Name: simultaneous brightfield, fluorescence, and optical coherence tomographic imaging of contracting cardiac trabeculae ex vivo
Uploaded: 2021-10-02T15:00:00
Duration: 12 min 54 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Simultaneous Brightfield, Fluorescence, and Optical Coherence Tomographic Imaging of Contracting Cardiac Trabeculae Ex Vivo at JoVE.com

Este estudio fue financiado por Becas doctorales de la Universidad de Auckland (otorgadas a JD y MC), Sir Charles Hercus Health Research Fellowships (20/011 y 21/116) del Consejo de Investigación en Salud de Nueva Zelanda (otorgadas a J-CH a KT, respectivamente), una beca doctoral otorgada por la National Heart Foundation (otorgada a AA), subvenciones Marsden Fast-Start (UOA1504 y UOA1703) de la Royal Society of New Zealand (otorgadas a J-CH y KT, respectivamente), y una beca de investigación James Cook de la Royal Society of New Zealand (otorgada a AT). El desarrollo original de este instrumento fue financiado por una subvención Marsden (11-UOA-199) de la Royal Society of New Zealand (otorgada a AT y PN).

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V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantification+of+glucose+and+glycerol+diffusion+in+myocardium.">Quantification of glucose and glycerol diffusion in myocardium.</a> Journal of Innovative Optical Health Sciences. 8 (3), (2015).</li><li>Taberner, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+dynamometer+for+nature's+engines.">A dynamometer for nature's engines.</a> IEEE Instrumentation and Measurement Magazine. 22 (2), 10-16 (2019).</li><li>Arganda-Carreras, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Trainable+Weka+Segmentation:+A+machine+learning+tool+for+microscopy+pixel+classification.">Trainable Weka Segmentation: A machine learning tool for microscopy pixel classification.</a> Bioinformatics. 33 (15), 2424-2426 (2017).</li><li>Jiang, Y., Julian, F. 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C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Radius-dependent+decline+of+performance+in+isolated+cardiac+muscle+does+not+reflect+inadequacy+of+diffusive+oxygen+supply.">Radius-dependent decline of performance in isolated cardiac muscle does not reflect inadequacy of diffusive oxygen supply.</a> American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 300 (4), 1222-1236 (2011).</li></ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

En este estudio, presentamos una configuración que permite el ensamblaje de tres sistemas ópticos que combinan imágenes de campo brillante, fluorescencia y OCT para recopilar datos de una trabécula cardíaca ex vivo que se contrae activamente(Figura 1 y Figura 2). Tal integración orquestada es posible gracias al diseño de la cámara de medición (Figura 3) para permitir la disposición ortogonal de la OCT al eje de campo brillante-fluorescencia. El sistema de montaje muscular juega un papel igualmente importante en el éxito de las cuantificaciones simultáneas de los índices clave en la caracterización de la dinámica de excitación-contracción del músculo cardíaco. Su novedad reside en permitir procedimientos de escaneo muscular sin alteración aparente del rendimiento mecánico del músculo (Figura 6). Con la configuración combinada de imágenes y el sistema de gancho motorizado para la medición de la fuerza, este sistema puede evaluar la heterogeneidad regional en el transitorio Ca2+, el desplazamiento y la longitud del sarcómero, junto con la información geométrica macroscópica de una trabécula en contracción a lo largo del curso temporal de la contracción(Figuras 7 y Figura 8).
Dada la ubicuidad de los sistemas de imágenes de epifluorescencia de campo brillante dentro de los laboratorios de investigación cardíaca, la reproducción de estos resultados se puede lograr con algunas consideraciones menores de hardware. Aquí, presentamos el kit de herramientas de procesamiento de imágenes para combinar la epifluorescencia de campo brillante y la OCT, que es esencial para analizar la heterogeneidad contráctil subyacente. La integración de la OCT requiere una ruta óptica sin obstrucciones, mientras que la imagen cerrada requiere una línea de disparo externa entre el estímulo y la OCT y la cámara de imágenes de campo brillante, y ganchos de montaje muscular que son capaces de mover la muestra a través de la cámara de medición. El software y los métodos de posprocesamiento requeridos están disponibles gratuitamente. En particular, el software de segmentación utilizado, WEKA14,es de código abierto. La técnica de seguimiento sin marcadores de los puntos de material8,la longitud del sarcómero, la imagen volumétrica cerrada10y los códigos de generación de malla también son accesibles y pueden estar disponibles a petición del autor correspondiente.
La viabilidad muscular, la carga óptima de Fura-2 y el enfoque de la imagen son los tres pilares que forman las bases de un experimento exitoso. El uso de una solución de disección que contiene BDM para prevenir la contractura, el transporte del músculo en una jeringa, la oxigenación continua de la solución y la preparación de nuevas soluciones experimentales el día de un experimento, contribuyen a una alta tasa de viabilidad muscular. Antes de cargar la trabécula con Fura-2AM, se debe recolectar autofluorescencia para cada condición que uno esté interesado en estudiar, ya que puede tener un efecto significativo en el Transitorio de Ca2+ medido 15. La oxigenación de la solución de carga Fura-2AM se complica por la inclusión necesaria del surfactante pluronic-F127 para ayudar a la carga del tinte. Para combatir el exceso resultante de formación de burbujas causada por este surfactante, una pequeña gota de antiespumante en la solución de carga permite al usuario aumentar la tasa de oxigenación, mejorando así la posibilidad de que la trabécula mantenga la viabilidad funcional durante todo el proceso de carga. Finalmente, el enfoque de la imagen debe ser uniforme a lo largo de la longitud muscular para maximizar la relación señal-ruido de la información de campo brillante y fluorescencia.
Hay dos limitaciones a considerar con los métodos presentados aquí. Primero está la resolución espacial del microscopio de fluorescencia. Si bien las resoluciones espaciales de la OCT y las imágenes de campo brillante son altas, la resolución del microscopio de fluorescencia se limita a la integral de la fluorescencia del volumen capturado dentro de una ventana de imagen de 540 μm por 540 μm. Existe margen para aumentar la resolución espacial del microscopio de fluorescencia mediante el uso de una cámara de dispositivo de carga acoplada de alta ganancia, en lugar de un PMT, para capturar la señal de fluorescencia a expensas de la relación señal/ruido16. El segundo es el diámetro de la trabécula que se puede estudiar en términos de longitud medible del sarcómero y profundidad geométrica. El enfoque FFT en ventana para calcular la longitud del sarcómero explota el beneficio de una resolución espacial mejorada, pero se asocia con una robustez reducida(Figura 8D). En los casos en que se vayan a estudiar trabéculas turbias o de gran diámetro, la resolubilidad de la FFT se reducirá considerablemente debido al contraste reducido asociado con las bandas sarcoméricas en muestras de tejido más grandes. Del mismo modo, dentro de la OCT, las retro-reflexiones de una profundidad de imagen superior a 300 μm serán demasiado débiles para ser resueltas durante la etapa de segmentación. Por lo tanto, nuestra técnica se limita a trabéculas de un diámetro inferior a 300 μm. Sin embargo, no se recomienda estudiar muestras de gran diámetro ya que puede haber problemas con la oxigenación difusivo del núcleo muscular durante altas tasas de estimulación17.
Nuestro método permite la evaluación de la función mecánica iónica en asociación con la geometría muscular en músculos sanos y enfermos, proporcionando un enfoque poderoso para comprender la fisiología del músculo cardíaco, la fisiopatología y la farmacología. La canalización de procesamiento de imágenes descrita aquí extrae datos que serán fundamentales para obtener una comprensión más profunda de la heterogeneidad contráctil. Una vía para realizar plenamente el potencial de un conjunto de datos tan rico es en la construcción de modelos matemáticos que integren e interpreten estos datos, y para hacer predicciones que puedan probarse experimentalmente utilizando nuestro dispositivo.

La superfusión de preparaciones aisladas de tejido muscular cardíaco es un protocolo estándar y ampliamente utilizado para estudiar la activación y mecánica iónica cardíaca1. En particular, el aislamiento de trabéculas, estructuras en forma de bastón de las paredes ventriculares, ha permitido la evaluación de fenómenos que incluyen la activación dependiente de la longitud de la contracción2,la respuesta dependiente del estiramiento de la contracción3,4y la viscoelasticidad diastólica5 del tejido cardíaco. Ter Keurs, el iniciador de esta técnica de sobrefusión de trabéculas aisladas, utilizó inicialmente una combinación de imágenes de fluorescencia para mediciones de Ca2+ y difracción láser para determinar longitudes de sarcómeros2,5. Desde estos primeros estudios, se ha vuelto cada vez más común extraer información de longitud de sarcómero con una mayor resolución espacial utilizando técnicas basadas en la transformada de Fourier rápida 2D(FFT)6 en imágenes de microscopía de campo brillante. Los dos sistemas de imágenes permiten una evaluación parcial de la relación subyacente entre la liberación de Ca2+ y la producción de fuerza dependiente de la longitud del sarcómero.
El músculo cardíaco es estriado, con las bandas visibles asociadas con una serie subyacente de unidades contráctiles que consisten en filamentos gruesos y gruesos. La interacción de estos filamentos constituyentes que componen los sarcómeros subyace a la generación de fuerza, que comienza de la siguiente manera: una señal eléctrica despolarizante, o potencial de acción, hace que se abran los canales de Ca2+ de tipo L dependientes del voltaje en la membrana celular; la consiguiente afluencia celular de Ca2+ induce la liberación de Ca2+ del retículo sarcoplásmico (SR), un almacén intracelular de Ca2+, en un proceso conocido como Ca2+inducido por Ca2+ liberación7; este aumento repentino en la concentración intracelular de Ca2+ del rango nanomolar al micromolar permite que se produzca la producción de fuerza; Las bombas de Ca2+ extruyn continuamente Ca2+ del citosol hacia el sr y el compartimento extracelular; cuando la concentración intracelular de Ca2+ vuelve al rango nanomolar, cesa la producción de fuerza y el músculo se relaja. Durante la producción de fuerza, los filamentos gruesos y delgados constituyentes se deslizan unos sobre otros. La longitud del sarcómero dicta la extensión relativa de la superposición y, por lo tanto, el potencial de producción de fuerza del músculo macroscópicamente.
En este artículo, ampliamos estas técnicas de imagen de campo brillante de fluorescencia para incluir la tomografía de coherencia óptica (OCT). La OCT utiliza el principio físico de interferencia y es capaz de obtener la deformación geométrica del tejido para comprender la heterogeneidad contráctil muscular8. Nuestro dispositivo (Figura 1) utiliza un sistema OCT de dominio espectral (SD-OCT). En SD-OCT, un divisor de haz divide la luz de un diodo superluminiscente de banda ancha de corta longitud de coherencia en brazos de referencia y medición. El brazo de referencia contiene un espejo fijo, y el brazo de medición contiene un galvanómetro 2D para dirigir la luz. La luz retroresmada de la muestra se recoge e interfiere con la luz reflejada en el brazo de referencia para formar un patrón de interferencia. La información de profundidad está codificada en la frecuencia de la franja espectral. Para extraer la información, la señal se pasa a través de un espectrómetro y se aplica un FFT inverso al resultado. La señal 1D correspondiente representa las estructuras a diferentes profundidades, correspondientes a cambios en el índice de refracción9 (A-scan). Al dirigir el láser en un solo eje, se puede construir una sección transversal de la muestra de interés (B-scan) y, de manera similar, al repetir el proceso en un patrón paso a paso en el eje restante, se puede generar una imagen tridimensional (C-scan). Por extensión, se pueden recopilar una serie de escaneos B en un solo corte para un sujeto variable en el tiempo repetitivo basado en un disparador externo y repetir para generar un escaneo tridimensional, que representa una imagen plana variable en el tiempo10.
Al integrar los tres sistemas de imágenes, hemos considerado los siguientes dos principios. En primer lugar, los sensores de imagen no deben detectar la luz de una modalidad de imagen alternativa, y en segundo lugar, el diseño físico debe contener espacio libre para al menos tres planos de imagen simultáneos. Para abordar el primer requisito, el microscopio de campo brillante utiliza un LED de longitud de onda de 660 nm para iluminar la muestra en una configuración invertida. El microscopio de fluorescencia está en una configuración de epifluorescencia donde se utiliza la misma lente objetivo tanto para la excitación como para la recolección de la luz emitida. La luz de excitación tiene una longitud de onda de entre 340 nm y 380 nm, y un tubo fotomultiplicador (PMT) mide la luz emitida a una longitud de onda de 510 nm. Un par de espejos dicroicos permiten que estas dos rutas ópticas compartan la misma huella física sin interferir con la medición opuesta(Figura 2). Finalmente, la OCT utiliza luz de banda ancha (ancho espectral de 100 nm) con una longitud de onda central de 840 nm, distinta de las otras dos modalidades. Debido a la naturaleza de baja coherencia de la luz utilizada para la OCT, cualquier luz dispersa de las fuentes de fluorescencia de campo brillante no contribuirá al patrón de interferencia que codifica la información de profundidad. Para el segundo requisito, el diseño de la carcasa para el tubo capilar tiene vías ópticas accesibles a los planos anterior, inferior y superior de la muestra. Durante los experimentos, dos ganchos de platino sostienen una trabécula dentro de un tubo capilar perfundido con solución oxigenada de Krebs-Henseleit (KH). La cabeza del galvanómetro de la OCT está orientada ortogonalmente a la vía de imagen de fluorescencia de campo brillante para aprovechar el tercer plano óptico ortogonal(Figura 3).
Este documento describe las consideraciones de diseño para construir un dispositivo capaz de obtener imágenes simultáneas de calcio, longitud del sarcómero y geometría muscular. Para demostrar estas capacidades de medición, describimos el proceso de aislamiento de una trabécula ventricular, la preparación de las soluciones tampón necesarias, junto con los pasos críticos involucrados en el manejo y la carga de fluorescencia de una trabécula ex vivo. Finalmente, este documento describe los procesos necesarios para traducir el conjunto de datos en visualizaciones más útiles.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>2,3-Butanedione monoxime</td>
			<td>Acros Organics</td>
			<td>150375000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>20&#215; microscope lens</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>CFI Super Fluor 20&#215;</td>
			<td>NA 0.75</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2D Galvanometer</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>GVSM002/M</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50-50 beam splitter</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>FC850-40-50-APC</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>90-10 beam-splitter</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>TW850R2A2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Analogue input module</td>
			<td>National Instruments</td>
			<td>NI-9205</td>
			<td>Records the PMT signal at 200 kHz</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Brightfield imaging light source</td>
			<td>CoolLED</td>
			<td>PE-2</td>
			<td>660&#160;nm LAM</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Broadband light source</td>
			<td>Superlum</td>
			<td>Broadlighter-840</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CaCl2</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>C4901</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cameralink card</td>
			<td>National Instruments</td>
			<td>NI-1429</td>
			<td>Brightfield imaging frame grabber</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Carbogen 5</td>
			<td>BOC</td>
			<td>Gas code: 181</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Condensor lens</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>LWD 0.52</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D(+)-Glucose</td>
			<td>Merck</td>
			<td>108337</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAQ</td>
			<td>National Instruments</td>
			<td>NI-6259</td>
			<td>Triggers the galvanometer movement</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dichroic mirror 1</td>
			<td>Semrock</td>
			<td>FF409-Di03</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dichroic mirror 2</td>
			<td>Semrock</td>
			<td>FF552-Di02</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Diffraction grating</td>
			<td>Wasatch Photonics</td>
			<td>1200 lines/mm @840 nm</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dimethyl sulfoxide</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>276855</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Direct-Q 3 UV System</td>
			<td>Merck Millipore</td>
			<td>ZRQSVR3WW</td>
			<td>Distilled water machine</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dry bath</td>
			<td>Corning</td>
			<td>6875-SB</td>
			<td>LSE digital dry bath</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FIJI</td>
			<td>ImageJ</td>
			<td></td>
			<td>Open-source image processing software</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fura-2AM pentapotassium salt</td>
			<td>Thermofisher</td>
			<td>F14186</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hardware FPGA card</td>
			<td>National Instruments</td>
			<td>NI-7813R</td>
			<td>Also controls the triggering of the brightfield capture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>61024</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HEPES</td>
			<td>PanReac AppliChem</td>
			<td>A1069</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Inverted microscope</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>TI-DH illumination pillar</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isofluorane</td>
			<td>MedSource</td>
			<td>VAPDRUGISO250</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KCl</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P9541</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KH2PO4</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P5655</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Line-scan camera</td>
			<td>Basler</td>
			<td>spL2048-70km</td>
			<td>Spectrometer camera</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Magnetic stirrer</td>
			<td>IKA</td>
			<td>3810000</td>
			<td>RCT basic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Matlab</td>
			<td>Mathworks</td>
			<td></td>
			<td>Data processing code</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MgCl2</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>M8266</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MgSO4.7H2O</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>M1880</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>71376</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaH2PO4.2H2O</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>71505</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaHCO3</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S6014</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>OCT FPGA card</td>
			<td>National Instruments</td>
			<td>NI-1483R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oxygen tank</td>
			<td>BOC</td>
			<td>Gas code: 100D</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pH meter</td>
			<td>Mettler Toledo</td>
			<td>MP220</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Photomultiplier tube</td>
			<td>Hamamatsu</td>
			<td>H7422-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Powerload</td>
			<td>Thermofisher</td>
			<td>P10020</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Superluminescent diode</td>
			<td>Broadlighter</td>
			<td>D-840</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Transimpedance amplifier</td>
			<td>Custom</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tris(hydroxymethyl)amino-methane</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>252859</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wistar rat</td>
			<td>Vernon Jansen Unit</td>
			<td></td>
			<td>8 &#8211; 10 weeks</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xenon arc lamp</td>
			<td>Sutter Instrument</td>
			<td>DG-4</td>
			<td>Lambda DG-4</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

simultaneous brightfield, fluorescence, and optical coherence tomographic imaging of contracting cardiac trabeculae ex vivo

En el músculo cardíaco, los transitorios intracelulares de Ca2+ activan los miofilamentos contráctiles, causando contracción, acortamiento macroscópico y deformación geométrica. Nuestra comprensión de las relaciones internas entre estos eventos ha sido limitada porque no podemos "ver" dentro del músculo ni rastrear con precisión la naturaleza espacio-temporal de la dinámica de excitación-contracción. Para resolver estos problemas, hemos construido un dispositivo que combina un conjunto de modalidades de imagen. Específicamente, integra un microscopio de campo brillante para medir los cambios locales de la longitud del sarcómero y la tensión del tejido, un microscopio de fluorescencia para visualizar el transitorio de Ca2 + y un tomógrafo de coherencia óptica para capturar los cambios geométricos del tejido a lo largo del curso temporal de un ciclo cardíaco. Presentamos aquí la infraestructura de imágenes y el marco de recopilación de datos asociado. Los datos se recopilan de estructuras tisulares aisladas en forma de varilla conocidas como trabeculae carneae. En nuestro instrumento, un par de ganchos de platino controlados por posición sostienen cada extremo de una muestra muscular ex vivo mientras se superpone continuamente con una solución salina rica en nutrientes. Los ganchos están bajo control independiente, lo que permite el control en tiempo real de la longitud y la fuerza muscular. La traducción longitudinal permite el escaneo por partes de la muestra, superando las limitaciones asociadas con el tamaño relativo de la ventana de imágenes del microscopio (540 μm por 540 μm) y la longitud de una trabécula típica (>2000 μm). Los electrodos de platino en cada extremo de la cámara muscular estimulan la trabécula a una velocidad definida por el usuario. Explotamos la señal de estimulación como un disparador para sincronizar los datos de cada ventana de imágenes para reconstruir toda la muestra de contracción en condiciones de estado estacionario. La aplicación de técnicas de procesamiento de imágenes a estos datos de imágenes de campo brillante proporciona mapas de desplazamiento de tejidos y longitud de sarcómeros. Tal colección de datos, cuando se incorpore a una tubería de modelado de experimentos, proporcionará una comprensión más profunda de la homogeneidad y heterogeneidad contráctil muscular en fisiología y fisiopatología.

Para capturar la información regional de Ca2+ y campo brillante para toda la longitud de la trabécula presentada aquí, se requirieron siete posiciones musculares. La Figura 6 sugiere que la fuerza de contracción no fue perturbada por este movimiento, revelando que no había dependencia de la posición de la producción de fuerza activa.
Las exploraciones B recogidas mediante tomografía de coherencia óptica a una velocidad de 100 Hz se segmentaron utilizando el plugin ImageJ WEKA14 (Figura 7A). Cada sección transversal aparece distorsionada debido a la diferencia entre las resoluciones lateral (10 μm) y de profundidad (1,73 μm (en miocardio)). Esta distorsión se corrigió escalando el eje de profundidad de la imagen mediante la relación resolución-profundidad lateral. La Figura 7B,C demuestra que después de escalar la exploración C en bruto de la trabécula es aproximadamente cilíndrica en geometría. La reflexión de la pared de la cámara de medición a veces puede superponerse con los datos musculares(Figura 7A,B),pero el software de segmentación se puede entrenar para dar cuenta de esto(Figura 7D,E). Una vez segmentada, el área de la sección transversal a lo largo de la longitud del músculo se puede calcular a lo largo de la contracción(Figura 7F). Tenga en cuenta que esta trabécula en particular tiene un pequeño apéndice que se ramifica desde ella. El movimiento de la rama es evidente ~ 0.75 mm a lo largo de la trabécula. Finalmente, las imágenes segmentadas se pueden convertir en mallas para ayudar a la construcción de modelos geométricos(Figura 7G).
Los datos de imagen capturados en cada una de las diferentes posiciones de la trabécula a una velocidad de 100 fps se unieron para crear una sola imagen completa de la trabécula(Figura 8A). La resolución de estas imágenes es de 0,535 μm/píxel. El uso de funciones de ponderación lineal en las regiones superpuestas de las ventanas vecinas ayuda a la visualización y minimiza el impacto de la viñeta presente en las imágenes de campo brillante. Para medir la señal fluorescente, una ventana de 540 μm por 540 μm de la trabécula se ilumina cíclicamente con luz de longitud de onda de 340 nm, 365 nm y 380 nm a una velocidad de 600 Hz. La proporción de la fluorescencia emitida asociada con la luz de excitación de 340 nm y 380 nm se correlaciona con el calcio intracelular después de que la trabécula se haya cargado con Fura-2. Como esta medición es una relación, la tasa de medición efectiva es de 200 Hz. Los transitorios de Ca2+ intracelulares promediados(n = 10) de cada ventana están alineados con la región en la que fueron fotografiados (Figura 8B). Mientras que el pico de los transitorios parece razonablemente consistente, el diastólico [Ca2+] es menor dentro de la región entre 900 μm y 1800 μm a lo largo de la trabécula. Del mismo modo, los resultados de los cálculos de seguimiento de desplazamiento(Figura 8C)y longitud del sarcómero(Figura 8D)también indican la presencia de variabilidad regional. La técnica de seguimiento sin marcadores utilizada es capaz de procesar el desplazamiento de cada píxel, dado suficiente contraste. Al mapear la distribución de las longitudes de los sarcómeros en el post, se utilizó un área de correlación cruzada de 128 píxeles por 128 píxeles (~ 67 μm por 67 μm) para calcular la longitud regional del sarcómero. Esta área encapsula aproximadamente 29 sarcómeros cuando cerca de la muestra está cerca de la longitud óptima del sarcómero. El tamaño del paso (en las direcciones x e y)entre el centroide de cada ventana de correlación cruzada se estableció en 50 píxeles (~ 26 μm) para procesar estos datos. La idoneidad de las estimaciones de longitud del sarcómero se probó en función de la anchura y amplitud del ajuste gaussiano a la señal FFT. Estas condiciones no se cumplieron en la región muscular entre 0 μm y 500 μm, por lo que no se pudo calcular allí ninguna información sobre la longitud del sarcómero. Dados los desplazamientos asociados, es probable que los sarcómeros de esta región se alargaron durante la fase contráctil. De acuerdo con esta especulación, las longitudes promedio del sarcómero en el lado derecho de la trabécula se acortan durante ese período. Al combinar la información proporcionada por cada uno de los paneles, parece que la región con el área transversal más grande no produce la fuerza más significativa. Suponendo que la variación regional de los transitorios de Ca2+ tenga un gradiente aproximadamente suave, la Figura 8B indica que la mayor amplitud de Ca2+ transitoria ocurre en algún lugar entre 1300 μm y 1600 μm a lo largo de la trabécula. El mapa de desplazamiento indica que la región que sufre el menor movimiento se alinea bien con el pico Ca2+ transitorio. Sin embargo, esta región tiene las áreas transversales más pequeñas de la muestra. Con estos datos en mente, se podría inferir que esta región generó el mayor estrés.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62799/62799fig01.jpg"> Figura 1: Imagen anotada del cardiomiómetro. Se describe cada uno de los principales componentes ópticos. El recuadro contiene un primer plano, retrovisor, del objetivo del microscopio in situ,debajo de la cámara de medición. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62799/62799fig01large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62799/62799fig02.jpg"> Figura 2: Vía óptica para microscopía simultánea de campo brillante y fluorescencia. La fuente de iluminación para el microscopio de fluorescencia es una lámpara de arco de xenón, cuyo rendimiento cambia cíclicamente entre 340 nm, 365 nm y 380 nm de luz. La trayectoria de salida de la lámpara de arco contiene un espejo dicroico con una longitud de onda de corte de 409 nm que refleja la luz UV en un espejo que dirige la luz hacia un objetivo de microscopio de fluorescencia. La lente enfoca la luz de excitación en la muestra y recoge la luz emitida, que tiene una longitud de onda más larga de 510 nm. Esta luz emitida pasa a través del primer espejo dicroico, pero no por el segundo, ya que tiene una longitud de onda de corte de 552 nm. A continuación, una lente de campo enfoca la luz reflejada en el sensor del PMT. Mientras tanto, la fuente de iluminación (LED de 660 nm) para el microscopio de campo brillante se encuentra sobre la muestra. La luz transmitida se enfoca en la muestra mediante una lente de condensador, y el objetivo de fluorescencia de 20× captura la imagen de transmisión resultante. La longitud de onda utilizada para la iluminación de campo brillante excede la longitud de onda de corte de cada espejo dicroico, por lo que pasa a través de ambos antes de que la imagen se enfoque en el sensor de una cámara CMOS. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62799/62799fig02large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62799/62799fig03.jpg"> Figura 3: Diseño del soporte de la cámara de medición. (A) Vista isométrica del soporte de la cámara de medición con trayectorias ópticas superpuestas. La iluminación de campo brillante se produce desde la superficie superior (ejez); La iluminación de fluorescencia se produce desde la superficie inferior (ejez),y la señal OCT del brazo de medición es ortogonal al otro eje de iluminación (ejey). Durante el experimento, dos ganchos de platino sostienen una trabécula dentro de un tubo capilar de vidrio que funciona como la cámara de medición. Los motores de bobina de voz controlan cada gancho y sus posiciones se miden mediante interferometría láser. La posición actual se compara con un punto de ajuste definido por el usuario y, utilizando un controlador PID codificado dentro de una FPGA, el error se minimiza. (B) Cámara de medición in situ con la iluminación de campo brillante encendida. La vista posterior se muestra en el recuadro de la Figura 1 . (C) Esquema del flujo de superfusado a través del soporte de la cámara de medición. El superfusado entra en la parte posterior del bloque y fluye en la dirección indicada por las flechas. Los electrodos aguas arriba y aguas abajo establecen la estimulación de campo para provocar la contracción de una trabécula montada en la cámara de medición. El sombreado azul indica las regiones donde fluye el superfusado durante un experimento. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62799/62799fig03large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62799/62799fig04.jpg"> Figura 4: Panel frontal del software de adquisición y control de imágenes. ( A )Interfazde usuario de imágenes Brightfield. (B) Interfaz de usuario de imágenes OCT. (C) Interfaz de usuario de control de hardware. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62799/62799fig04large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62799/62799fig05.jpg"> Figura 5: Protocolo de disección y montaje de la trabécula. ( A )Corazónde rata perfundido por Langendorff en la cámara de disección. (B ) El mismo corazón con las aurículas eliminadas. Las líneas discontinuas indican la trayectoria de escisión para abrir los ventrículos. (C) Un corazón abierto para exponer el interior de ambos ventrículos. El cuadro discontinuo indica la región donde normalmente se encuentran las trabéculas. (D) Región de la pared ventricular derecha extirpada (la misma que indica el recuadro discontinuo en C). Las líneas discontinuas resaltan tres trabéculas. (E) Una trabécula seleccionada de las tres en D. (F) La trabécula del panel E con el tejido de la pared eliminado. (G) La trabécula aislada en el extremo de una jeringa de 1 ml. (H) La trabécula en la cámara de montaje. (I) La trabécula montada entre dos ganchos de platino. (J) La trabécula, montada entre ganchos, dentro de la cámara de medición (Figura 3B). La mancha verde es un artefacto del primer filtro dicroico. (K) Ángulo secundario de la trabécula montada dentro de la cámara de medición. La distancia entre la trabécula y la lente del objetivo del microscopio es de aproximadamente 1 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62799/62799fig05large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62799/62799fig06.jpg"> Figura 6: Dependencia de la posición de la medición de la fuerza. La fuerza producida por el músculo desde cada una de las posiciones de imagen(n = 7) superpuesta. La producción media de fuerza activa fue de 0,527 mN ± 0,003 mN, tiempo hasta el 50 % de contracción 77,1 ms ± 0,3 ms, y tiempo hasta el 50 % de relajación 328,1 ms ± 0,9 ms (todos los datos se presentan como la media ± SE). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62799/62799fig06large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62799/62799fig7v2.jpg"> Figura 7: Análisis de imágenes OCT. (A) Ejemplo de segmentación WEKA. La sección transversal segmentada del músculo se resalta en rojo y el fondo se resalta en verde. (B) Vista superior de los datos brutos de C-scan de una trabécula. La línea en ángulo brillante hacia la parte superior de la imagen es el reflejo de la pared de la cámara de medición. (C) Vista lateral de los datos brutos de C-scan de una trabécula. (D) Vista superior de los datos segmentados de la PTU. (E) Vista lateral de los datos segmentados de los PTU. (F) El área de sección transversal a lo largo de la longitud de la trabécula ( ejex)a través del tiempo (eje y). El área transversal promedio a lo largo de la longitud muscular fue de 0.0326 mm2 ± 0.0005 mm2 (promedio ± S.E.) (G) Una malla de la trabécula. La malla se ha alineado aproximadamente con la gráfica de área de sección transversal del panel F. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62799/62799fig7v2lage.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 8" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62799/62799fig08.jpg"> Figura 8: Análisis de imágenes de campo brillante y fluorescencia. (A) Imagen cosida (siete ventanas de imagen) de la trabécula. (B) Ca2+ transitorios a lo largo de la longitud de la trabécula. (C) Desplazamiento xpromedio de cada ventana de imagen. Un desplazamiento positivo representa un movimiento hacia la derecha y negativo hacia la izquierda. (D) Longitudes medias de sarcómeros de cada ventana de imagen que tenía el contraste de imagen necesario. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62799/62799fig08large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
Tabla 1: Tabla de soluciones <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62799/Tables_of_solutions.xlsx" target="_blank">Haga clic aquí para descargar esta tabla.</a>

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Simultaneous Brightfield, Fluorescence, and Optical Coherence Tomographic Imaging of Contracting Cardiac Trabeculae Ex Vivo

Este protocolo presenta una colección de datos geométricos de sarcómeros, calcio y macroscópicos de una trabécula cardíaca que se contrae activamente ex vivo. Estas mediciones simultáneas son posibles gracias a la integración de tres modalidades de imagen.

Imágenes tomográficas simultáneas de campo brillante, fluorescencia y coherencia óptica de trabéculas cardíacas contacciones ex vivo

In cardiac muscle, intracellular Ca2+ transients activate contractile myofilaments, causing contraction, macroscopic shortening, and ...

El objetivo general de este procedimiento es demostrar la integración de tres sistemas de imágenes en un solo dispositivo, lo que permite una medición simultánea de la función mecánica, la dinámica iónica y el cambio geométrico del tejido cardíaco que se contrae. Específicamente, medimos la producción de fuerza del tejido, los transitorios de calcio, los desplazamientos locales y el cambio de forma. La combinación de estas modalidades de imágenes puede ayudar a responder preguntas clave en la enfermedad cardíaca, con importantes implicaciones para el desarrollo de estrategias de tratamiento efectivas.La principal ventaja de esta técnica es que nos permite estudiar la heterogeneidad de la actividad muscular. El dispositivo utilizado en este protocolo contiene tres sistemas de imágenes capaces de obtener imágenes de la misma muestra, un microscopio de campo brillante, un microscopio de fluorescencia y un tomógrafo de coherencia óptica. Se utilizan una serie de espejos dicroicos para separar la emisión de fluorescencia y la imagen de transmisión de campo brillante.Las características fundamentales de este dispositivo son dos ganchos de montaje accionados de forma independiente, una cámara de medición con tres ejes ópticamente claros y una línea de disparo externa que sincroniza las cámaras de campo brillante y OCT con un estimulador. En este video, demostramos cómo aislar, preparar e obtener imágenes de las trabéculas cardíacas y presentamos algunos resultados representativos. Después de extirpar un corazón de una rata anestesiada, transfiéralo a la cámara de disección.Usando dos forrceps curvas, tire de la aorta sobre la cánula de perfusión. Mantenga la aorta en su lugar con un forcep. Mientras tanto, abra la línea de tubería para permitir que la solución de disección fluya a través de la cánula de perfusión.Una vez que la vasculatura coronaria se elimina de sangre y el corazón está completamente perfundido con solución de disección, asegure la aorta en su lugar con una sutura. Coloque el corazón girando la cánula para que la arteria coronaria izquierda sea visible en la superficie superior. Fije el ápice del corazón en la parte inferior de la cámara de disección.Corta ambas aurículas. Corte a lo largo del lado derecho del tabique hasta el ápice del corazón. Fije el ventrículo izquierdo abierto a la base de la cámara de disección.Luego, cortando a lo largo del lado izquierdo del tabique, abra el ventrículo derecho y clavelo también en la base de la cámara de disección. Identifique una trabécula libre en el ventrículo derecho. Usando las tijeras de resorte y un forcep, corte el tejido de la pared que rodea la trabécula.Luego, corte el tejido de la pared por la mitad, ortogonal a la dirección de la trabécula. Recorte el tejido de la pared hasta que su dimensión sea adecuada para la configuración de montaje utilizada. Deje la trabécula extirpada en la cámara de disección.Enjuague el agua caliente, el agua destilada y luego la solución de superfusado a través de la cámara de medición. Encienda la fuente de luz del microscopio de campo brillante y presione F1 para habilitar la captura. Ajuste manualmente el gancho aguas abajo hasta que esté centrado en la imagen de campo brillante.Haga clic en cero eje descendente y, a continuación, deshabilite la opción descendente para habilitar el motor. Mueva el control deslizante del punto de ajuste descendente hasta que el final del enlace se alinee con el borde de la región predeterminada de interés. Vuelva a poner a cero el eje descendente y, a continuación, mueva el control deslizante del punto de consigna descendente a 1.000.Repita el proceso con el gancho ascendente, pero no mueva el control deslizante del punto de consigna ascendente después de volver a poner a cero el eje ascendente. Haga clic en Mover al montaje. Inicie el sistema de iluminación de fluorescencia alternando el interruptor de la lámpara antes de encender rápidamente los subsistemas del controlador alternando el interruptor principal.Cambie el modo operativo a turbo blanking presionando el botón de modo en el panel frontal, seguido de dos, luego uno. Presione el botón en línea para habilitar el control externo. Pausar el flujo de superfusado a través de la cámara de medición.Llene la cámara de montaje con solución de disección. Usando una jeringa de un mililitro, transporte la trabécula desde la cámara de disección hasta la cámara de montaje. Permita que la trabécula descienda a la cámara de montaje a través de la gravedad.Baje el nivel de fluido en la cámara de montaje para que esté nivelado con la sección media de los ganchos. Ajuste la distancia entre los ganchos para reflejar la longitud de holgura de la trabécula moviendo el control deslizante del punto de consigna aguas abajo. Usando un microscopio para ayudar a la visualización, agarre ligeramente una de las piezas de tejido final con forrceps y móntela en el gancho aguas arriba.Monte la otra pieza de tejido final en el gancho aguas abajo. Una vez montada de forma segura, mueva la trabécula de nuevo a la cámara de medición presionando move to chamber y reanude el flujo de superfusado. Establezca la frecuencia del estímulo en uno, la duración del estímulo en 10 y el voltaje del estímulo en 10.Comience la estimulación presionando el estímulo. Encienda el sistema de iluminación de campo brillante. Presione F1 y seleccione una región de interés que encierra un área estriada de la interfaz de usuario.Haga clic en Calcular la longitud del sarcómero para calcular la longitud media del sarcómero en la región resaltada. Aumente la longitud muscular hasta que la longitud promedio del sarcómero sea de aproximadamente 2,32 micras. Mueva el músculo ajustando el control deslizante del punto de ajuste central en la pestaña de control central y de separación para que el borde del gancho aguas abajo sea visible dentro de la imagen de campo brillante.Recopile la información de fluorescencia para 10 contracciones. Aumente el valor del punto de consigna central en 200 y recopile otras 10 contracciones de información de fluorescencia. Repita este proceso hasta que la imagen de campo brillante contenga el gancho aguas arriba.Recopile el valor de la ventana final de información de fluorescencia. Devuelva la trabécula a una posición central estableciendo el valor del punto de consigna central en cero. Reduzca la frecuencia de estímulo a 0,2 Hertz y cambie del superfusado K-H a la solución de carga Fura-2.Mida la señal de fluorescencia cada 10 minutos. Visualice la señal en la pestaña de señal PMT. Después de que la señal de 360 nanómetros haya aumentado en un factor de 10, devuelva la frecuencia del estímulo a un Hertz y vuelva a la solución de superfusato K-H.Verifique la medición de la relación cada 10 minutos hasta que la señal se estabilice, momento en el cual puede comenzar la recopilación de datos. Devuelva el músculo a la posición donde el borde del gancho aguas abajo está presente dentro de la imagen de campo brillante. Capture la información de fluorescencia haciendo clic en Habilitar fuente de fluorescencia.Comience a transmitir datos de hardware. En la interfaz de usuario de imágenes de campo brillante, establezca el modo de captura en disparador externo, aumente la velocidad de fotogramas a 100 Hertz y establezca el número de imágenes a capturar en 100. Pulse control-shift-S, seguido de F1, para registrar los datos de imágenes de campo brillante para esta ventana.Aumente el valor del punto de consigna central en 200 y repita el proceso de captura de campo brillante. Continúe con el protocolo de escaneo hasta que se hayan recopilado los datos de imagen para la ventana final. Devuelva la trabécula a una posición central estableciendo el valor del punto de consigna central en cero.Encienda la fuente de iluminación OCT girando la tecla maestra, presionando el botón de encendido, seguido del botón SLDs. Cubra el cabezal del galvanómetro y haga clic en obtener fondo para medir el patrón de interferencia de fondo y restarlo de la medición. Establezca el modo de captura de imágenes en vista en vivo.Centra la trabécula en los ejes X e Y ajustando los valores de desplazamiento X e Y. Con la trabécula centrada, escanee a lo largo del eje Y ajustando la posición Y para encontrar las posiciones correspondientes a los ganchos aguas arriba y aguas abajo. Tenga en cuenta estas posiciones hacia abajo.Establezca el rango Y en la diferencia absoluta entre estos valores divididos por 10. Establezca el modo de captura de imagen en estímulo activado, rango X a 100 y haga clic en el botón Establecer parámetros activos. Haga clic en transmitir datos y, a continuación, en Adquirir.Para capturar la información regional de calcio y campo brillante para toda la longitud de la trabécula presentada aquí, se requirieron siete posiciones musculares. Esta cifra de la fuerza promedio de cada una de las posiciones superpuestas sugiere que la fuerza de contracción no fue perturbada por este movimiento, revelando que no había dependencia de la posición del acto de producción de fuerza. Estos escaneos recolectados mediante tomografía de coherencia óptica a una velocidad de 100 Hertz se segmentaron utilizando el complemento ImageJ, Weka.Cada sección transversal aparece distorsionada debido a la diferencia entre las resoluciones lateral y de profundidad. Esto se corrigió escalando cada eje de forma independiente con su respectiva resolución. Después de escalar la C-scan cruda de la trabécula, el músculo es aproximadamente cilíndrico.El reflejo de la pared de la cámara de medición a veces puede superponerse con los datos musculares, pero el software de segmentación se puede entrenar para dar cuenta de esto. Una vez segmentado, el área de la sección transversal a lo largo de la longitud del músculo se puede calcular a lo largo de la contracción. Tenga en cuenta que esta trabécula en particular tiene una rama pequeña.El movimiento de la rama es evidente aproximadamente a mitad de camino a lo largo de la trabécula. Finalmente, las imágenes segmentadas se pueden convertir en mallas para ayudar a la construcción de modelos geométricos. Los datos de imagen capturados en cada una de las siete posiciones a una velocidad de 100 fotogramas por segundo se unieron para crear una sola imagen completa de la trabécula.La proporción de la fluorescencia omitida asociada con la luz de excitación de 340 y 380 nanómetros se correlaciona con el calcio intracelular después de que la trabécula se haya cargado con Fura-2. El promedio de 10 transitorios de calcio intracelulares de cada ventana están alineados con la región en la que se les extrayó. Mientras que el pico de los transitorios para esta trabécula parece razonablemente consistente, el calcio diastólico se redujo a lo largo de su longitud.Del mismo modo, los resultados del seguimiento del desplazamiento y los cálculos de la longitud del sarcómero también indican la presencia de variabilidad regional. La técnica de seguimiento sin marcadores utilizada es capaz de calcular el desplazamiento de cada píxel. La idoneidad de las estimaciones de longitud del sarcómero se probó en función de la anchura y amplitud del ajuste gaussiano a la señal FFT.Estas condiciones no se cumplieron en la región muscular entre cero y 500 micras, por lo que no se pudo calcular allí ninguna información sobre la longitud del sarcómero. Dados los desplazamientos asociados, es probable que los sarcómeros de esta región se alargaran durante la fase contráctil de la contracción. Después de ver este video, debe tener una buena comprensión de cómo aislar las trabéculas cardíacas y prepararlas para imágenes multimodales de manera confiable.Este proceso establece una vía para recopilar un conjunto de datos necesarios para la construcción de modelos de elementos finitos fisiológicamente informados de la contracción del tejido cardíaco.

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Simultaneous Brightfield, Fluorescence, and Optical Coherence Tomographic Imaging of Contracting Cardiac Trabeculae Ex Vivo

High Resolution 3D Imaging of Ex-Vivo Biological Samples by Micro CT

High Resolution 3D Imaging of Ex-Vivo Biological Samples by Micro CT

3D de alta resolución de imagen de Ex-Vivo Muestras Biológicas por Micro CT

Non-destructive volume visualization can be achieved only by tomographic techniques, of which the most efficient is the x-ray micro computerized ...

Investigación

Bioingeniería

Three-dimensional Optical-resolution Photoacoustic Microscopy

Tridimensional óptico resolución microscopía fotoacústica

Optical microscopy, providing valuable insights at the cellular and organelle levels, has been widely recognized as an enabling biomedical technology. As ...

Optical Frequency Domain Imaging of Ex vivo Pulmonary Resection Specimens: Obtaining One to One Image to Histopathology Correlation

Optical Frequency Domain Imaging of Ex vivo Pulmonary Resection Specimens: Obtaining One to One Image to Histopathology Correlation

Frecuencia de imagen óptica de dominio de<em&gt; Ex vivo</em&gt; Piezas de resección pulmonar: Obtención de One to One de imagen para estudio histopatológico de correlación

Lung cancer is the leading cause of cancer-related deaths1. Squamous cell and small cell cancers typically arise in association with the conducting ...

Integrated Photoacoustic Ophthalmoscopy and Spectral-domain Optical Coherence Tomography

La oftalmoscopia integrado fotoacústica y Spectral-tomografía de coherencia óptica de dominio

Both the clinical diagnosis and fundamental investigation of major ocular diseases greatly benefit from various non-invasive ophthalmic imaging ...

Wideband Optical Detector of Ultrasound for Medical Imaging Applications

Banda ancha Detector óptico de ultrasonido para aplicaciones de imágenes médicas

Optical sensors of ultrasound are a promising alternative to piezoelectric techniques, as has been recently demonstrated in the field of optoacoustic ...

Imaging Denatured Collagen Strands In vivo and Ex vivo via Photo-triggered Hybridization of Caged Collagen Mimetic Peptides

Imaging Denatured Collagen Strands In vivo and Ex vivo via Photo-triggered Hybridization of Caged Collagen Mimetic Peptides

Imaging desnaturalizadas colágeno Strands<em&gt; En vivo</em&gt; Y<em&gt; Ex vivo</em&gt; A través de Photo-desencadenada Hibridación de Caged colágeno Mimetic Péptidos

Collagen is a major structural component of the extracellular matrix that supports tissue formation and maintenance. Although collagen remodeling is an ...

Fluorescence-quenching of a Liposomal-encapsulated Near-infrared Fluorophore as a Tool for In Vivo Optical Imaging

Fluorescence-quenching of a Liposomal-encapsulated Near-infrared Fluorophore as a Tool for In Vivo Optical Imaging

Fluorescencia de extinción de un fluoróforo encapsulada en liposomas en infrarrojo cercano como herramienta para<em&gt; En Vivo</em&gt; Imagen Óptico

Optical imaging offers a wide range of diagnostic modalities and has attracted a lot of interest as a tool for biomedical imaging. Despite the enormous ...

Using Extraordinary Optical Transmission to Quantify Cardiac Biomarkers in Human Serum

Uso de transmisión óptica extraordinaria para cuantificar marcadores cardíacos en suero humano

For a biosensing platform to have clinical relevance in point-of-care (POC) settings, assay sensitivity, reproducibility, and ability to reliably monitor ...

Switchable Acoustic and Optical Resolution Photoacoustic Microscopy for In Vivo Small-animal Blood Vasculature Imaging

Switchable Acoustic and Optical Resolution Photoacoustic Microscopy for In Vivo Small-animal Blood Vasculature Imaging

Microscopía fotoacústica de resolución óptica y acústica conmutable para<em&gt; In Vivo</em&gt; Imágenes de vasos sanguíneos de pequeños animales

Photoacoustic microscopy (PAM) is a fast-growing invivo imaging modality that combines both optics and ultrasound, providing penetration beyond the ...

Multimodal Volumetric Retinal Imaging by Oblique Scanning Laser Ophthalmoscopy (oSLO) and Optical Coherence Tomography (OCT)

Multimodal Volumetric Retinal Imaging by Oblique Scanning Laser Ophthalmoscopy oSLO and Optical Coherence Tomography OCT

Multimodal volumétrica retina imágenes por exploración oblicua oftalmoscopia de láser (oSLO) y tomografía de coherencia óptica (OCT)

While fluorescence imaging is widely used in ophthalmology, a large field of view (FOV) three-dimensional (3D) fluorescence retinal image is still a big ...