</a> The rat nervous system. 2, 294-309 (1985).</li><li>Kjell, J., Olson, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rat+models+of+spinal+cord+injury:+From+pathology+to+potential+therapies.">Rat models of spinal cord injury: From pathology to potential therapies.</a> Disease Models &amp; Mechanisms. 9 (10), 1125-1137 (2016).</li><li>Takeoka, A., Arber, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+local+proprioceptive+feedback+circuits+initiate+and+maintain+locomotor+recovery+after+spinal+cord+injury.">Functional local proprioceptive feedback circuits initiate and maintain locomotor recovery after spinal cord injury.</a> Cell Reports. 27 (1), 71-85 (2019).</li><li>Flynn, J. R., Graham, B. A., Galea, M. P., Callister, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+propriospinal+interneurons+in+recovery+from+spinal+cord+injury.">The role of propriospinal interneurons in recovery from spinal cord injury.</a> Neuropharmacology. 60 (5), 809-822 (2011).</li><li>Ohne, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanism+of+forelimb+motor+function+restoration+in+rats+with+cervical+spinal+cord+hemisection-neuroanatomical+validation.">Mechanism of forelimb motor function restoration in rats with cervical spinal cord hemisection-neuroanatomical validation.</a> IBRO Reports. 7, 10-25 (2019).</li><li>Wang, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deconstruction+of+corticospinal+circuits+for+goal-directed+motor+skills.">Deconstruction of corticospinal circuits for goal-directed motor skills.</a> Cell. 171 (2), 440-455 (2017).</li><li>Sheikh, I. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Retrogradely+transportable+lentivirus+tracers+for+mapping+spinal+cord+locomotor+circuits.">Retrogradely transportable lentivirus tracers for mapping spinal cord locomotor circuits.</a> Frontiers in Neural Circuits. 12, 60 (2018).</li><li>Kinoshita, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+dissection+of+the+circuit+for+hand+dexterity+in+primates.">Genetic dissection of the circuit for hand dexterity in primates.</a> Nature. 487, 235-238 (2012).</li><li>Keefe, K. M., Junker, I. P., Sheikh, I. S., Campion, T. J., Smith, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+injection+of+a+lentiviral+vector+highlights+multiple+motor+pathways+in+the+rat+spinal+cord.">Direct injection of a lentiviral vector highlights multiple motor pathways in the rat spinal cord.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (145), e59160 (2019).</li><li>Hutson, T. H., Verhaagen, J., Y&#225;&#241;ez-Mu&#241;oz, R. J., Moon, L. D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Corticospinal+tract+transduction:+A+comparison+of+seven+adeno-associated+viral+vector+serotypes+and+a+non-integrating+lentiviral+vector.">Corticospinal tract transduction: A comparison of seven adeno-associated viral vector serotypes and a non-integrating lentiviral vector.</a> Gene Therapy. 19 (1), 49-60 (2012).</li><li>Liu, Y., Keefe, K., Tang, X., Lin, S., Smith, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+self-complementary+adeno-associated+virus+serotype+2+as+a+tracer+for+labeling+axons:+Implications+for+axon+regeneration.">Use of self-complementary adeno-associated virus serotype 2 as a tracer for labeling axons: Implications for axon regeneration.</a> Plos One. 9 (2), 87447 (2014).</li><li>Tervo, D. G. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+designer+AAV+variant+permits+efficient+retrograde+access+to+projection+neurons.">A designer AAV variant permits efficient retrograde access to projection neurons.</a> Neuron. 92 (2), 372-382 (2016).</li><li>Abdellatif, A. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=delivery+to+the+spinal+cord:+Comparison+between+lentiviral,+adenoviral,+and+retroviral+vector+delivery+systems.">delivery to the spinal cord: Comparison between lentiviral, adenoviral, and retroviral vector delivery systems.</a> Journal of Neuroscience Research. 84 (3), 553-567 (2006).</li><li>Zingg, B., Peng, B., Huang, J., Tao, H. W., Zhang, L. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synaptic+specificity+and+application+of+anterograde+transsynaptic+AAV+for+probing+neural+circuitry.">Synaptic specificity and application of anterograde transsynaptic AAV for probing neural circuitry.</a> The Journal of Neuroscience. 40 (16), 3250-3267 (2020).</li><li>Armbruster, B. N., Li, X., Pausch, M. H., Herlitze, S., Roth, B. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evolving+the+lock+to+fit+the+key+to+create+a+family+of+G+protein-coupled+receptors+potently+activated+by+an+inert+ligand.">Evolving the lock to fit the key to create a family of G protein-coupled receptors potently activated by an inert ligand.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (12), 5163-5168 (2007).</li><li>Roth, B. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DREADDs+for+neuroscientists.">DREADDs for neuroscientists.</a> Neuron. 89 (4), 683-694 (2016).</li><li>Hasegawa, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanism+of+forelimb+motor+function+restoration+after+cervical+spinal+cord+hemisection+in+rats:+A+comparison+of+juveniles+and+adults.">Mechanism of forelimb motor function restoration after cervical spinal cord hemisection in rats: A comparison of juveniles and adults.</a> Behavioural Neurology. 2016, 1035473 (2016).</li><li>Alstermark, B., Isa, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Circuits+for+skilled+reaching+and+grasping.">Circuits for skilled reaching and grasping.</a> Annual Review of Neuroscience. 35, 559-578 (2012).</li><li>Garc&#237;a-Al&#237;as, G., Truong, K., Shah, P. K., Roy, R. R., Edgerton, V. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Plasticity+of+subcortical+pathways+promote+recovery+of+skilled+hand+function+in+rats+after+corticospinal+and+rubrospinal+tract+injuries.">Plasticity of subcortical pathways promote recovery of skilled hand function in rats after corticospinal and rubrospinal tract injuries.</a> Experimental Neurology. 266, 112-119 (2015).</li><li>Tohyama, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Contribution+of+propriospinal+neurons+to+recovery+of+hand+dexterity+after+corticospinal+tract+lesions+in+monkeys.">Contribution of propriospinal neurons to recovery of hand dexterity after corticospinal tract lesions in monkeys.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 114 (3), 604-609 (2017).</li><li>Z'Graggen, W. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Compensatory+sprouting+and+impulse+rerouting+after+unilateral+pyramidal+tract+lesion.">Compensatory sprouting and impulse rerouting after unilateral pyramidal tract lesion.</a> Journal of Neuroscience. 20 (17), 6561-6569 (2000).</li><li>Ueno, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Corticospinal+circuits+from+the+sensory+and+motor+cortices+differentially+regulate+skilled+movements+through+distinct+spinal+interneurons.">Corticospinal circuits from the sensory and motor cortices differentially regulate skilled movements through distinct spinal interneurons.</a> Cell Reports. 23 (5), 1286-1300 (2018).</li><li>Kim, J., Grunke, S. D., Levites, Y., Golde, T. E., Jankowsky, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intracerebroventricular+viral+injection+of+the+neonatal+mouse+brain+for+persistent+and+widespread+neuronal+transduction.">Intracerebroventricular viral injection of the neonatal mouse brain for persistent and widespread neuronal transduction.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (91), e51863 (2014).</li></ol>

La modulación genética inducible de la actividad cerebral con modificadores quimiogenéticos inyectables es una herramienta poderosa para estudiar los diversos mecanismos que subyacen a la recuperación de la LME. La precisión de la orientación para los receptores inducibles acoplados a proteínas G (DREADDs) aumenta aún más cuando se considera que el rastreo de fluorescencia valida la precisión anatómica en histología. Este artículo discute un método confiable para explorar si la inhibición o estimulación d...

Si bien la LME es una ocurrencia relativamente rara en la población pediátrica, es particularmente traumática y causa una discapacidad permanente que requiere una inmensa previsión logística. Además, una mayor proporción de LME pediátricas se clasifica como cervical y completa en comparación con la población adulta 1,2. Un sello distintivo entre las especies de mamíferos es que los recién nacidos se recuperan notablemente mejor de la LME que los adultos, y esto ofrece una oportunidad para evaluar los mecanismos impulsores de la recuperación en poblaciones más jóvenes 3,4,5. A pesar de esto, hay menos estudios multimodales que aborden la investigación de roedores neonatos y lactantes, en parte debido a la dificultad adicional de dirigirse con precisión a poblaciones seleccionadas de neuronas en los puntos de referencia anatómicos mucho más estrechos de animales más jóvenes6. Este artículo se centra en la inyección directa de vectores adenoasociados anterógrados y retrógrados altamente eficientes en la médula espinal de rata para modular las principales vías motoras con la aplicación de Cre-dependiente-DREADDs, ampliando el alcance de los estudios de regeneración multimodal.
Los vectores virales son herramientas biológicas importantes con una amplia gama de aplicaciones, incluida la introducción de material genético para sustituir genes diana, regular al alza las proteínas de crecimiento y trazar el paisaje anatómico del SNC 7,8,9. Muchos de los detalles anatómicos de las vías motoras espinales se han estudiado utilizando trazadores clásicos, es decir, amina dextrano biotinilada. Si bien los trazadores tradicionales han sido fundamentales para desenterrar la neuroanatomía, no están exentos de desventajas: etiquetan indiscriminadamente las vías incluso si se inyectan correctamente, y los estudios han encontrado que son absorbidos por axones dañados10,11,12. En consecuencia, esto podría llevar a interpretaciones incorrectas en estudios de regeneración donde los axones cortados podrían confundirse con fibras regeneradoras.
El siguiente método utiliza el sistema de vectores bivirales recientemente popularizado en estudios de modulación, con dos vectores virales diferentes en dos áreas separadas de la misma neurona13,14. El primero es un vector que infecta localmente los cuerpos celulares de las neuronas de proyección. El otro es un vector retrógrado que se transporta desde los terminales axónicos de las neuronas de proyección (Figura 1). El vector retrógrado lleva Cre recombinasa, y el vector local incorpora la secuencia de doble floxed "Cre-On" en la que se codifica una proteína fluorescente (mCherry). El transgén nativo que expresa tanto hM3Dq como mCherry está invertido en relación con el promotor y está flanqueado por dos sitios LoxP (Figura 2). Por lo tanto, mCherry solo se expresa en las neuronas de proyección doblemente transducidas donde Cre recombinase induce un evento de recombinación entre los sitios LoxP, volteando la orientación del transgén en el marco de lectura apropiado y permitiendo la expresión tanto del DREADD como de la proteína fluorescente. Una vez que el transgén viral está en la orientación correcta, y cuando corresponda, los DREADDs pueden inducir transitoriamente la neuromodulación a través de un ligando inyectado por separado, es decir, clozapina-N-óxido. El protocolo fue diseñado para autenticar la investigación de neuromodulación inducible en neonatos, en la que se inyectan DREADDS para modular los CST selectivamente. El sistema de dos virus actúa como una póliza de seguro, asegurando que cada célula DREADD positiva sea trazable bajo fluorescencia con alta fidelidad para validar las inyecciones.
Este método también ayuda a cerrar la brecha en la investigación neonatal. La LME pediátrica presenta sus desafíos, y la investigación que analiza la regeneración, la germinación o la plasticidad debe enfatizar las diferencias entre neonatos y adultos 3,15,16,17. Al optimizar el procedimiento quirúrgico y realizar estudios anatómicos previos con tinción de Nissl, se validaron las coordenadas para las inyecciones craneales y espinales. El objetivo era proporcionar un método para inyecciones duales en una rata neonatal con mayor fidelidad y capacidad de supervivencia.
Para el modelo actual, el vector anterógrado se inyectó en los cuerpos celulares de la corteza somatomotora utilizando bregma como referencia18,19. En cuanto a las inyecciones espinales, el vector retrógrado fue inyectado en láminas V-VII, donde residen los terminales axónicos CST20,21. Hay muchas preguntas fundamentales que subyacen a cómo ciertos modelos de lesiones afectan a los animales más jóvenes de manera diferente, y cómo la recuperación posterior diverge de un animal más viejo. Este estudio demuestra un medio robusto para estudiar las lesiones cervicales y la recuperabilidad de la función de las extremidades anteriores en roedores neonatales. En contraste, la mayoría de los estudios previos han abordado la locomoción de recuperación después de lesiones lumbares o torácicas 5,22,23,24. Al emparejar el vector doble viral con la nueva técnica de inyección descrita aquí, este protocolo ayuda a mitigar ciertos problemas (es decir, la capacidad de supervivencia) que pueden afectar las investigaciones de roedores neonatales. Este método es robusto, práctico y versátil: ligeras variaciones en la técnica permitirán dirigirse a diferentes vías, es decir, CST ventral, CST dorsal y las vías dorsales ascendentes.
Para este sistema, se inyecta un virus de acción local (por ejemplo, AAV2) en la región de los cuerpos celulares neuronales de interés. Un segundo virus transportado retrógradamente que controla la expresión del virus local se inyecta en los terminales axónicos para esa población neuronal. Por lo tanto, por definición, solo se etiquetan las neuronas corticoespinales. El virus retroAAV-Cre se eligió con un promotor CMV constitutivamente activo, ya que el plásmido lanzadera se utiliza para generar varios serotipos AAV para la expresión dependiente de Cre en varios tipos de células. Para las inyecciones corticales, se eligió AAV2 con el transgén impulsado por el promotor sinapsina-1 para limitar cualquier expresión a las neuronas. Debido a que el sistema 2-viral depende más del origen y la terminación de la población neuronal de interés, se podrían usar varios promotores diferentes, si pueden impulsar la expresión de los genes de interés dentro de la población neuronal de interés. Por ejemplo, el promotor neuronal excitatorio, CamKII, podría ser sustituido por la sinapsina-1. Además del uso de estos serotipos AAV, el transporte retrógrado en neuronas motoras corticoespinales adultas inmaduras y, en mucho menor medida, también se puede lograr utilizando el lentivirus transportable retrógrado (HiRet)25. Los lentivirus HiRet utilizan una glicoproteína quimérica de la rabia / VSV para apuntar a la absorción en la sinapsis para el transporte retrógrado. Combinado con un promotor Tet-On, este sistema 2-viral apoya la expresión inducible de una manera retrógrada dependiente26,27.
Los virus retrógrados insertan vectores en el espacio sináptico de una neurona objetivo, lo que permite que sea absorbida por el axón de esa célula y transportada al cuerpo celular. Si bien los vectores lentivirales han tenido un éxito tremendo anteriormente, proporcionando expresión a largo plazo en estudios de terapia génica, este método giró hacia vectores virales adenoasociados por algunas razones simples26,28: AAV es más económico, igualmente efectivo y presenta menos carga logística, dado que tiene una designación de nivel de bioseguridad más bajo 29,30,31,32 . Mientras que AAV2, el serotipo más utilizado, demuestra una transfección robusta de axones CST, futuros investigadores pueden notar que AAV1 ofrece cierta versatilidad ya que etiqueta transinápticamente, presentando así varias iteraciones posibles en estudios futuros33. La adaptación final es codificar el virus retrógrado con Cre-recombinasa para que se puedan introducir múltiples vectores anterógrados simultáneamente, reduciendo así el desperdicio innecesario de virus internos y maximizando la probabilidad de que los DREADDs se expresen en la orientación correcta.
En última instancia, este protocolo demuestra la inyección simultánea en la corteza y la columna cervical, dirigida específicamente a los cuerpos celulares y las terminales axónicas del tracto corticoespinal, respectivamente. La transfección de alta fidelidad se observa en la corteza cerebral y la médula espinal. Si bien el protocolo descrito se perfeccionó para ratas Sprague Dawley de 5 días de edad, es adecuado para los días postnatales 4-10 con ajustes menores a la anestesia y las coordenadas estereotácticas.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>#11 scalpel blades</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-9801-11</td>
			<td>For use with the scalpel.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>#10 Scalpel Blades</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-9801-10</td>
			<td>For use with the scalpel.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 mL Syringes</td>
			<td>Becton, Dickinson and Company</td>
			<td>309659</td>
			<td>For anesthetic SC injection and fluid bolus</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4.0 silk suture</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>771-683G</td>
			<td>For skin closure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4.0 Chromic Catgut Suture</td>
			<td>DemeTECH</td>
			<td>NN374-16</td>
			<td>To re-bind muscle during closing.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>48000 Micropipette Beveler</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>32416</td>
			<td>Used to bevel the tips of the pulled glass capillary tubes to form functional glass needles.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5% Iodine Solution</td>
			<td>Purdue Products L.P.</td>
			<td>L01020-08</td>
			<td>For use in sterilzation of the surgical site.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>70% Ethanol</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>For sterilization of newly prepared glass needles, animal models during surgical preparation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine (Ketaset)</td>
			<td>Zoetis</td>
			<td>240048</td>
			<td>For keeping the animal in the correct plane of consciousness during surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bead Sterilizer</td>
			<td>CellPoint</td>
			<td>5-1450</td>
			<td>To heat sterilize surgical instruments.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digital Scale</td>
			<td>Okaus</td>
			<td>REV.005</td>
			<td>For weighing the animal during surgical preparation.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flexible Needle Attachment</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>MF34G-5</td>
			<td>For cleaning glass needles and loading red oil into glass needles.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass Capillary Tubes</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>4878</td>
			<td>For pulled glass needles - should be designed for nanoliter injectors.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hemostats</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-7231</td>
			<td>For general use in surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medium Point Curved Forceps</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-5136</td>
			<td>For general use in surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micromanipulator with a Vernier Scale</td>
			<td>Kanetec</td>
			<td>N/A</td>
			<td>For precise targeting during surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscissors</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-5621</td>
			<td>For cutting glass whisps off of freshly pulled glass capillary tubes.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lab Standard Stereotaxic Instrument</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>51600</td>
			<td>To hold the neonatal sterotaxic holder in place</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="2">Lab Standard with Mouse &#38; Neonates Adaptor</td>
			<td>51615</td>
			<td>For neonatal skull fixation during cranial surgery and spinal injections</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope with Light and Vernier Scale Ocular</td>
			<td>Leitz Wetzlar</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Used to visualize and measure beveling of pulled glass capillary tubes into functional glass needles.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MicroSyringe Pump Controller</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>62403</td>
			<td>To control the rate of injection.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nanoliter 2000 Pump Head Injector</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>500150</td>
			<td>To load and inject virus in a controlled fashion.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needle Puller</td>
			<td>Narishige</td>
			<td>PC-100</td>
			<td>To heat and pull apart glass capillary tubes to form glass needles.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pAAV-CMV-scCre</td>
			<td>Wu lab&#160;</td>
			<td></td>
			<td>Cre plasmid</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pAAV-hSyn-DIO-hM3Dq-mCherry (plasmid #44361)</td>
			<td>Bryan Roth&#8217;s lab through Addgene</td>
			<td></td>
			<td>DREADD plasmid</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Parafilm</td>
			<td>Bemis</td>
			<td>PM-996</td>
			<td>To assist with loading virus into the nanoinjector.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PrecisionGlide Needles (25G x 5/8)</td>
			<td>Becton, Dickinson and Company</td>
			<td>305122</td>
			<td>For use with the 1mL and 10 mL syringes to allow injection of the animal model.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rat Tooth Forceps</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-5152</td>
			<td>For griping spinous processes.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Red Oil</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>To provide a front for visualization of virus entering tissue during injection.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Retractors</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-6510</td>
			<td>To hold open the surgical wound.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rongeurs</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-8300</td>
			<td>To remove muscle from the spinal column during surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel Blade Handle</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-9843</td>
			<td>To slice open skin and fat pad of animal model during surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scissors</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-5980</td>
			<td>For general use in surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Staple Removing Forceps</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>INS750347</td>
			<td>To remove the staples, should they be applied incorrectly.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Cloth</td>
			<td>Phenix Research Products</td>
			<td>BP-989</td>
			<td>To provide a sterile surface for the operation.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Cotton-Tipped Applicators</td>
			<td>Puritan</td>
			<td>806-WC</td>
			<td>To soak up blood in the surgical wound while maintaining sterility.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Gauze</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>2146</td>
			<td>To clean the surgical area and surgical tools while maintaining sterility.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Saline</td>
			<td>Baxter Healthcare Corporation</td>
			<td>281324</td>
			<td>For use in blood clearing, and for replacing fluids post-surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Gloves</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>For use by the surgeon to maintain sterile field during surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Heating Pad</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>For maintaining the body temperature of the animal model during surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Microscope</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>For enhanced visualization of the surgical wound.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Stapler</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>INS750546</td>
			<td>To apply the staples.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Water Convection Warming Pad</td>
			<td>Baxter Healthcare Corporation</td>
			<td>L1K018</td>
			<td>For use in the post-operational recovery area to maintain the body temperature of the unconscious animal.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Weighted Hooks</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>To hold open the surgical wound.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Liquid bandage</td>
			<td>NewSkin</td>
			<td>985838</td>
			<td>To apply along sutures following surgery and encourage wound healing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wire Cage Lamp</td>
			<td>ZooMed</td>
			<td>LF10EC</td>
			<td>To help animals recover from anesthesia and retain warm body temperature naturally</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

targeting the corticospinal tract in neonatal rats with a double-viral vector using combined brain and spine surgery

Abordar con éxito los obstáculos que limitan la investigación en ratas neonatales es importante para estudiar las diferencias en los resultados observados en las lesiones pediátricas de la médula espinal (LME) en comparación con las LME adultas. Además, la introducción confiable de terapias en las células diana del sistema nervioso central (SNC) puede ser un desafío, y las imprecisiones pueden comprometer la eficacia del estudio o la terapia. Este protocolo combina la tecnología de vectores virales con una novedosa técnica quirúrgica para introducir con precisión terapias génicas en ratas neonatas en el día postnatal 5. Aquí, un virus diseñado para el transporte retrógrado (retroAAV2) de Cre se introduce en los terminales axónicos de las neuronas corticoespinales en la médula espinal, donde posteriormente se transporta a los cuerpos celulares. Luego se inyecta un receptor de diseño de orientación invertida (DIO) de doble floxed activado exclusivamente por el virus DREADD (DREADD) en la corteza somatomotora del cerebro. Esta técnica de doble infección promueve la expresión de los DREADDs solo en las neuronas coinfectadas del tracto corticoespinal (CST). Por lo tanto, la coinyección simultánea de la corteza somatomotora y los terminales CST cervicales es un método válido para estudiar la modulación quimiogenética de la recuperación siguiendo modelos de LME cervical en ratas neonatales.

La inyección y el transporte exitosos del vector viral deben resultar en la transducción de neuronas unilaterales en la médula espinal y la corteza motora. La Figura 4 demuestra el etiquetado de las neuronas CST de capa V en la corteza motora de una sección coronal cerebral que expresa Cre-dependiente-DREADDs-mCherry co-inyectado con una inyección contralateral de rCre en la columna vertebral. Las secciones fueron teñidas con el anticuerpo dsRed.
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Targeting the Corticospinal Tract in Neonatal Rats with a Double-Viral Vector using Combined Brain and Spine Surgery

Este protocolo demuestra un método novedoso para aplicar terapias génicas a subpoblaciones de células en ratas neonatas a edades postnatales de 5 a 10 días mediante la inyección de un modificador quimiogenético anterógrado en la corteza somatomotora y una recombinasa Cre retrógradamente transportable en la médula espinal cervical.

Apuntando al tracto corticoespinal en ratas neonatas con un vector viral doble utilizando cirugía combinada de cerebro y columna vertebral

Successfully tackling the obstacles that constrain research on neonatal rats is important for studying the differences in outcomes seen in pediatric ...

Este es el primer protocolo que demuestra la coinfección exitosa del tracto corticoespinal en ratas neonatas. Proporciona un plan preciso para investigar cómo las subpoblaciones individuales de células en mamíferos jóvenes contribuyen a la recuperación de la lesión de la médula espinal. Al igual que otras técnicas de vector viral doble, este método permite al usuario transducir con precisión subpoblaciones específicas de neuronas, a su vez, lo que permite a los investigadores identificar la efectividad de varias técnicas quimiogenéticas para promover la recuperación.Esperaríamos que los investigadores que no están familiarizados con esta técnica tengan dificultades para localizar la anatomía espinal adecuada. Por lo tanto, le recomendamos que cuente continuamente los segmentos vertebrales a menudo y siempre consulte sus puntos de referencia. Después de confirmar la profundidad de la anestesia en un cachorro neonatal de Sprague Dawley, identifique el área donde se realizará la incisión presionando los fórceps en la línea media en la parte superior del cuero cabelludo, sintiendo la sutura sagital.Manteniendo la piel tensa para asegurar una incisión limpia, recta y precisa, haga una incisión de un centímetro a lo largo del plano de sutura sagital comenzando inmediatamente por encima de la línea I. A continuación, identifique el bregma sondeando suavemente los fórceps a lo largo de la superficie del cráneo, prestando mucha atención a las líneas de sutura y una hendidura causada por los fórceps que corren a lo largo de los huesos parietal y frontal. Mantenga la abertura aplicando ganchos pesados en el lado de interés.Elimine la aponeurosis usando una combinación de puntas de algodón y micro tijeras para maximizar la exposición del bregma para una mayor precisión. Asegúrese de que la sutura coronal esté a la vista lo suficientemente lejos lateralmente para proporcionar una plantilla aproximada para inyecciones posteriores. Usando las microtijeras, corte una sección de aproximadamente tres por dos milímetros del hueso frontal izquierdo del cráneo inmediatamente adyacente al bregma.Limpie cualquier residuo, líquido cefalorraquídeo y sangre con puntas de algodón. Para inyectar el virus, coloque la aguja en su lugar y programe el inyector para inyectar un microlitro a una velocidad de 250 nanolitros por minuto. Al finalizar la inyección, deje que la aguja descanse en la corteza durante tres minutos.Repita las inyecciones en las otras coordenadas para un total de tres inyecciones a lo largo de la corteza en relación con el bregma, todas a una profundidad de 0,6 milímetros. Después de completar las inyecciones, suture el cuero cabelludo y transfiera al animal a la otra mesa de operaciones para la laminectomía cervical. Palpar la base del cráneo con los dedos para identificar el sitio de la incisión.Mantenga la piel tensa aplicando tensión con el pulgar y el índice. Usando una cuchilla número 11, comience la incisión en la línea media de uno a dos milímetros posterior a la base del cráneo y extienda la incisión un centímetro posterior para exponer el músculo superficial. Usando la punta afilada de la cuchilla, haga suavemente una serie de cortes a lo largo de la línea media del músculo superficial para exponer la cavidad espinal y los músculos espinales profundos.Luego use un par de fórceps para abrir el músculo y visualizar la ventana quirúrgica. Una vez que los músculos espinales profundos han sido expuestos, inserte retractores en la ventana quirúrgica y retraiga la ventana quirúrgica a siete a ocho milímetros de ancho, permitiendo una vista sin obstrucciones de la columna vertebral. Identificar la segunda vértebra cervical por su prominente proceso espinoso que se proyecta dorsalmente y encapsula un gran músculo en forma de cúpula.Usando el borde plano de un raspador de hueso, raspe suavemente el músculo espinal profundo a los lados para exponer las vértebras C3 a C7. Comience medial y raspe lateralmente a lo largo de la dirección paralela a las láminas vertebrales para garantizar una exposición adecuada, lo que permite una clara distinción de las láminas vertebrales. Controle cualquier sangrado con puntas de algodón.Usando C2 como guía al contar los niveles vertebrales, corte cuidadosamente los bordes laterales de las láminas cartilaginosas en C6 y C7 usando un par de microtijeras. Usando un par de pinzas finas, retire cuidadosamente la porción diseccionada de la lámina para exponer la médula espinal, asegurándose de que la ventana espinal sea lo suficientemente grande como para acomodar el sitio de inyección deseado. Coloque al animal en el soporte craneal estereotáxico y coloque un trozo de gasa enrollado debajo del tronco del animal para elevar sus cuartos traseros.Antes de comenzar las inyecciones, limpie la ventana espinal de cualquier sangre o líquido cefalorraquídeo aplicando suavemente puntas de algodón y triángulos Sugi en el área, teniendo cuidado de no insultar la médula espinal. Además, cree una barrera alrededor del perímetro de la ventana colocando un pequeño trozo de algodón absorbible en las partes laterales de la ventana espinal para evitar la oclusión del sitio de inyección por sangrado continuo o fuga de LCR. Para inyecciones directas en la médula espinal, use la punta de la aguja de inyección de vidrio para aproximar la línea media de la médula espinal identificando la arteria espinal.A continuación, coloque la aguja justo después de la lámina C5 en la línea media aproximada y utilícela como punto de referencia. Luego, usando el micromanipulador, mueva la aguja lateralmente hacia la derecha en 0,3 milímetros y baje la aguja hasta que solo toque la superficie de la médula espinal. Desde esta profundidad, sumerge la aguja.0,6 milímetros en la médula espinal. Inyecte un microlitro del virus retro adenoasociado dos portador del gen de la recombinasa Cre a 250 nanolitros por minuto. Luego espere dos minutos para que el virus se difunda en la médula espinal antes de retirar lentamente la aguja.Aquí se muestra el etiquetado de las neuronas del tracto corticoespinal de la capa cinco en la corteza motora de una sección coronal cerebral que expresa DREADDs dependientes de Cre mCherry coinyectado con una inyección contralateral en la columna vertebral de Cre retro. Ser capaz de dirigirse a poblaciones neuronales específicas ayudará a delinear los matices que impulsan la recuperación y proporcionará más precisión para tratar la lesión subyacente de la médula espinal en el sistema nervioso en desarrollo. Este método allanó el camino para que investiguemos la viabilidad del uso de DREADDs excitatorios como un medio para tratar la lesión de la médula espinal en ratas jóvenes.

Research

JoVE Journal

Neuroscience

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Investigación

Neurociencias

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