Name: in vivo methods to assess retinal ganglion cell and optic nerve function and structure in large animals
Uploaded: 2022-02-26T13:00:00
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Cette étude a été financée par les subventions suivantes : National Key R&D Program of China (2021YFA1101200); Projet de recherche médicale de Wenzhou (Y20170188), Programme national clé de R&D de Chine (2016YFC1101200); Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (81770926;81800842); Programme clé de R&D de la province du Zhejiang (2018C03G2090634); et le programme clé de R&D de l’hôpital ophtalmologique de Wenzhou (YNZD1201902). Le promoteur ou l’organisme de financement n’a joué aucun rôle dans la conception ou la conduite de cette recherche.

Les expériences ont été menées en stricte conformité avec les directives ARRIVE et le guide des National Institutes of Health pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire, et respectent les protocoles approuvés par le Comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux de l’Université médicale de Wenzhou (WMU) et du laboratoire Joinn (Suzhou). Les chèvres Saanen mâles, âgées de 4 à 6 mois et pesant de 19 à 23 kg, étaient hébergées dans l’animalerie de l’UMM. Les macaques rh...

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	<li>Benowitz, L., Yin, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rewiring+the+injured+CNS:+lessons+from+the+optic+nerve.">Rewiring the injured CNS: lessons from the optic nerve.</a> Experimental Neurology. 209 (2), 389-398 (2008).</li><li>Park, K. 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L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Indirect+traumatic+optic+neuropathy.">Indirect traumatic optic neuropathy.</a> Military Medical Research. 3, 2 (2016).</li><li>Zhang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+evaluation+of+retinal+ganglion+cells+and+optic+nerve's+integrity+in+large+animals+by+multi-modality+analysis.">In vivo evaluation of retinal ganglion cells and optic nerve's integrity in large animals by multi-modality analysis.</a> Experimental Eye Research. 197, 108117 (2020).</li><li>Tolbert, W. 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A., Vianna, J. R., Chauhan, B. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessing+retinal+ganglion+cell+damage.">Assessing retinal ganglion cell damage.</a> Eye. 31 (2), 209-217 (2017).</li><li>Schuman, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+coherence+tomography+and+histologic+measurements+of+nerve+fiber+layer+thickness+in+normal+and+glaucomatous+monkey+eyes.">Optical coherence tomography and histologic measurements of nerve fiber layer thickness in normal and glaucomatous monkey eyes.</a> Investigative Ophthalmology &amp; Visual Science. 48 (8), 3645-3654 (2007).</li><li>You, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improving+reproducibility+of+VEP+recording+in+rats:+electrodes,+stimulus+source+and+peak+analysis.">Improving reproducibility of VEP recording in rats: electrodes, stimulus source and peak analysis.</a> Documenta Ophthalmologica. 123 (2), 109-119 (2011).</li><li>Odom, J. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=ISCEV+standard+for+clinical+visual+evoked+potentials:+(2016+update).">ISCEV standard for clinical visual evoked potentials: (2016 update).</a> Documenta Ophthalmologica. 133 (1), 1-9 (2016).</li><li>Zhang, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Silicone+oil-induced+ocular+hypertension+and+glaucomatous+neurodegeneration+in+mouse.">Silicone oil-induced ocular hypertension and glaucomatous neurodegeneration in mouse.</a> eLife. 8, 45881 (2019).</li><li>Seidman, S. H., Telford, L., Paige, G. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vertical,+horizontal,+and+torsional+eye+movement+responses+to+head+roll+in+the+squirrel+monkey.">Vertical, horizontal, and torsional eye movement responses to head roll in the squirrel monkey.</a> Experimental Brain Research. 104 (2), 218-226 (1995).</li><li>Porciatti, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+mouse+pattern+electroretinogram.">The mouse pattern electroretinogram.</a> Documenta Ophthalmologica. 115 (3), 145-153 (2007).</li></ol>

Dans cette étude, nous présentons un protocole de VEP, PERG et OCT chez le macaque de chèvre et de rhésus. Ces méthodes in vivo peuvent être appliquées dans de grands modèles animaux de diverses neuropathies optiques, telles que le glaucome, la neuropathie optique ischémique ou traumatique et la névrite optique9.
Le PVEP est plus stable et sensible que le FVEP17 ; cependant, il ne peut pas être obtenu chez la <sup class="xref"...

Le nerf optique (ON), qui est constitué d’axones des cellules ganglionnaires de la rétine (RGC), transmet le signal visuel de la rétine au cerveau. Les maladies onéreuses, comme le glaucome, la neuropathie optique traumatique ou ischémique, ont souvent causé une dégénérescence irréversible de l’ON/RGC et une perte visuelle dévastatrice. Bien qu’il existe actuellement de nombreuses percées dans la régénération des ON et la protection RGC dans les modèles de rongeurs1,2,3,4,5,6, les traitements cliniques pour la plupart des maladies on sont restés essentiellement les mêmes au cours du dernier demi-siècle avec des résultats insatisfaisants7,8 . Pour combler le fossé entre la recherche fondamentale et la pratique clinique, les études translationnelles utilisant de grands modèles animaux de maladies ON sont souvent nécessaires et bénéfiques en raison de leur similitude anatomique plus étroite avec les humains que les modèles de rongeurs.
Les macaques de chèvre et les macaques rhésus sont deux grandes espèces animales utilisées dans notre laboratoire pour modéliser la maladie ON humaine. La taille du globe oculaire d’une chèvre, ON, et de la structure adjacente (cavité orbitale et nasale, base du crâne, etc.) est similaire à celle d’un humain sur la base de la tomodensitométrie du crâne9. En tant que tel, le modèle de chèvre offre l’occasion d’évaluer et d’affiner les dispositifs thérapeutiques ou les procédures chirurgicales avant leur utilisation chez l’homme. Le macaque rhésus, en tant que primate non humain (PSN), a un système visuel unique semblable à celui de l’homme qui n’existe pas chez d’autres espèces10,11. De plus, les réponses physiopathologiques aux blessures et aux traitements dans les PSN sont très similaires à celles des humains12.
Les essais in vivo visant à évaluer longitudinalement la structure et la fonction de l’ON et du RGC sont importants dans les études sur de grands animaux. L’électrorétinogramme de modèle (PERG) a été utilisé pour évaluer la fonction RGC. Le potentiel évoqué visuel flash (FVEP) reflète l’intégrité de la voie rétino-géniculo-corticale dans le système visuel. Ainsi, PERG combiné avec FVEP peut refléter la fonction ON9,13,14 . L’imagerie par tomographie par cohérence optique rétinienne (OCT) peut montrer la structure rétinienne avec une résolution temporelle et spatiale élevée, ce qui permet de mesurer l’épaisseur du complexe ganglionnaire rétinien (CCG)9,15. Pour les examens électrophysiologiques de cette étude, la surveillance des signes vitaux (taux de chaleur, taux de rupture, pression artérielle) et du niveau de saturation en oxygène (SpO2) avant les tests est cruciale car ces paramètres ont des impacts puissants sur le flux sanguin oculaire et donc sur la fonction du système visuel. Cependant, nous n’avons pas surveillé les signes vitaux lors de la réalisation de l’imagerie rétinienne OCT par souci de simplicité. Selon notre étude précédente9, l’épaisseur du CCG mesurée par imagerie rétinienne OCT est assez stable, avec un coefficient de variation inter-session proche de 3%. Ces tests in vivo chez le macaque caprin et le macaque rhésus ont été décrits en détail dans notre étude précédente9. Nous présentons ici ces méthodes pour aider à augmenter la transparence expérimentale et la reproductibilité.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>47.6 x 26.8 cm monitors</td>
			<td>DELL Inc.</td>
			<td>E2216HV</td>
			<td>The visual stimuli of contrast-reversal black-white checkerboards were displayed on screens</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6.0 mm tracheal tube</td>
			<td>Henan Tuoren Medical Device Co., Ltd</td>
			<td>PVC 6.0</td>
			<td>ensure the airway</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>alligator clip</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>atropine</td>
			<td>Guangdong Jieyang Longyang Animal pharmaceutical Co.,Ltd.</td>
			<td></td>
			<td>reduce bronchial secretion and protect heart from vagal nerve activation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Carbomer Eye Gel</td>
			<td>Fabrik GmbH Subsidiary of Bausch &#38; Lomb</td>
			<td></td>
			<td>moisten the cornea and stabilize the recording electrodes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ERG-Jet recording electrodes</td>
			<td>Roland Consult Stasche&#38;Finger GmbH</td>
			<td>2300 La Chaux-De-Fonds</td>
			<td>ERG recording</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>eye speculum</td>
			<td>Shanghai Jinzhong Medical Device Co., Ltd</td>
			<td>ZYD020</td>
			<td>open palpebral fissure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heidelberg Spectralis OCT system</td>
			<td>Heidelberg Engineering</td>
			<td></td>
			<td>OCT system</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Imaging</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>(https://www.heidelbergengineering.com/media/e-learning/Totara-US/files/pdf-tutorials/2238-003_Spectralis-Training-Guide.pdf)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>isoflurane</td>
			<td>RWD Life Science Co., Ltd</td>
			<td>R510-22</td>
			<td>isoflurane anesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>male Saanen goats</td>
			<td>Caimu Livestock Company, country (Hangzhou, China)</td>
			<td></td>
			<td>The male Saanen goats, aged from 4 to 6 months with weight of 19&#8211;23 kg</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>needle electrode</td>
			<td>Roland Consult Stasche&#38;Finger GmbH</td>
			<td>U51-426-G-D</td>
			<td>use for FVEP ground electrode and PERG reference electrodes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>periphery venous catheter intravenously</td>
			<td>BD shanghai Medical Device Co., Ltd</td>
			<td>383019</td>
			<td>intravenous access for atropine and propofol</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>propofol</td>
			<td>Xian Lipont Enterprise Union Management Co.,Ltd.</td>
			<td></td>
			<td>induce Isoflurane anesthesia in goat</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tropicamide Phenylephrine Eye Drops</td>
			<td>SANTEN OY, Japan</td>
			<td></td>
			<td>5% tropicamide and 5% phenylephrine hydrochloride</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>visual electrophysiology device</td>
			<td>Gotec Co., Ltd</td>
			<td>GT-2008V-III</td>
			<td>use for FVEP &#38; PERG</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>xylazine</td>
			<td>Huamu Animal Health Products Co., Ltd.</td>
			<td></td>
			<td>xylazine anesthesia: intramuscular injection of xylazine 3mg/kg</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>zoletil50</td>
			<td>Virbac</td>
			<td></td>
			<td>induce Isoflurane anesthesia in monkey</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

in vivo methods to assess retinal ganglion cell and optic nerve function and structure in large animals

Le nerf optique recueille les signaux axones des cellules ganglionnaires de la rétine et transmet le signal visuel au cerveau. Les grands modèles animaux de lésion du nerf optique sont essentiels pour traduire de nouvelles stratégies thérapeutiques des modèles de rongeurs à l’application clinique en raison de leurs similitudes plus étroites avec les humains en taille et en anatomie. Nous décrivons ici quelques méthodes in vivo pour évaluer la fonction et la structure des cellules ganglionnaires rétiniennes (CGR) et du nerf optique (ON) chez les grands animaux, y compris le potentiel évoqué visuel (VEP), l’électrorétinogramme de motif (PERG) et la tomographie par cohérence optique (OCT). Des primates caprins et non humains ont été utilisés dans cette étude. En présentant ces méthodes in vivo étape par étape, nous espérons augmenter la reproductibilité expérimentale entre différents laboratoires et faciliter l’utilisation de grands modèles animaux de neuropathies optiques.

La figure 1A montre des résultats représentatifs du FVEP chez la chèvre. Bien que les formes d’onde de même intensité de flash aient une similitude relative, nous recommandons toujours d’examiner les formes d’onde deux fois. Les ondes électromagnétiques générées par les appareils électroniques interféreront avec les signaux électriques collectés, ce qui entraînera un bruit de base élevé et une mauvaise répétabilité de la forme d’onde. Par conséquent, il est recom...

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In Vivo Methods to Assess Retinal Ganglion Cell and Optic Nerve Function and Structure in Large Animals

Nous démostosons ici plusieurs tests in vivo (potentiel évoqué visuel flash, électrorétinogramme de motif et tomographie par cohérence optique) chez le macaque caprin et rhésus pour comprendre la structure et la fonction du nerf optique et de ses neurones.

In vivo Méthodes d’évaluation de la fonction et de la structure des cellules ganglionnaires rétiniennes et du nerf optique chez les grands animaux

The optic nerve collects axons signals from the retinal ganglion cells and transmits visual signal to the brain. Large animal models of optic nerve injury ...

Bonjour à tous. Il s’agit de Yikui Zhang de l’hôpital ophtalmologique de Wenzhou. Le nerf supérieur manque d’Exxons des cellules ganglionnaires de l’orexine, puis transmet le signal visuel au cerveau.Un modèle plus large de lésion du nerf supérieur est essentiel pour traduire le nouveau traitement du modèle robotique à l’application lymphatique. Ici, nous décrivons quelques méthodes in vivo pour évaluer la structure et la fonction des cellules ganglionnaires de l’orexine dans le nerf supérieur chez les grands animaux. En présentant cette méthode étape par étape, nous espérons augmenter les handicaps reproductifs expérimentaux et faciliter l’utilisation de modèles plus larges de névrose optique.Rasez le avec un rasoir électronique. Et, préparez-le avec 70% d’alcool trois fois, pour nettoyer la peau et exposer la veine sous-cutanée. Insérez une roulette veineuse périphérique par voie intraveineuse.Ensuite, gouttez à goutte l’atropine et le propofol. Intuber la chèvre avec un tube trachéal de six millimètres et se connecter à un respirateur artificiel. L’anesthésie a été maintenue avec 3,5% d’isoflurane dans l’oxygène à un débit géré constant de deux litres.Placez le capteur de température sous la langue de la chèvre. Coupez la saturation en oxygène à l’extrémité proximale de l’oreille de chèvre. Attachez le brassard de pression artérielle à la base de la cuisse.Serrez l’ECG sur les membres dans l’ordre. Ensuite, nous pouvons surveiller les indicateurs vitaux de la chèvre. Rasez les cheveux et désinfectez la peau avec de la bétadine et 70% d’alcool trois fois au centre de l’os frontal.Ouvrez le sac stérilisateur contenant les ciseaux et les ongles. Faites des incisions cutanées pour exposer le crâne avec un ciseau. Vis en acier pour implanter au centre de l’os frontal.Rasez les cheveux et désinfectez la peau avec de la bétadine et 70% d’alcool trois fois à un point médian de deux oreilles dans l’os occipital. Faites des incisions cutanées. Vis en acier pour implanter au point médian de deux oreilles dans l’os occipital.L’électrode de l’aiguille de terre est insérée par voie sous-cutanée sous la vis frontale du crâne. L’électrode active et l’électrode de référence sont reliées respectivement à des vis frontales et occipitales avec des clips en alligator pour réduire l’impuissance de l’électrode. Patch un œil.Appliquez des gouttes ophtalmiques d’anesthésie topique sur la surface oculaire. Les pupilles des deux côtés sont dilatées par des gouttes ophtalmiques mydriases. Placez la tête de la chèvre dans un stimulateur rempli de gaz dirigé vers la lumière ambulante.Placez la couverture noire sur le stimulateur et la tête de chèvre pendant cinq minutes d’adaptation. Le spéculum de la paupière est utilisé pour exposer complètement sa pupille. Vérifiez l’impuissance du tissu de l’électrode.Assurez-vous que l’impuissance est inférieure à 10 kilomètres pour chacun afin d’éviter les interférences électromagnétiques d’autres appareils électriques dans la même pièce. Vérifiez le bruit de base sans stimulation lumineuse. Démarrez l’enregistrement FVEP.Notez que l’enregistrement FVEP à chaque intensité lumineuse est effectué deux fois. Notez que humidifiez la cornée avec une déchirure artificielle si elle semble sèche. Répétez les étapes pour l’œil controlatéral.Démarrez l’enregistrement FVEP à différentes intensités lumineuses consécutivement. Pour chaque enregistrement, 64 traces sont moyennes pour donner une forme d’onde. Le premier pic positif et actif de la forme d’onde FVEP a été désigné comme P1 et N1. L’électrode de terre stérilisée est positionnée dans le lobe de l’oreille.Les électrodes actives et de référence stérilisées sont insérées par voie sous-cutanée le long de la ligne médiane et de l’os frontal et occipital respectivement. Le spéculum de la paupière est utilisé pour exposer complètement sa pupille. Patch un œil.Enregistrez consécutivement les réponses VEP de l’autre œil à différentes fréquences spatiales. Connectez-vous à l’électrode de terre avec un clip en alligator. Deux électrodes de référence à aiguille stérilisées sont placées sous la peau à un centimètre derrière le canthus latéral des deux côtés.Le spéculum de la paupière est utilisé pour exposer complètement sa pupille. Deux électrodes d’enregistrement ERG désinfectées sont centrées sur les deux cornées après application topique de déchirure artificielle. Deux stimulateurs sont placés devant chaque œil avec une distance de vision de 50 centimètres.Assurez-vous que l’impuissance est inférieure à 10 kilomètres. Suivez le bruit de base sans stimulation lumineuse. Visez la lumière ambulante.Commencez l’enregistrement ERG des deux yeux simultanément à différentes fréquences spatiales consécutivement. Enfin, retour de l’écran pour enregistrer le motif ERG sans stimulateurs visuels et un contrôle actif. Le filtre passe-bande est réglé pour aller de un à 75 Hertz pour trois modèles CPD ERG.Le filtre passe-bande est de un à 50 Hertz pour lisser la forme sans affecter son amplitude. Les premiers pics positifs et actifs sous forme d’onde sont désignés comme P1 et N1. Le motif ERG amplitude mesurée de N1 à P1.To réduire l’impuissance de l’électrode, une référence d’aiguille stérilisée est placée sous la peau frontale. Et une électrode de référence à aiguille stérilisée est placée sous la peau un centimètre derrière le canthus latéral d’un côté.Une électrode d’enregistrement ERG désinfectée est placée sur la cornée lors d’une application topique de larme artificielle. Patch un œil. Un écran est placé à une distance de visualisation de 50 centimètres.Le spéculum de la paupière est utilisé pour exposer complètement sa pupille. Ensuite, la chèvre est placée sur le repose-menton. Alignez la chèvre avec la caméra pour envoyer sa tête de nerf optique dans l’image d’ophtalmoscopie laser à balayage confocal en modifiant la position de sa tête.Cliquez sur le bouton Démarrer pour entrer dans la phase de fin de la détection. Attendez que la machine termine le chargement. Appuyez sur le bouton de démarrage jaune pour démarrer l’imagerie formelle.Ajustez le joystick pour éclairer uniformément l’image infrarouge afin d’améliorer la qualité de l’image. Faites glisser la caméra vers l’avant jusqu’à ce que l’image OCT rétinienne verticale s’affiche sur l’écran supérieur droit. Modifiez le joystick pour qu’il danse uniformément dans une image OCT rétinienne horizontale.Appuyez sur le bouton du joystick pour capter automatiquement votre image. Maintenez ce joystick enfoncé pour maintenir la qualité de l’image sur l’écran de l’image en direct jusqu’à ce que l’exécution de l’image soit terminée. Appuyez ensuite sur acquérir.Sélectionnez une photo initiale de haute qualité. Cliquez avec le bouton droit de la souris et sélectionnez Définir la référence. Appuyez sur le bouton de suivi pour permettre au programme de faire correspondre automatiquement l’analyse en cours à l’analyse de base.Une fois jumelé, appuyez sur le bouton du joystick pour activer le suivi automatique en temps réel. Cliquez sur le bouton de mesure pour accéder à la plate-forme de mesure. Choisissez la gomme comme outil et essuyez la ligne RFL, qui est automatiquement étiquetée par machine.Choisissez l’outil de dessin au trait pour tracer manuellement la frontière entre IPL et INL. Entre les lignes rouge et bleue se trouve le complexe du CCG. L’imagerie altérée de la rétine chez le macaque rhésus est réalisée en utilisant le même équipement et la même procédure que ceux utilisés chez la chèvre.La figure A montre le FVEP représentatif chez la chèvre. La figure B montre la forme d’onde ERG représentative chez la chèvre. La figure C montre le modèle représentatif FVEP chez le macaque rhésus.Et, la figure D montre le modèle représentatif de la forme d’onde ERG chez le macaque rhésus. La figure deux montre des images OCT rétiniennes représentatives autour de la tête du nerf optique et l’épaisseur du complexe GCC dans différentes régions périphériques chez la chèvre et le macaque rhésus. Le grand modèle animal joue un rôle important dans la recherche translationnelle.Dans de nombreux cas, les effets thérapeutiques prometteurs dans les modèles de petits animaux n’ont pas été traduits chez les patients humains. Dans cette étude, nous avons présenté le protocole vidéo de FVEP, PERG et OCT chez la chèvre et le macaque rhésus. Cette méthode in vivo peut être appliquée dans un modèle plus large de diverses névroses optiques, telles que le glaucome ischémique ou la neuropathie optique traumatique et la névrite optique.

Research

JoVE Journal

Neuroscience

In Vivo Methods to Assess Retinal Ganglion Cell and Optic Nerve Function and Structure in Large Animals

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Recherche

Neurosciences

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Single-cell RNA-Seq of Defined Subsets of Retinal Ganglion Cells

L&#39;ARN monocellulaire-séquentiel des sous-ensembles définis des cellules ganglionnaires rétiniennes

The discovery of cell type-specific markers can provide insight into cellular function and the origins of cellular heterogeneity. With a recent push for ...

Optical Coherence Tomography: Imaging Mouse Retinal Ganglion Cells In Vivo

Optical Coherence Tomography: Imaging Mouse Retinal Ganglion Cells In Vivo

Tomographie par cohérence optique : Imagerie souris ganglionnaires rétiniennes cellules In Vivo

Structural changes in the retina are common manifestations of ophthalmic diseases. Optical coherence tomography (OCT) enables their identification in ...

Partial Optic Nerve Transection in Rats: A Model Established with a New Operative Approach to Assess Secondary Degeneration of Retinal Ganglion Cells

Résection partielle du nerf optique chez le rat : un modèle mis en place avec une nouvelle approche du dispositif d’évaluation secondaire dégénérescence des cellules ganglionnaires rétiniennes

Previous studies have shown that the secondary degeneration of retinal ganglion cells (RGCs) occurs commonly in glaucoma. Partial optic nerve transection ...