Name: construction and implementation of carbon fiber microelectrode arrays for chronic and acute in vivo recordings
Uploaded: 2021-08-05T14:30:00
Duration: 7 min 37 s
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Wir möchten Greg Guitchounts für die Anleitung bei der Elektrodenkonstruktion und -konstruktion und Tim Gardner für die Öffnung seines Labors und seiner Einrichtungen für uns danken. Wir danken Christos Michas für seine Unterstützung bei der PDS-Nutzung in der Bio-Interface and Technology Core Facility und Neil Ritter, Jon Spyreas und David Landesman für ihre Hilfe bei der Entwicklung früher Versionen der 16-Kanal-Vorrichtung. Wir danken Tim Cavanaugh für seine Unterstützung bei der SEM-Bildgebung am Center for Harvard Nanoscale Systems in Harvard.

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R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Insertion+of+linear+8.4+&#181;m+diameter+16+channel+carbon+fiber+electrode+arrays+for+single+unit+recordings.">Insertion of linear 8.4 &#181;m diameter 16 channel carbon fiber electrode arrays for single unit recordings.</a> Journal of Neural Engineering. 12 (4), 046009 (2015).</li><li>Ferguson, J. E., Boldt, C., Redish, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Creating+low-impedance+tetrodes+by+electroplating+with+additives.">Creating low-impedance tetrodes by electroplating with additives.</a> Sensors and Actuators. 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Die Autoren erklären keine finanziellen Interessenkonflikte.

Dieses Protokoll beschreibt jeden Schritt, der für die Konstruktion einer funktionellen CFEA sowohl für den akuten als auch für den chronischen Gebrauch erforderlich ist. Der beschriebene Prozess ist an die Bedürfnisse des Forschers anpassbar, was ihn zu einer zugänglichen und kostengünstigen Option für die Überwachung einzelner Neuronen über Monate macht. Das Protokoll demonstriert die Machbarkeit der Aufzeichnung sowohl der robusten Einzelaktivität innerhalb von Minuten nach der Implantation in einem anästhesierten Tier als auch über vier Monate in einem wachen, sich verhaltenden Tier, was das Potenzial dieser CFEAs zur Untersuchung kurz- und langfristiger Veränderungen der neuronalen Reaktionen veranschaulicht.
Die beschriebenen Schritte des Protokolls wurden gründlich getestet und im Laufe der Zeit verbessert, um ein effizientes Verfahren zu erhalten, das schnell zu niedrigen Grenzkosten (<$ 100,00) abgeschlossen werden kann, mit der Fähigkeit, eindeutige einzelne Einheiten dicht und stabil über Monate hinweg aufzuzeichnen. Die Bauschritte können in weniger als einem Tag abgeschlossen werden und erzeugen elektrophysiologische Signale, die mit jedem führenden kommerziellen Array vergleichbar sind. Die CFEAs haben auch eine viel kleinere Stellfläche (16-Kanal-Faserbündel hat einen Durchmesser von ~ 26 μm) als ähnliche kommerzielle Arrays, und ihre Biokompatibilität macht sie für den Langzeiteinsatz geeignet13. Wichtig ist, dass es mehrere kritische Schritte und Anweisungen gibt, die befolgt werden müssen, um eine funktionierende CFEA mit vergleichbarer Leistung zu erzeugen.
Aufgrund der Zerbrechlichkeit der Carbonfasern müssen diese mit größter Sorgfalt behandelt werden. Die Handhabung mit einer scharfen Pinzette oder anderen Werkzeugen kann zu einem Bruch der Fasern führen. Darüber hinaus ist es wichtig, die CFEAs in einem Raum mit begrenzter Luftbewegung zu konstruieren, damit die Fasern nicht wegblasen. Beim Anzünden des hinteren Teils der Fasern muss das Feuerzeug nur sehr kurz, für ca. 1 s, in einer Hin- und Herbewegung bewegt werden. Die Schritte nach dieser Entfernung der Isolierung sind entscheidend für den Bau einer Elektrode mit Arbeitskanälen. Die geflammten Spitzen sollten ohne zusätzlichen Kontakt in die Vorrichtung eingezogen werden. Dann, wenn Sie das Becken mit Zahnzement füllen, ist es wichtig, dass der Zement sorgfältig aufgetragen wird und die Kanäle und das Trichterbecken vollständig ausfüllt und die Öffnungen verschließt, ohne sie zu füllen. Der Zahnzement sollte dann vollständig mit UV-Licht ausgehärtet werden, bevor es weitergeht. Sobald dies abgeschlossen ist, sollte Silberfarbe in jeden Kanal injiziert werden, bis sie vollständig gefüllt ist, aber nicht ausläuft. Dies ist der variabelste Schritt im Prozess. Jede Überfüllung kann zu Übersprechen zwischen den Kanälen führen, und eine unzureichende Füllung kann zu einem Verbindungsfehler führen. Wenn sie nicht in der Lage sind, Silberfarbe mit einer 25 G-Nadel zu injizieren, ist es wahrscheinlich, dass die Lösung zu viskos ist und in diesem Fall eine kleine Menge Farbverdünner hinzugefügt werden kann, um eine flüssigere Lösung zu erzeugen. Sobald alle Kanäle gefüllt sind und der Headstage-Stecker eingesetzt ist, ist es wichtig, das Array 24 Stunden lang aushärten zu lassen, bevor der Steckverbinder mit Zahnzement gesichert wird. Wir haben festgestellt, dass dies die Anzahl der angeschlossenen Kanäle verringert hat. Das Auftragen einer großzügigen Menge Zahnzement ist ebenfalls wichtig, damit sich der Stecker bei der Verbindung mit dem Signalerfassungssystem nicht trennt. Wenn sie sich lösen, ist es möglich, die Wiederverbindung mit dem wiederholten Füllen von Kanälen mit Silberfarbe zu versuchen, aber der Benutzer sollte die Impedanzwerte des CFEA testen, um die Anzahl der angeschlossenen Kanäle zu bewerten. Das Aushärten des Zahnzements über Nacht dient auch dazu, eine mögliche Ablösung zu verhindern.
Die Messung der Impedanz der Elektrode liefert eine genaue Schätzung der angeschlossenen Kanäle. Dies kann nach dem Eintauchen der Erdungs- und Referenzdrähte und der Kohlefaserspitzen in PBS erfolgen. Wir haben beobachtet, dass eine hohe Impedanz (>15 MΩ) auf einen offenen, unverbundenen Kanal hinweist. Vor dem Einspritzen von Strom und der Galvanisierung kann ein angeschlossener Kanal einen Bereich von Impedanzwerten aufweisen, die bei diesem Prozess deutlich abnehmen sollten. Die durchschnittliche Anzahl der angeschlossenen Kanäle (Impedanz < 4 MΩ nach Strominjektion) pro 16-Kanal-Elektrode betrug 12,96 ± 2,74 (mittlere ± SD; N = 48 Elektroden). Eine Reihe von Galvanikzeiten wurde getestet, und 30 s erzeugten eine überlegene Signalisolierung zwischen den Aufzeichnungsstellen (Abbildung 5). Während es gut etabliert ist, dass PEDOT-pTS12,24,25,26 und PEDOT-TFB21 zuverlässige Optionen für die Vorbereitung von Kohlefaser-Aufnahmestellen bieten, fanden wir heraus, dass die Beschichtung mit Gold, eine bewährte und zuverlässige Methode zur Galvanisierung von Elektroden für die chronische Implantation27,28 , erhöhte die Leichtigkeit der Implantation und verhinderte, dass die Elektrodenspitzen zusammenklumpten. Bei der Herstellung von Endimpedanzwerten von durchschnittlich weniger als 0,2 MΩ erweist sich diese Methode als vergleichbar mit Werten, die mit PEDOT-TFB21 und PEDOT-pTS26erreicht wurden.
Bei der Implantation des Mikroelektrodenarrays ist es wichtig, das Einsetzen der Kohlefaserspitzen unter dem Mikroskop visuell zu verfolgen. Eine erfolgreiche Einführung sollte offensichtlich sein, ohne dass die Fasern verbogen werden. Wenn die Fasern zu knicken scheinen, ist es unwahrscheinlich, dass sie erfolgreich in das Gehirn gelangen. In diesem Fall sollte der Winkel der Sonde für einen zweiten Versuch eingestellt werden. Dieser Vorgang kann fortgesetzt werden, bis das Einsetzen der Sonde erfolgreich ist. Sobald sich die Elektrode in der gewünschten Tiefe befindet, haben wir festgestellt, dass das Warten auf mindestens 30 Minuten es der Sonde ermöglicht, sich mit einer optimalen Signalerfassung (akute Aufzeichnungen) zufrieden zu geben.
Die beschriebenen CFEAs bieten neben ihrer geringen Stellfläche und Biokompatibilität aufgrund ihrer einfachen Konstruktion und niedrigen Kosten eine robuste, anpassbare Alternative zu kommerziellen Arrays. Die größte Einschränkung der in diesem Protokoll beschriebenen CFEAs ist ihre Skalierbarkeit. Aufgrund der manuellen Natur ihrer Konstruktion ist die Skalierung auf Designs mit Hunderten von Aufzeichnungsseiten möglicherweise nicht praktikabel. Darüber hinaus werden Fortschritte bei der Herstellung von Mikroelektroden-Arrays unter Verwendung der Nanotechnologie Bevölkerungsaufnahmen in größerem Maßstab ermöglichen als die hier beschriebenen Methoden. Dieses Protokoll bietet jedoch CFEA-Zugänglichkeit für Labore, die an der Tischfertigung von Kohlefaserelektroden interessiert sind. Wir beobachteten keinen Verlust der Stabilität oder verminderte Robustheit in der Spike-Amplitude über die Dauer der 120-tägigen chronischen Experimente, wie ein repräsentativer einzelner Kanal zeigt, der für unsere Beobachtungen auf dieser Zeitskala typisch ist (Abbildung 6A-E). Darüber hinaus zeigen die CFEAs die Kapazität für eine anhaltende Einzeleinheitsaktivität, da vier Einzeleinheiten 11 Monate nach der Implantation in die Maus erkennbar blieben (Abbildung 6G,H). Es ist auch möglich, stabile Einzelgeräteaufnahmen akut zu erhalten (Abbildung 7), was einen Vorteil gegenüber vielen anderen kommerziellen Elektroden für die Untersuchung einzelner Neuronen über kurze Zeiträume bietet. Die Entwicklung solcher flexiblen, biokompatiblen Sonden mit minimalen Durchmessern wird es in Zukunft ermöglichen, komplexe Prozesse zu untersuchen. Diese Werkzeuge werden einen erheblichen Nutzen bei der Weiterentwicklung der neuronalen Technologie bieten, einschließlich Anwendungen in Gehirn-Maschine-Schnittstellen (BMIs), die eine kontinuierliche Langzeitstabilität erfordern29.

Elektroden und Elektrodenarrays sind wertvolle Werkzeuge, um zu verstehen, wie das Gehirn Informationen auf neuronaler Ebene verarbeitet. Während elektrophysiologische Aufzeichnungen seit über zwei Jahrhunderten erreichbar sind1, ist es immer noch nicht möglich, die Aktivität ganzer neuronaler Schaltkreise gleichzeitig mit der räumlichen und zeitlichen Auflösung zu messen, die erforderlich ist, um das Spiking einzelner Neuronen zu erfassen. Obwohl nicht-invasive Methoden wie die Elektroenzephalographie2, diePositronenemissionstopographie3und die funktionelle Magnetresonanztomographie4 Messungen des gesamten Gehirns ermöglichen, können sie nicht die räumliche und zeitliche Auflösung erreichen, die für die Auflösung der Aktivität neuronaler Schaltkreise erforderlich ist2,5. Im Gegensatz dazu können bildgebende Verfahren wie die optische Bildgebung mit spannungsempfindlichen Farbstoffen oder genetisch kodierten Kalziumindikatoren eine räumliche Auflösung von einer Einheit erreichen, aber sie werfen Probleme wie eine geringe zeitliche Auflösung und eine schlechte Selektivitätauf 3,4,5,6. Elektrische Aufzeichnungen sind eine leistungsfähige Alternative zu diesen Methoden. Aufzeichnungselektroden bieten eine beispiellose zeitliche Auflösung und ermöglichen es dem Benutzer, Messungen mit Spike-Time-Präzision in jeder Region des Gehirns durchzuführen7. Darüber hinaus ermöglichen chronisch implantierte Multielektroden-Arrays (MEAs) großräumige (Dutzende bis Hunderte von Zellen) Einzelzellaufnahmen bei sich verhaltenden Tieren über einen Zeitraum von Tagen bis Monaten8,9. Siliziumsonden, die mit höheren Dichten aufzeichnen, haben jedoch einen großen Fußabdruck und sind hochinvasiv, und chronisch implantierte Arrays erzeugen oft eine Entzündungsreaktion, Gewebeverkapselung und neuronalen Tod10,11,12,13.
Die Einschränkungen bestehender Elektroden haben zu jüngsten Innovationen geführt, die stabile, hochauflösende Langzeitaufnahmen ermöglichen. Typische Elektroden bestehen aus einem metallischen Leiter, wie Wolfram oder Platin-Iridium, oder sind silizium- oder polymerbasiert. Während metallbasierte Mikrodraht-Arrays langfristige, stabile Aufnahmen aufrechterhalten können, haben sie eine viel größere Grundfläche, mit einem Durchmesser eines einzelnen Drahtes im Bereich von 10-200 μm14. Im Gegensatz dazu liefern siliziumbasierte Elektrodenarrays Aufnahmen mit hoher räumlicher Auflösung, aber aufgrund ihres relativ starren Designs sind sie typischerweise nicht in der Lage, das Signal aufrechtzuerhalten und von denselben Neuronen über viele Monate aufzuzeichnen15. Jüngste Entwicklungen bei siliziumbasierten Arrays haben zu Elektroden geführt, die zuverlässig chronische Aufzeichnungen durchführen können, aber diese Arrays können nicht zur Aufzeichnung aus tiefen Hirnregionen bei größeren Tieren verwendet werden und sind für lineare Aufnahmen vorgesehen9. Fortschritte bei Polymer-Arrays haben zu einer erhöhten Flexibilität und Aufzeichnungsstabilität einzelner Einheiten geführt und bieten das Potenzial für Aufzeichnungen mit hoher Dichte in naherZukunft,jedoch mit begrenzter Verfügbarkeit derzeit8,16,17. Kohlefasern ermöglichen Aufnahmen mit hoher Dichte mit handelsüblichen Materialien, die hier beschrieben werden.
Kohlefaser-Aufnahmemikroelektroden werden seit Jahrzehnten verwendet, wobei die ersten Kohlefaserelektroden aus einer einzigen Kohlefaser bestehen, die in eine Glasmikropipette eingefügt wurde. Diese Mikroelektroden wurden für extrazelluläre Einzelaufnahmen verwendet, und obwohl das Signal-Rausch-Verhältnis mit den besten Wolfram-in-Glas-Mikroelektroden vergleichbar war, waren sie aufgrund ihrer Flexibilität, niedrigeren Impedanzwerte und der Einfachheit der Herstellungvon 18,19von Vorteil. Die Bemühungen zur Entwicklung von Kohlefaser-Elektrodenarrays haben sich in letzter Zeit aufgrund der Biosensorik von Kohlenstofffasern beschleunigt. Zusätzlich zu ihrer erhöhten Biokompatibilität und außergewöhnlichen elektrischen Leitfähigkeit zeichnen sie sich durch eine einzigartige Reihe von Eigenschaften aus, darunter Hochtemperaturbeständigkeit, geringe relative Dichte, hohe Zugfestigkeit, geringe Biegesteifigkeit, hohe Detektionsempfindlichkeit und eine kleine Querschnittsfläche10,12. All diese Eigenschaften haben die Entwicklung von Kohlefaser-Mikroelektroden-Arrays (CFEAs) motiviert, die chronische, stabile und ertragreiche Aufnahmen einzelner Neuronen ermöglichen. Solche CFEAs können nun von Hand20,21 (Abbildung 1) hergestellt werden, wodurch Mikroelektrodenarrays entstehen, die einzelne Neuronen über Monate halten können. Beschrieben wird hier ein zugänglicher Konstruktionsprozess für CFEAs, der auf zwei Arten für akute und chronische Aufnahmen einzelner Neuronen in zwei Spezies angepasst wurde.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>#10 scalpel blade</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>14-840-15</td>
			<td>Building tool</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>16-channel CFEA Jig</td>
			<td>Realize Inc.</td>
			<td></td>
			<td>CFMA component</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>16-channel Omnetics connector</td>
			<td>Omnetics</td>
			<td>A79014-001</td>
			<td>CFMA component</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>25 G needle</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>14-840-84</td>
			<td>Building tool - sharp-tipped</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>30 G needle</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>14-841-03</td>
			<td>Building tool</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>31 G stainless steel 304 hypodermic round tubing</td>
			<td>Small Parts Inc</td>
			<td>B000FMYN38</td>
			<td>For guide tube</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>32-channel CFEA jig</td>
			<td>Realize Inc.</td>
			<td></td>
			<td>CFMA component</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>32-channel Omnetics connector</td>
			<td>Omnetics</td>
			<td>A79022-001</td>
			<td>CFMA component</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6 in cotton tip applicators</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>22-363-156</td>
			<td>Building tool</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acetone</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>A16P4</td>
			<td>Building tool</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AutoCad 3D printing software</td>
			<td>Autodesk</td>
			<td></td>
			<td>Computer-aided design tool/ 3D modeling software</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Autodesk Fusion 360</td>
			<td>Autodesk</td>
			<td></td>
			<td>Computer-aided design tool/ 3D modeling software</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BD disposable syringes</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>14-823-30</td>
			<td>1 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Carbon fibers</td>
			<td>Good Fellow USA</td>
			<td>C 005725</td>
			<td>7 &#956;m epoxy sized</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cassettes and cassette holder</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>For coating fibers</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clear tape</td>
			<td>Scotch</td>
			<td></td>
			<td>For coating raw fibers</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Deionized water</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Electroplating component</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Double-sided tape</td>
			<td>Scotch</td>
			<td></td>
			<td>For coating raw fibers</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flowable Dental Composite</td>
			<td>Pentron</td>
			<td>Flow-It ALC</td>
			<td>CFMA component/ UV cured dental cement</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gold plating solution</td>
			<td>Sifco ASC</td>
			<td>5355</td>
			<td>10.0-20.0% glycerol, 1.0-5.0% ethylenediamine, 1.0-5.0% acetic acid (ethylenedinitrilo)tetra-, dipotassium salt, 5.0-10.0% butanoic acid, mercapto-monogold(1+) sodium salt, 1.0&#8211;5.0% potassium metabisulfite, 55.0-82.0% water</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Jewelry clamp</td>
			<td>Amazon</td>
			<td>B00GRABH9K</td>
			<td>Building tool</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>JRClust</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Ferret spike sorting software</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lighter</td>
			<td>BIC</td>
			<td>LCP62DC</td>
			<td>Building tool</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micromanipulator</td>
			<td>Scientifica</td>
			<td>PS-7000C</td>
			<td>For guide tube</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscissors</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>08-953-1B</td>
			<td>Building tool</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MountainSort</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Mouse spike sorting software</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NanoZ 16-channel adapter</td>
			<td>Multi-channel systems</td>
			<td>ADPT-nanoZ-NN-16</td>
			<td>Electroplating component</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NanoZ 32-channel adapter</td>
			<td>White Matter</td>
			<td>NZA-OMN-32 rev A</td>
			<td>Electroplating component</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NanoZ multi-electrode impedance tester</td>
			<td>White Matter</td>
			<td></td>
			<td>Electroplating component</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Parafilm</td>
			<td>Fisher Stockroom</td>
			<td>13-374-10</td>
			<td>Semi-transparent, flexible film with adhesive properties</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Parylene &#39;C&#39; Dimer</td>
			<td>Specialty Coating Systems</td>
			<td>980130-C-01LBE</td>
			<td>For coating raw fibers</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PEG 8000</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>25322-68-3</td>
			<td>Electroplating component</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phosphate-buffered saline</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Electroplating component</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polyimide tubing</td>
			<td>MicroLumen</td>
			<td>BRAUNI001</td>
			<td>For guide tube</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rotary tool</td>
			<td>Dremel</td>
			<td>300124</td>
			<td>For guide tube</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel handle</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>10003-12</td>
			<td>Building tool</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silver conductive coating</td>
			<td>MG Chemicals</td>
			<td>842AR Super Shield</td>
			<td>CFMA component</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereo microscope with range 6.7:1</td>
			<td>Motic</td>
			<td>SMZ-168</td>
			<td>Building tool</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sticky notes</td>
			<td>Post-it</td>
			<td></td>
			<td>Building tool</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue wipes</td>
			<td>Kimtech Science</td>
			<td>34155</td>
			<td>Building tool</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tungsten wire</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td>797550</td>
			<td>CFMA component</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>UV curing wand</td>
			<td>Woodpecker</td>
			<td></td>
			<td>Building tool</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vacuum deposition chamber</td>
			<td>Specialty Coating Systems</td>
			<td></td>
			<td>Labcoter 2 (PDS 2010)</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

construction and implementation of carbon fiber microelectrode arrays for chronic and acute in vivo recordings

Mehrkanal-Elektrodenarrays bieten Einblick in das arbeitende Gehirn und dienen dazu, neuronale Prozesse auf Einzelzell- und Schaltkreisebene aufzuklären. Die Entwicklung dieser Werkzeuge ist entscheidend für das Verständnis komplexer Verhaltensweisen und Kognitionen sowie für die Weiterentwicklung klinischer Anwendungen. Es bleibt jedoch eine Herausforderung, aus Zellpopulationen stabil und kontinuierlich über lange Zeiträume dicht zu erfassen. Viele beliebte Elektroden, wie Tetroden und Silizium-Arrays, weisen große Kreuzdurchmesser auf, die beim Einsetzen Schäden verursachen und chronische reaktive Gewebereaktionen hervorrufen, die mit dem neuronalen Tod verbunden sind, was die Aufzeichnung einer stabilen, kontinuierlichen neuronalen Aktivität behindert. Darüber hinaus weisen die meisten Drahtbündel einen großen Abstand zwischen den Kanälen auf, wodurch die gleichzeitige Aufzeichnung von einer großen Anzahl von Zellen, die auf einer kleinen Fläche gruppiert sind, ausgeschlossen ist. Die in diesem Protokoll beschriebenen Kohlefaser-Mikroelektroden-Arrays bieten eine zugängliche Lösung für diese Bedenken. Die Studie bietet eine detaillierte Methode zur Herstellung von Kohlefaser-Mikroelektroden-Arrays, die sowohl für akute als auch für chronische Aufnahmen in vivoverwendet werden können. Die physikalischen Eigenschaften dieser Elektroden machen sie ideal für stabile und kontinuierliche Langzeitaufnahmen bei hohen Zelldichten, so dass der Forscher robuste, eindeutige Aufnahmen von einzelnen Einheiten über Monate hinweg machen kann.

Mit dem Abschluss dieses Protokolls werden stabile Aufzeichnungen der Spiking-Aktivität einzelner Einheiten möglich sein. Diese Mikroelektroden-Arrays sind in Material, Kanalanzahl und Headstage-Adapter an die Bedürfnisse des Forschers anpassbar. Die Galvanisierung von Fasern in Gold führt zu verminderten Impedanzen, die für die Aufzeichnung geeignet sind (Abbildung 4 und Abbildung 5). Beabsichtigt der Anwender, chronisch aufzuzeichnen, können Messungen durchgeführt werden, nachdem sich das Tier von dem chirurgischen Eingriff erholt hat. Chronische Eingriffe haben zu stabilen Einzelaufnahmen für mindestens 120 Tage geführt. Eine repräsentative Aufzeichnung ist in Abbildung 6dargestellt, die die stabile elektrophysiologische Aktivität mit 64 Kanälen im retrosplenialen Kortex einer sich frei verhaltenden, erwachsenen männlichen Maus veranschaulicht. Ist ein akutes Präparat vorgesehen, können die Aufnahmen bereits kurz nach der Implantation (~30 min) beginnen. Dies gibt der Elektrode Zeit, sich im Gehirn niederzulassen. Abbildung 7 zeigt ein repräsentatives Beispiel für eine akute 16-Kanal-CFEA-Aufzeichnung, die vom primären visuellen Kortex eines erwachsenen weiblichen Frettchens aufgenommen wurde. Die Spike-Sortierung in Maus und Frettchen wurde mit Spike-Sortiersoftware durchgeführt (siehe Materialtabelle).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62760/62760fig01.jpg"> Abbildung 1: Anatomie von 16- und 32-Kanal-Kohlefaser-Mikroelektroden-Arrays (CFEAs). (A) Schematische von 32-Kanal (oben) und 16-Kanal (unten) CFEA aus drei verschiedenen Ansichten. Der 16-Kanal-CFEA verfügt über ein erweitertes Design für Handhabungszwecke. Das 32-Kanal-Design verfügt über eine flache Oberfläche, die es ermöglicht, zwei Vorrichtungen für ein 64-Kanal-CFEA zu kombinieren. Beide Diagramme haben identifizierende Strukturen, die mit Dimensionen gekennzeichnet sind. Das Steckerende zeigt die Position der Steckverbindereinführung an, und GND/REF-Kanäle zeigen an, wo der Erdungsdraht eingesteckt ist. Das Trichterbecken bezieht sich auf die Stelle, durch die die Fasern gehen, um mit UV-Licht ausgehärtetem Zahnzement überlagert zu werden, und die Trichterspitze bezeichnet die Stelle, von der aus die Fasern die Vorrichtung verlassen. Die Trichterspitze ist in Quadranten unterteilt, um zu minimieren, dass Fasern aneinander haften und Schäden verursachen. Die Fasern werden später unter Verwendung des Zahnzements zu einem einzigen Bündel gezogen. Vorrichtungen werden mit SLA-Harzdruckern in 3D gedruckt. Diagramme werden vergrößert, um Details anzuzeigen. (B) Konstruiertes CFEA. Das Diagramm hat identifizierende Strukturen beschriftet. Die blaue Bündelspitze stellt das Segment der Kohlefasern dar, die Aufzeichnungsmessungen erfassen. Das Grau im Trichterbecken und um den Verbinder herum weist auf UV-lichtvernetzten Zahnzement hin, der Kohlefasern im Trichterbecken hält und den Verbinder an der Vorrichtung befestigt. Der violette Draht stellt den Erdungsdraht dar. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62760/62760fig01large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62760/62760fig02.jpg"> Abbildung 2: Laden von Rohkohlenstofffasern in Kassetten für die Parylen-C-Beschichtung. (A) Kohlefasern werden auf Patronen geladen, die mit zwei Streifen doppelseitigem Klebeband (blau) überlagert sind. Jede Kassette ist mit ~25 Fasern beladen. (B) Kassetten werden in Vorbereitung auf die Parylen-C-Beschichtung in einen lasergeschnittenen Halter (grau) geladen. Jede fasst zehn Kassetten. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62760/62760fig02large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62760/62760fig03.jpg"> Abbildung 3: Schematische Konstruktion desKohlefaser-Mikroelektrodenarrays (CFEA) -Bündels. (A) 16 einzelne, beschichtete Kohlefasern (schwarz) werden durch die 32-Kanal-3D-gedruckte Vorrichtung (grau) gefädelt. (B) Kohlefaserspitzen werden mit einer Mikroschere geschnitten, wobei überschüssige Fasern gleich der Höhe der Vorrichtungsbasis verbleiben und sich aus der Vorrichtungsbasis erstrecken. (C) Ein Standard-Kunststoff-Funkenradfeuerzeug wird schnell über die überschüssige Faser geleitet, um die Parylen-C-Isolierung zu entfernen. Das obere rechte Schema zeigt die Entfernung von Parylen aus 9 der 12 Fasern. (D) Fasern werden wieder in die Vorrichtung eingeführt, bis das Faserende bündig mit der Basis ist. Der obere rechte Schaltplan zeigt das Wiedereinfügen von 9 Fasern mit ungedämmten (grauen) Faserspitzen, die in der Vorrichtungsbasis untergebracht sind. Die Vorrichtung wird dann umgedreht und die Schritte A-D werden wiederholt, um die gegenüberliegenden 16 Kanäle einzufädeln. (E) Die Vorrichtung ist mit Zahnzement gefüllt, um die Fasern zu sichern. Silberdruck wird in jede Vertiefung der Vorrichtungsbasis injiziert. (F) Der Stecker wird in den Vorrichtungssockel eingesetzt. (G) CFEA und Skalpell werden in einem -20 °C Gefrierschrank eingefroren. Die Array-Spitze wird auf die gewünschte Länge geschnitten, so dass 32 gleichmäßige Fasern übrig bleiben. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62760/62760fig03large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62760/62760fig04.jpg"> Abbildung 4:Spitzenbehandlung und Galvanisieren. (A) Die Elektrodenspitzen werden zuerst in 0,1 M PBS platziert, wobei Strom durch jede Elektrode geleitet wird. Die Spitzen werden dann gespült und in eine Vergoldungslösung überführt, wo sie mit dem Strom galvanisiert werden. (B) REM-Bilder von präparierter Kohlefaser zeigen eine an der Spitze konzentrierte Vergoldungslösung. Der Maßstabsbalken entspricht 4 μm. (C) Impedanzwerte von 168 Kanälen nach dem ersten Schneiden (violett; 3,11 MΩ ± 0,42 MΩ, median ± SE, n = 168 Fasern), positiver Strominjektion (rosa; 1,23 MΩ ± 0,36 MΩ, Median ± SE, n = 168 Fasern) und Galvanisierung (orange; 0,19 MΩ ± 0,15 MΩ, Median ± SE, n = 168 Fasern) zeigen nach jedem Verarbeitungsschritt verringerte Impedanzwerte. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62760/62760fig04large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62760/62760fig05.jpg"> Abbildung 5:Moderate Goldgalvanikdauern erzeugen kleine, abgerundete Ablagerungen auf Kohlefaserbündelspitzen. Die abgebildeten Kohlefaserspitzen stammen alle aus verschiedenen Mikroelektrodenarrays, die unterschiedliche Dauer des injizierten Stroms zur Impedanzreduzierung oder Vergoldung widerspiegeln. Die Bilder zeigen zusätzlich die Parylen-C-Beschichtung, die die Kohlefasern isoliert und jede Signalerfassung von einem anderen Ort als den Spitzen der Fasern verhindert. (A) Rasterelektronenmikroskopische Aufnahme von Kohlefaserspitzen nach dem Einfrieren und einem einzigen Schnitt mit einer Rasierklinge. Maßstabsbalken repräsentieren 10 μm. (B) Wie A, aber dann gefolgt von der Injektion von positivem Strom für 10 s. (C) Wie B, aber dann mit Gold für 5 s galvanisiert. (D) Wie B, aber dann mit Gold für 15 s galvanisiert. (E) Wie B, aber dann mit Gold für 30 s galvanisiert. (F) Wie B, aber dann mit Gold für 120 s galvanisiert. Wir fanden heraus, dass die Galvanisierung für 30 s bei einem Strom von -0,05 μA für elektrophysiologische Aufnahmen optimal war. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62760/62760fig05large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62760/62760fig06.jpg"> Abbildung 6: Chronische extrazelluläre Aufnahmen im sich frei verhaltenden retrosplenialen Kortex der Maus mit Kohlefaser-Mikroelektroden-Arrays zeigen eine anhaltende, stabile neuronale Aktivität. (A) Elf bandpassierte Spannungsspuren wurden gleichzeitig aufgezeichnet. Nachfolgende Leiterbahnen, die vom ersten Kanal (obere Reihe) aufgezeichnet wurden, werden in B dargestellt, um die Haltbarkeit im Laufe der Zeit zu zeigen. Die verbleibenden zehn Zeilen veranschaulichen die Konsistenz der Aufzeichnungsqualität und zeigen robuste Aktivitäten im gesamten Array. Der Skalierungsbalken links von jeder Spur stellt ein Potential von 200 μV dar. (B) Bandpassed Daten von der gleichen Faser wie in der oberen Spur in A, erweitert, um robuste Aktivität über eine 120-tägige kontinuierliche Aufzeichnung zu zeigen. (C) Clustering zeigt eine robuste Einzeleinheitserkennung über Monate. Traces stellen die durchschnittliche Wellenform einer kontinuierlich beobachtbaren repräsentativen Einzeleinheit über 120 Tage dar, extrahiert aus der Faser, die zu jedem Zeitpunkt in B aufgetragen wird. (D) Mittlere, nicht normalisierte Spike-Wellenformen von C gestapelt, um Konsistenz über die Zeit zu demonstrieren. (E) Kohlefaseraufnahmen zeigen einen stabilen Grundrausch über viele Monate. Die Standardabweichung des Grundrauschens (Spur minus Spiking-Aktivität) in B zeigt keine progressive Änderung des Rauschens. Balken stellen die mittlere Kontamination dar. Fehlerindikatoren stellen die Standardabweichung dar. (F) Maßstabszeichnung einer Maus mit chronisch implantierter CFEA und Kopfunterlage. (G) Die Rohspannungsspur (oben) zeigt 11 Monate nach der Implantation ein robustes LFP. Bandpassed Voltage Trace (unten) zeigt stetige neuronale Aktivität. (H) Mittlere Spikewellenform des Neurons, aufgezeichnet auf der Faser von C, unterlegt durch die ersten 1.000 Inzidenzen von Spiking-Aktivität. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62760/62760fig06large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62760/62760fig07.jpg"> Abbildung 7: CfEA-Aufnahmen (Carbon Fiber Microelectrode Array) aus dem primären visuellen Kortex des Frettchens. (A) Wellenformen von spikesortierten Einzeleinheiten, die von einem 16-Kanal-CFEA aufgezeichnet wurden. Aktionspotentiale einzelner Neuronen waren oft auf mehreren Kanälen bei leicht unterschiedlichen Amplituden sichtbar. (B) Richtungsabstimmungskurven von ausgewählten Neuronen. Farben entsprechen den aufgezeichneten Einheiten in A. Pfeile zeigen die Richtung der Reizbewegung an. Skalierungsbalken zeigen die Antwortrate an. Fehlerindikatoren zeigen die mittlere Antwort mit Standardfehler an. Die horizontal gestrichelte Linie stellt die spontane Feuerrate derselben Zelle während der Exposition gegenüber einem leeren Bildschirm dar. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62760/62760fig07large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>

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Construction and Implementation of Carbon Fiber Microelectrode Arrays for Chronic and Acute In Vivo Recordings

Dieses Protokoll beschreibt ein Verfahren zur Konstruktion von Kohlefaser-Mikroelektroden-Arrays für chronische und akute in vivo elektrophysiologische Aufnahmen in Maus (Mus musculus) und Frettchen (Mustela putorius furo) aus mehreren Hirnregionen. Jeder Schritt nach dem Kauf von Rohkohlenstofffasern zur Mikroelektroden-Array-Implantation wird detailliert beschrieben, wobei der Schwerpunkt auf der Konstruktion von Mikroelektroden-Arrays liegt.

Konstruktion und Implementierung von Kohlefaser-Mikroelektroden-Arrays für chronische und akute In-vivo-Aufnahmen

Multichannel electrode arrays offer insight into the working brain and serve to elucidate neural processes at the single-cell and circuit levels. ...

Die hier beschriebene Bench-Top-Konstruktion ist eine der wenigen derzeit verfügbaren Elektrodentechnologien, die Aufnahmen aus dichten Clustern von Neuronen ermöglicht und vielen dieser Neuronen im Laufe der Zeit folgt. Kohlefaser-Mikroelektroden-Arrays sind kostengünstig zu bauen. Sie sind klein, biokompatibel und bewegen sich mit dem Gehirn, was gesunde und stabile Aufnahmen ermöglicht.Kohlefasern sind extrem dünn und anfangs sehr schwer zu sehen. Nach ein paar Tagen der Arbeit mit ihnen werden sie jedoch leichter zu manipulieren. Legen Sie zunächst ein Stück doppelseitiges Klebeband auf zwei lange Seiten der Kassette und richten Sie den Rand des Bandes mit dem inneren Rand der Kassette aus.Um ein Kohlefaser-Manipulationswerkzeug vorzubereiten, wickeln Sie ein kleines Stück Klebefolie um eine 30-Gauge-Nadel, um eine scharfe, aber flexible Spitze mit der Folie zu bilden. Als nächstes trennen Sie einzelne Fasern vom gebackenen Bündel und legen Sie sie parallel zur kurzen Seite der Kassette unter Einhaltung eines Abstands von zwei bis drei Millimetern. Nachdem Sie die Aufnahme von 20 bis 30 Fasern auf jede Kassette sichergestellt haben, versiegeln Sie die Fasern, indem Sie durchsichtiges Klebeband über das Doppelklebeband legen, und legen Sie die gefüllten Kassetten in den Kassettenhalter.Um das Kohlefaser-Mikroelektroden-Array zusammenzubauen, beginnen Sie mit der Zuführung jedes Erdungsdrahtes durch den entsprechenden Kanal am Steckerende der Vorrichtung und fahren Sie fort, bis zwei Enden gleich lang sind. Dann drehen Sie sie zusammen, um sie auf der Vorrichtung zu befestigen. Tragen Sie UV-ausgehärteten Zahnzement auf, um den Draht zu sichern, während Sie sicherstellen, dass kein Zahnzement in den offenen Kanal gelangt, aus dem der Draht geleitet wird.Verwenden Sie den UV-Härtungstab, um den Zahnzement für 20 Sekunden auszuhärten, und richten Sie die Vorrichtung und den Schraubstock so aus, dass das Steckerende, das Becken und die Trichterspitze sichtbar sind. Als nächstes richten Sie die Vorrichtung so aus, dass der Trichter vom Benutzer weg zeigt und die Steckerenden dem Benutzer zugewandt sind. Schieben Sie dann die 25-Gauge-Nadelspitze gegen die Kassette an der potenziellen Faserentfernungsstelle und schneiden Sie eine einzelne Kohlefaser aus der Kassette.Halten Sie das frisch geschnittene freie Ende der Faser mit einem Kohlefaserwerkzeug und schneiden Sie mit der Nadel das andere Ende der Faser von der Kassette weg. Verwenden Sie dann wieder das Kohlefaserwerkzeug, um die Kohlefaser so aufzunehmen, dass ein Ende etwa einen Zentimeter lang vom Werkzeug entfernt ist. Verwenden Sie das an der Faser befestigte Kohlefaserwerkzeug, um das kürzere Ende der Faser durch das Trichterstück aus dem mittleren Becken der Vorrichtung zu führen.Fahren Sie fort, die Faser durch den Vorrichtungstrichter zu führen, bis der größte Teil der Länge der Faser durch ist. Führen Sie den Rückteil der Faser mit dem Kohlefaserwerkzeug durch einen verfügbaren Kanal ein. Führen Sie die Zufuhr durch die Rückseite fort, bis etwa fünf Millimeter Ballaststoffe herausragen oder bei Bedarf zugeschnitten sind.Um die Isolierung am Steckerende zu entfernen, verwenden Sie ein Standard-Funkenradfeuerzeug, um die Flamme über die freiliegenden Fasern zu leiten, und führen Sie dann die geflammte Faser durch die Vorrichtung, so dass sich der geflammte Faseranteil jetzt im Kanal befindet, während Sie sicherstellen, dass keine Fasern aus der Rückseite der Vorrichtung herausragen. Tragen Sie UV-härtenden Zahnzement auf die Beckenfasern der Vorrichtung auf, um das gesamte Becken zu füllen und die Öffnungen beider Kanäle und des Trichters abzudecken. Nachdem Sie die Vorrichtung vom Schraubstock entfernt und die Vorrichtung so ausgerichtet haben, dass der Trichter nach unten zeigt, sichern Sie die Vorrichtung mit dem Steckerende nach oben.Füllen Sie die Nadel mit Silberdruck und führen Sie die Nadel vorsichtig in einen Kanal ein, bis sie vom Zahnzement gestoppt wird. Um den Kanal mit Farbe zu füllen, drücken Sie die Spritze langsam, während Sie die Nadel aus dem Kanal entfernen, tauchen Sie dann einen Baumwollspitzenapplikator in den Farbverdünner und reinigen Sie die Basis der Vorrichtungsoberfläche einer Farbe. Stecken Sie nun den Kopfstufenanschluss in die richtige Ausrichtung, indem Sie die Pins an den Kanälen ausrichten.Sobald der Kopfstufenverbinder gerade, aufrecht und so weit wie möglich an die Vorrichtung gespült ist, befestigen Sie den Kopfstufenstecker an der Vorrichtung, indem Sie Zahnzement entlang der Kante auftragen, an der der Kopfstufenverbinder auf die Vorrichtung trifft, und dann 20 Sekunden lang UV-härten. Um die Elektrodenspitze auf die gewünschte Länge zu schneiden, lassen Sie die Elektrode in ein Becherglas mit entionisiertem oder destilliertem Wasser absenken, bis die Trichterspitze vollständig eingetaucht ist und senkrecht an der Oberfläche gehalten wird. Bringen Sie nun die einzelnen Kohlefasern zusammen, indem Sie die Elektrode aus dem Wasser entfernen.Legen Sie die Elektrode so auf, dass die Fasern bündig auf der Führungsfläche liegen und schneiden Sie die Fasern mit einem Skalpell in einer Rollbewegung auf die gewünschte Länge, dann befestigen Sie die Elektrode mit dem entsprechenden Adapter am Multielektrodenimpedanztester und prüfen Sie die Impedanz. Senken Sie nun die Elektrodenspitze etwa zwei Millimeter in ein Mikrozentrifugenrohr mit 0,1 molarem PBS und führen Sie erdungsdraht in das Mikrozentrifugenrohr ein. Um die Impedanz der Elektrodenspitze zu reduzieren, injizieren Sie einen positiven Strom mit der gewählten Amplitude und Dauer und spülen Sie dann die Fasern in deionisiertem oder destilliertem Wasser ab, um sie zu reinigen.Als nächstes, um die Galvanisierung in der Vergoldungslösung durchzuführen, senken Sie die Elektrodenbündelspitze etwa zwei Millimeter in das Mikrozentrifugenrohr in der Beschichtungsmischung und führen Sie den Erdungsdraht in das Mikrozentrifugenrohr ein. Stellen Sie dann die entsprechenden Parameter für die Galvanik ein. Spülen Sie die Fasern nach der Galvanisierung gründlich mit deionisiertem oder destilliertem Wasser ab.Das repräsentative REM-Bild der präparierten Kohlefaser zeigte eine an der Spitze konzentrierte Vergoldungslösung. Die Fasergalvanik in Gold führte zu verminderten Impedanzen, die für die Aufnahme geeignet waren. Impedanzwerte aus 300 Kanälen nach dem ersten Schneiden, der positiven Stromeinspritzung und der Galvanisierung zeigten nach jedem Verarbeitungsschritt verringerte Impedanzwerte.Moderate Goldgalvanikdauern erzeugten die kleinen und abgerundeten Ablagerungen auf den Kohlefaserbündelspitzen. Zusätzlich wurde die stabile 64-Kanal-elektrophysiologische Aktivität im retrosplenialen Kortex einer sich frei verhaltenden erwachsenen männlichen Maus analysiert. Die Ergebnisse zeigten die Konsistenz der Aufzeichnungsqualität, die robuste Erkennung einzelner Einheiten, die Konsistenz im Laufe der Zeit, wie sie durch nicht normalisierte Spike-Wellenformen gezeigt wird, und ein stabiles Grundrauschen.Auch die 11 Monate nach der Implantation verfolgte Rohspannung zeigte ein robustes lokales Feldpotenzial. Ein repräsentatives Beispiel für eine akute 16-Kanal-Kohlefaser-Mikroelektroden-Array-Aufzeichnung, die vom primären visuellen Kortex eines erwachsenen weiblichen Frettchens aufgenommen wurde, ist ebenfalls hier gezeigt. Kohlefaser-Mikroelektroden-Arrays ermöglichen die kurzfristige oder chronische Aufzeichnung von nahe gelegenen Neuronen im Gehirn über lange Zeiträume, was für das Verständnis neuronaler Schaltkreise unerlässlich ist.

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Construction and Implementation of Carbon Fiber Microelectrode Arrays for Chronic and Acute In Vivo Recordings

High-density EEG Recordings of the Freely Moving Mice using Polyimide-based Microelectrode

High-Density-EEG-Aufzeichnungen der sich frei bewegenden Mäusen mit Polyimid-Basis Mikroelektroden

Electroencephalogram (EEG) indicates the averaged electrical activity of the neuronal populations on a large-scale level. It is widely utilized as a ...

Forschung

Neurowissenschaften

Functional Neuroimaging Using Ultrasonic Blood-brain Barrier Disruption and Manganese-enhanced MRI

Funktionelle Bildgebung mit Ultraschall-Blut-Hirnschranke Störung und Mangan-MRT

Although mice are the dominant model system for studying the genetic and molecular underpinnings of neuroscience, functional neuroimaging in mice remains ...

Design and Assembly of an Ultra-light Motorized Microdrive for Chronic Neural Recordings in Small Animals

Konstruktion und Montage eines Ultra-light Motorisierte Microdrive für chronische Neural Recordings in Kleintiere

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of ...

Dual Electrophysiological Recordings of Synaptically-evoked Astroglial and Neuronal Responses in Acute Hippocampal Slices

Dual-Elektrophysiologische Recordings synaptisch-evozierte astrogliale und neuronale Antworten in Acute Hippocampusschnitte

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs ...

Fiber-optic Implantation for Chronic Optogenetic Stimulation of Brain Tissue

LWL-Implantation für chronische optogenetische Stimulation des Hirngewebes

Elucidating patterns of neuronal connectivity has been a challenge for both clinical and basic neuroscience. Electrophysiology has been the gold standard ...

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

Akut<em&gt; In vivo</em&gt; Elektrophysiologische Aufzeichnungen von lokalen Feldpotentialen und Multi-Unit-Aktivitäten von der Hyperdirect-Pathway in anästhesierten Ratten

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the ...

Recording and Modulation of Epileptiform Activity in Rodent Brain Slices Coupled to Microelectrode Arrays

Aufnahme und Modulation der Epileptiformen Aktivität in Nagetier Gehirnscheiben gekoppelt mit Mikroelektrode Arrays

Temporal lobe epilepsy (TLE) is the most common partial complex epileptic syndrome and the least responsive to medications. Deep brain stimulation (DBS) ...

Chronic Implantation of Multiple Flexible Polymer Electrode Arrays

Chronische Implantation mehrerer flexibler Polymerelektroden-Arrays

Simultaneous recordings from large populations of individual neurons across distributed brain regions over months to years will enable new avenues of ...

Stereotaxic Surgery for Implantation of Microelectrode Arrays in the Common Marmoset (Callithrix jacchus)

Stereotaxic Surgery for Implantation of Microelectrode Arrays in the Common Marmoset Callithrix jacchus

Stereotaxic Chirurgie für die Implantation von Mikroelektroden-Arrays im Gemeinsamen Marmoset (Callithrix jacchus)

Marmosets (Callithrix jacchus) are small non-human primates that are gaining popularity in biomedical and preclinical research, including the ...

Preparation of Acute Human Hippocampal Slices for Electrophysiological Recordings

Vorbereitung von akuten menschlichen Hippocampusscheiben für elektrophysiologische Aufnahmen

Epilepsy affects about 1% of the world population and leads to a severe decrease in quality of life due to ongoing seizures as well as high risk for ...