Name: microelectrode array recording of sinoatrial node firing rate to identify intrinsic cardiac pacemaking defects in mice
Uploaded: 2021-07-05T15:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Microelectrode Array Recording of Sinoatrial Node Firing Rate to Identify Intrinsic Cardiac Pacemaking Defects in Mice at JoVE.com

Ce travail a été financé par les National Institutes of Health, numéros de subvention R01NS100954 et R01NS099188.

Toutes les procédures expérimentales décrites ici ont été effectuées conformément aux directives des National Institutes of Health (NIH), telles qu’approuvées par l’Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) de la Southern Methodist University.
1. Revêtement du réseau multiélectrodes (MEA) pour l’enregistrement
<ol><li>Faire un tampon de borate de 25 mM.<ol>
<li>Dissoudre 0,953 g de Na2B4O7·10H2O dans 80 mL d’eau distil...

La pratique et la maîtrise du processus de dissection SAN sont impératives car le tissu est fragile et un tissu sain est nécessaire pour un enregistrement réussi. Pendant la dissection SAN, une orientation correcte est essentielle pour obtenir la bonne région de tissu. Cependant, l’orientation originale du cœur peut être facilement perdue pendant le processus de dissection, ce qui complique cette entreprise. Par conséquent, pour assurer la bonne orientation gauche-droite, les oreillettes doivent être inspecté...

Le cœur est un organe complexe régi à la fois par des influences cardiaques intrinsèques et extrinsèques telles que celles qui proviennent du cerveau. Le nœud sino-auriculaire (SAN) est une région définie dans le cœur qui abrite les cellules du stimulateur cardiaque (également appelées cellules sino-auriculaires, ou cellules SA) responsables de l’initiation et de la perpétuation du rythme cardiaque des mammifères1,2. La fréquence cardiaque intrinsèque est la fréquence entraînée par les cellules du stimulateur cardiaque sans influence par d’autres influences cardiaques ou neuro-humorales, mais les mesures traditionnelles de la fréquence cardiaque chez les humains et les animaux vivants, telles que les électrocardiogrammes, reflètent à la fois les influences du stimulateur cardiaque et neuronales sur le cœur. L’influence neuronale la plus notable sur les cellules SA provient du système nerveux autonome, qui module constamment les schémas de tir pour répondre aux besoins physiologiques du corps3. À l’appui de cette idée, des projections sympathiques et parasympathiques peuvent être trouvées près du SAN4. Le système nerveux cardiaque intrinsèque (ICNS) est une autre influence neuronale importante où le plexi ganglionnaire, en particulier dans les oreillettes droites, innerve et régule l’activité du SAN5,6.
Comprendre les déficits de rythme est cliniquement important, car le dysfonctionnement peut sous-tendre de nombreux troubles cardiaques et contribuer au risque d’autres complications. Le syndrome des sinus malades (SSS) est une catégorie de maladies caractérisées par un dysfonctionnement du nœud sino-auriculaire qui entrave le bon rythme7,8. Le SSS peut présenter une bradycardie sinusale, des pauses sinusales, un arrêt sinusal, un bloc de sortie sino-auriculaire et une alternance de bradyarythmies et de tachyarythmies9 et peut entraîner des complications, notamment un risque accru d’accident vasculaire cérébral embolique et de mort subite8,10. Les personnes atteintes du syndrome de Brugada, un trouble cardiaque marqué par une fibrillation ventriculaire avec un risque accru de mort subite cardiaque, sont plus à risque d’événements arythmogènes si elles ont également un dysfonctionnement comorbide du SAN11,12. Le dysfonctionnement sino-auriculaire peut également avoir des conséquences physiologiques au-delà du cœur. Par exemple, on a observé que le SSS déclenche des convulsions chez un patient en raison d’une hypoperfusion cérébrale13.
Pour identifier les déficits sino-auriculaires, les fréquences cardiaques intrinsèques doivent être déterminées en mesurant l’activité du SAN sans l’influence du système nerveux autonome ou des facteurs humoraux. Cliniquement, cela peut être approximé par le blocage pharmacologique autonome14, mais cette même technique peut également être appliquée dans des modèles de mammifères pour étudier la fonction cardiaque intrinsèque15,16. Bien que cette approche bloque une grande partie des influences neuronales contributives et permette un examen cardiaque in vivo, elle n’élimine pas complètement toutes les influences extrinsèques sur le cœur. Une autre technique de recherche utilisée pour étudier la fonction cardiaque intrinsèque dans les modèles animaux est l’enregistrement cardiaque isolé à l’aide de cœurs perfusés de Langendorff, qui impliquent généralement des mesures à l’aide d’électrogrammes, de stimulation ou de réseaux multiélectroïdes épicandiens17,18,19,20. Bien que cette technique soit plus spécifique à la fonction cardiaque puisqu’elle consiste à retirer le cœur du corps, les mesures peuvent encore être influencées par des mécanismes d’autorégulation mécano-électriques qui pourraient influencer les mesures intrinsèques de la fréquence cardiaque21. Les enregistrements cardiaques isolés peuvent également être encore influencés par la régulation autonome par l’intermédiaire de l’ICNS5,6,22,23. De plus, le maintien d’une température physiologiquement pertinente du cœur, qui est essentielle pour les mesures de la fonction cardiaque, peut être difficile dans les approches cardiaques isolées20. Une méthode plus directe pour étudier la fonction SAN consiste à isoler spécifiquement le tissu SAN et à mesurer son activité. Cela peut être accompli par le biais de bandelettes SAN (tissu SAN isolé) ou de cellules de stimulateurs cardiaques SAN isolées24,25. Les deux nécessitent un haut degré de formation technique, car le SAN est une région très petite et hautement définie, et l’isolement cellulaire pose un défi encore plus grand car la dissociation peut nuire à la santé globale de la cellule si elle n’est pas effectuée correctement. En outre, ces techniques nécessitent des compétences électrophysiologiques expertes afin d’enregistrer avec succès à partir du tissu ou des cellules à l’aide de microélectrodes d’enregistrement individuelles.
Dans ce protocole, nous décrivons une technique permettant d’enregistrer le SAN in vitro en utilisant un réseau de microélectrodes (MEA) pour obtenir des mesures de fréquence cardiaque intrinsèques. Cette approche présente l’avantage de rendre les enregistrements électrophysiologiques très spécifiques accessibles aux chercheurs dépourvus de compétences électrophysiologiques intensives. Les MEA ont déjà été utilisés pour étudier la fonction cardiomyocytaire dans des cultures cardiomyocytaires primaires26,27,28 ,29,30,31,32, feuilles cardiaques33,34,35,36,37,38,39, et des montures entières de tissus40, 41,42,43,44,45,46,47. Des travaux antérieurs ont également été effectués pour examiner les potentiels de terrain dans les tissus SAN41,42. Ici, nous fournissons une méthodologie pour utiliser le MEA pour enregistrer et analyser les taux de tir SAN intrinsèques murins. Nous décrivons également comment cette technique peut être utilisée pour tester les effets pharmacologiques des médicaments sur les taux de tir intrinsèques du SAN en fournissant un échantillon d’expérience montrant les effets de la 4-aminopyridine (4-AP), un bloqueur de canaux K+ dépendant de la tension. En utilisant des repères anatomiques définis, nous pouvons enregistrer avec précision le SAN sans avoir à effectuer les dissections tissulaires étendues ou les isolements cellulaires requis dans d’autres méthodes. Bien que le MEA puisse être prohibitif, les enregistrements fournissent des mesures très spécifiques et fiables du rythme qui peuvent être utilisées dans un large éventail d’applications de recherche clinique et physiologique.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>4-Aminopyridine</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>A78403-25G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>22 gauge syringe needle</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>14-826-5A</td>
			<td>Used for dissection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>23 gauge syringe needle</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>14-826-6C</td>
			<td>Used for dissection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>60mm Petri Dishes</td>
			<td>Genesee Scientific</td>
			<td>32-105G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>500mL Pyrex Bottle</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>06-414-1C</td>
			<td>Used to store solutions</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1000 mL Pyrex Bottle</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>06-414-1D</td>
			<td>Used to store solutions</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bone Forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>16060-11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Calcium chloride dihydrate (CaCl2&#183;2H2O)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>C5080-500G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Carbogen (95% O2, 5% CO2)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Castroviejo Scissors, 4&#34;</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>15024-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D-(+)-Glucose</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>G7021-1KG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Data Acquisition PC</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>CPU: Intel Xeon or Intel Core i7, Memory: 8GB, HDD: 1TB, Graphic Card: NVIDIA or On-board, Screen: 1920x1080</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissection Microscope</td>
			<td>Jenco</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissecting Pins</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>26002-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont #2 Laminectomy Forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11223-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont #55 Forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11295-51</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#160;Extra Fine Graefe Forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11152-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass Chamber</td>
			<td>Grainger</td>
			<td>49WF30</td>
			<td>Used for mouse euthanization</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Harp Anchor Kit</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>&#160;SHD-22CL/15 WI 64-0247</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HCl</td>
			<td>Fisher Chemicals</td>
			<td>SA48-4</td>
			<td>Used for pH balancing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hemostat</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>13013-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin</td>
			<td>Aurobindo Pharma Limited IDA, Pashamylaram</td>
			<td>NDC 63739-953-25</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HEPES</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>H3375-250G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Inverted Microscope</td>
			<td>Motic</td>
			<td>AE2000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Patterson Veterinary</td>
			<td>07-893-1389</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lab Tape</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>15-950</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Light for Dissection Microscope</td>
			<td>Dolan-Jenner</td>
			<td>MI150DG 660000391014</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Magesium chloride (MgCl2)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>208337-100G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MED64 Head Amplifier</td>
			<td>MED64</td>
			<td>MED-A64HE1S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MED64 Main Amplifier</td>
			<td>MED64</td>
			<td>MED-A64MD1A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MED64 Perfusion Cap</td>
			<td>MED64</td>
			<td>MED-KCAP01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MED64 Perfusion Pipe Holder Kit</td>
			<td>MED64</td>
			<td>MED-KPK02</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MED64 ThermoConnector</td>
			<td>MED64</td>
			<td>MED-CP04</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mesh</td>
			<td>&#160;Warner Instruments</td>
			<td>640246</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microelectrode array (MEA)</td>
			<td>Alpha Med Scientific</td>
			<td>MED-R515A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mobius Software</td>
			<td>WitWerx Inc.</td>
			<td></td>
			<td>Specific software for the MED64</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaOH</td>
			<td>Fisher Chemicals</td>
			<td>S320-500</td>
			<td>Used for pH balancing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Normal Saline</td>
			<td>Ultigiene</td>
			<td>NDC 50989-885-17</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paint Brush</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>NC1751733</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Parafilm</td>
			<td>Genesee Scientific</td>
			<td>PM-996</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Peristaltic Pump</td>
			<td>Gilson</td>
			<td>F155009</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Peristaltic Pump Tubing</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>14-171-298</td>
			<td>1/8&#39;&#39; Interior Diameter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polyethyleneimine</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P3143</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium chloride (KCl)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P9333-500G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium phosphate monobasic (KH2PO4)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P5655-500G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Bicarbonate</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>S6297</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium chloride (NaCl)</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>S671-3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sylgruard Elastomer Kit</td>
			<td>Dow Corning</td>
			<td>184 SIL ELAST KIT 0.5KG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Phosphate Monobasic</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>S6566</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium tetraborate</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>S9640</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14074-09</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Transfer Pipets (3mL graduated)</td>
			<td>Samco Scientific</td>
			<td>225</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

microelectrode array recording of sinoatrial node firing rate to identify intrinsic cardiac pacemaking defects in mice

Le nœud sino-auriculaire (SAN), situé dans l’oreillette droite, contient les cellules du stimulateur cardiaque, et le dysfonctionnement de cette région peut provoquer une tachycardie ou une bradycardie. L’identification fiable des défauts cardiaques nécessite la mesure de la fréquence cardiaque intrinsèque en empêchant en grande partie l’influence du système nerveux autonome, qui peut masquer les déficits de vitesse. Les méthodes traditionnelles d’analyse de la fonction intrinsèque des stimulateurs cardiaques comprennent le blocage autonome induit par les médicaments pour mesurer les fréquences cardiaques in vivo, les enregistrements cardiaques isolés pour mesurer les fréquences cardiaques intrinsèques et les enregistrements de bandes sino-auriculaires ou de patch-clamp unicellulaires de cellules de stimulateurs cardiaques sino-auriculaires pour mesurer les taux de déclenchement potentiels d’action spontanée. Cependant, ces techniques plus traditionnelles peuvent être techniquement difficiles et difficiles à exécuter. Nous présentons ici une nouvelle méthodologie pour mesurer la vitesse de tir cardiaque intrinsèque en effectuant des enregistrements de réseaux de microélectrodes (MEA) de préparations de nœuds sino-auriculaires à montage entier provenant de souris. Les MEA sont composés de plusieurs microélectrodes disposées selon un modèle en forme de grille pour l’enregistrement in vitro des potentiels de champ extracellulaire. La méthode décrite ici présente l’avantage combiné d’être relativement plus rapide, plus simple et plus précise que les approches précédentes pour l’enregistrement des fréquences cardiaques intrinsèques, tout en permettant un interrogatoire pharmacologique facile.

Après avoir permis au tissu de s’acclimater dans le plat pendant 15 min, 10 traces d’une minute sont enregistrées. Notre protocole actuel enregistre l’activité pendant plus d’une heure, mais nous avons enregistré des modèles de tir stables pendant ≥4 h dans des données non publiées non montrées ici. Si une préparation expérimentale est bonne pour la collecte de données, chaque canal d’enregistrement doit présenter des formes d’onde récurrentes cohérentes et uniformément espacées (c.-à-d. de...

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Microelectrode Array Recording of Sinoatrial Node Firing Rate to Identify Intrinsic Cardiac Pacemaking Defects in Mice

Ce protocole vise à décrire une nouvelle méthodologie pour mesurer la vitesse de tir cardiaque intrinsèque en utilisant l’enregistrement par réseau de microélectrodes de l’ensemble du tissu du nœud sino-auriculaire afin d’identifier les défauts de stimulateur cardiaque chez la souris. Des agents pharmacologiques peuvent également être introduits dans cette méthode pour étudier leurs effets sur le rythme intrinsèque.

Enregistrement par réseau de microélectrodes de la vitesse de tir du nœud sino-auriculaire pour identifier les défauts cardiaques intrinsèques de la fabrication du rythme chez la souris

The sinoatrial node (SAN), located in the right atrium, contains the pacemaker cells of the heart, and dysfunction of this region can cause tachycardia or ...

La mesure de la fréquence cardiaque intrinsèque est un indicateur important de la santé cardiaque. Cette technique mesure avec précision ce taux tout en excluant la majorité des influences confondantes sur le nœud sino-auriculaire. L’enregistrement MEA de la fréquence cardiaque intrinsèque capture des données de cadence de tir précises similaires aux enregistrements à cellule unique sans formation approfondie en électrophysiologie.Les personnes utilisant cette technique peuvent avoir du mal à obtenir des préparations de tissus sains dans les premières expériences, alors pratiquez la dissection et optimisez les tampons et les paramètres de collecte de données avant de commencer la collecte de données réelles. Les docteurs Man Si et Praveen Kumar, chercheurs post-doctoraux dans mon laboratoire, feront la démonstration de la procédure. Commencez par tenir la peau de la souris euthanasiée avec un hémostat et utilisez des ciseaux chirurgicaux pour faire une incision transversale dans la peau juste sous le bas de la cage thoracique de l’arc costal gauche à l’arc costal droit.Utilisez des ciseaux chirurgicaux pour ouvrir le péritoine et séparez soigneusement le foie du diaphragme sans entailler le foie pour éviter les saignements excessifs. Inciser le diaphragme le long du thorax pour exposer la cavité thoracique. Utilisez les ciseaux chirurgicaux pour couper les parois latérales de la cage thoracique des bords des arcs costaux jusqu’aux clavicules pour exposer le cœur, puis utilisez une aiguille de seringue de calibre 23 pour épingler la cage thoracique sur l’épaule.Utilisez une pipette de transfert pour déposer la solution complète héparinisée chaude de Tyrode sur le cœur afin de le garder humide. Tenez les poumons avec une pince Graefe extra fine et coupez la trachée avec des ciseaux chirurgicaux pour enlever les poumons. Pour enlever le cœur, tenez l’apex du cœur avec une pince Graefe extra fine et coupez l’aorte et la veine cave inférieure avec des ciseaux chirurgicaux.Transférer le cœur dans une boîte de Petri contenant de l’élastomère de silicone durci et utiliser une pipette de transfert pour baigner le cœur avec deux à trois millilitres de solution complète de Tyrode héparinisée chaude. Attachez l’apex du cœur au plat avec une épingle à dissection. Tenez la veine cave inférieure avec les pinces à laminectomie Dumont 2.Insérez une aiguille de seringue de calibre 22 à travers la veine cave inférieure et supérieure pour localiser leur position dans l’oreillette droite, ce qui identifie également la position approximative du nœud sino-auriculaire. Tenez l’appendice auriculaire droit avec les pinces à laminectomie Dumont 2 et placez une broche de dissection à travers l’appendice auriculaire droit pour le maintenir en place. Répétez la même procédure pour l’appendice auriculaire gauche, puis retirez l’aiguille de la seringue qui s’étend sur la veine cave.Utilisez des ciseaux Castroviejo pour enlever l’apex du cœur en faisant une incision transversale à travers les ventricules pour libérer le sang du cœur, puis lavez le cœur en ajoutant une solution complète de Tyrode héparinisée chaude. Utilisez des ciseaux Castroviejo pour couper le long du septum auriculo-ventriculaire jusqu’à ce que les oreillettes soient séparées des ventricules et gardez l’incision plus près du ventricule. Couper le long du septum interartériel pour enlever l’oreillette gauche.Placez les broches de dissection à la périphérie de l’atrium droit pour le rendre à plat. Retirez toute graisse, tout vaisseau ou tout tissu restant de l’oreillette à l’aide des ciseaux Castroviejo et localisez le nœud sino-auriculaire dans l’oreillette droite. Ajoutez la solution de Tyrode au modèle de solution d’entrée et activez le flux de gaz carbogène pour oxygéner la solution de Tyrode.Réglez la pompe péristaltique à 25 tr / min, ce qui donne un débit de deux millilitres par minute. Après avoir démarré la pompe, assurez-vous que le tampon ne fuit pas du système et réglez le régulateur de température à 37 degrés Celsius. Utilisez des pinces Dumont 55 pour transférer le tissu disséqué de la boîte de Petri disséquante sur la grille du réseau de microélectrodes.Positionnez doucement le tissu avec un pinceau doux pour superposer la région du nœud sino-auriculaire de la grille d’électrodes. Placez ensuite la maille sur le tissu à l’aide de la pince osseuse ou de toute pince incurvée. À l’aide de la pince à os, positionnez l’ancre de la harpe sur le maillage pour maintenir tout en place.Disposez la parabole à microélectrodes sur la plaque de connexion. Placez soigneusement le capuchon de perfusion sur la boîte à microélectrodes sans perturber l’ancrage de la tranche de harpe et fixez l’espace de perfusion avec du ruban adhésif. Allumez l’amplificateur et configurez un flux de travail pour l’enregistrement dans le logiciel.Sélectionnez beat_recording. Modèle moflo. Ouvrez-le et définissez le nombre de traces, la durée de la trace, l’intervalle de trace, la tension d’entrée, la fréquence d’échantillonnage et d’autres paramètres d’enregistrement en fonction des conditions d’enregistrement souhaitées.Cliquez sur le bouton d’enregistrement et de lecture pour démarrer l’enregistrement et acquérir des données pour 10 traces d’une durée d’une minute avec deux minutes d’intervalles entre les traces. Mettez la pompe en pause et basculez le tuyau d’entrée de la pompe de la solution d’enregistrement normale vers la solution de Tyrode contenant le médicament souhaité de votre choix. Redémarrez la pompe et reprenez l’enregistrement.Une fois que la solution de Tyrode perfusée par le médicament a atteint le tissu, enregistrez 10 traces de la même manière que précédemment pour les enregistrements de base. Prenez une photo finale du positionnement du tissu sur le réseau de microélectrodes. Ouvrez le fichier de données enregistré enregistré dans le modèle d’analyse de fréquence de battement du logiciel d’analyse.Cliquez sur la lecture et laissez l’ensemble de l’enregistrement s’exécuter pour la visualisation des données, puis attribuez les paramètres d’analyse appropriés. Sélectionnez les canaux à inclure dans l’analyse et définissez les maxima d’amplitude ou les valeurs seuils d’amplitude minimale souhaités pour l’identification automatisée des pics de forme d’onde. Cliquez à nouveau sur l’icône de lecture pour réexécuter le jeu de données et confirmer que les paramètres d’analyse sont appropriés pour une extraction de pic.Aux fins de l’analyse, identifiez les trois traces consécutives les plus stables qui présentent un taux de battement stable pour chaque trace dans la plupart des canaux au cours de la période de référence de l’expérience et trois autres traces stables consécutives pendant la période d’exposition au médicament. Cliquez sur l’icône de lecture et d’enregistrement pour lancer l’analyse. Les données ont été recueillies auprès d’une souris suisse noire mâle de type sauvage âgée de 45 jours pour la mesure de la fréquence des battements de nœuds sino-auriculaires.Les formes d’onde de formes et d’amplitudes différentes ont été observées dans différents canaux et tous les canaux ont montré des intervalles d’interspike et des fréquences de tir identiques. Cependant, le degré de contact tissulaire avec l’électrode peut également influencer les caractéristiques de la forme d’onde telles que l’amplitude. Parmi les 10 traces enregistrées, les trois canaux consécutifs avec une fréquence de battement stable et un intervalle interspike ont été choisis pour une analyse plus approfondie.Les modèles de pointes mal extraits doivent être absents, mais s’ils sont présents, ils sont influencés par le bruit ou instables. Les formes d’onde qui correspondent aux battements cardiaques individuels reflètent l’activité cardiaque intrinsèque de la prise de rythme cardiaque. Le système de réseau de microélectrodes permet une application facile des agents médicamenteux pour analyser les effets pharmacologiques.La vitesse de tir intrinsèque de trois traces sélectionnées sur les 64 canaux s’est avérée être d’environ 320 battements par minute dans les données d’échantillonnage. L’introduction de la 4-aminopyrimidine a augmenté les intervalles interspike comme prévu, ce qui a réduit la fréquence des battements de 320 à 210 battements par minute. Pour recueillir des données fiables à des fins d’analyse, il est important de confirmer que les tissus sont sains pendant l’enregistrement en vérifiant que les traces sont stables et répondent aux critères standard.Les AME peuvent être utilisés pour enregistrer l’activité cardiaque dans d’autres régions du cœur, ce qui permet une caractérisation détaillée spécifique à la région qui se prête à l’étude des effets de la manipulation génétique et pharmacologique.

Research

JoVE Journal

Medicine

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