Name: in vivo methods to assess retinal ganglion cell and optic nerve function and structure in large animals
Uploaded: 2022-02-26T13:00:00
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Diese Studie wurde durch die folgenden Zuschüsse finanziert: National Key R&D Program of China (2021YFA1101200); Medizinisches Forschungsprojekt von Wenzhou (Y20170188), National Key R&D Program of China (2016YFC1101200); Nationale Naturwissenschaftliche Stiftung Chinas (81770926;81800842); Wichtiges F&E-Programm der Provinz Zhejiang (2018C03G2090634); und Key R&D Program des Wenzhou Eye Hospital (YNZD1201902). Der Sponsor oder die Förderorganisation hatte keine Rolle bei der Gestaltung oder Durchführung dieser Forschung.

Die Experimente wurden streng in Übereinstimmung mit den ARRIVE-Richtlinien und dem Leitfaden der National Institutes of Health für die Pflege und Verwendung von Labortieren durchgeführt und entsprechen den Protokollen, die vom Institutional Animal Care and Use Committee der Wenzhou Medical University (WMU) und des Joinn Laboratory (Suzhou) genehmigt wurden. Die männlichen Saanenziegen im Alter von 4 bis 6 Monaten mit einem Gewicht von 19-23 kg wurden in der Tierhaltung der WMU untergebracht. Die männlichen Rhesusma...

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S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+coherence+tomography+and+histologic+measurements+of+nerve+fiber+layer+thickness+in+normal+and+glaucomatous+monkey+eyes.">Optical coherence tomography and histologic measurements of nerve fiber layer thickness in normal and glaucomatous monkey eyes.</a> Investigative Ophthalmology &amp; Visual Science. 48 (8), 3645-3654 (2007).</li><li>You, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improving+reproducibility+of+VEP+recording+in+rats:+electrodes,+stimulus+source+and+peak+analysis.">Improving reproducibility of VEP recording in rats: electrodes, stimulus source and peak analysis.</a> Documenta Ophthalmologica. 123 (2), 109-119 (2011).</li><li>Odom, J. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=ISCEV+standard+for+clinical+visual+evoked+potentials:+(2016+update).">ISCEV standard for clinical visual evoked potentials: (2016 update).</a> Documenta Ophthalmologica. 133 (1), 1-9 (2016).</li><li>Zhang, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Silicone+oil-induced+ocular+hypertension+and+glaucomatous+neurodegeneration+in+mouse.">Silicone oil-induced ocular hypertension and glaucomatous neurodegeneration in mouse.</a> eLife. 8, 45881 (2019).</li><li>Seidman, S. H., Telford, L., Paige, G. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vertical,+horizontal,+and+torsional+eye+movement+responses+to+head+roll+in+the+squirrel+monkey.">Vertical, horizontal, and torsional eye movement responses to head roll in the squirrel monkey.</a> Experimental Brain Research. 104 (2), 218-226 (1995).</li><li>Porciatti, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+mouse+pattern+electroretinogram.">The mouse pattern electroretinogram.</a> Documenta Ophthalmologica. 115 (3), 145-153 (2007).</li></ol>

In dieser Studie stellen wir ein Protokoll von VEP, PERG und OCT bei Ziegen und Rhesusaffen vor. Diese In-vivo-Methoden können in großen Tiermodellen verschiedener Optikusneuropathien wie Glaukom, ischämische oder traumatische Optikusneuropathie und Optikusneuritis9 angewendet werden.
PVEP ist stabiler und empfindlicher als FVEP17; es kann jedoch nicht in Ziege9 ausgelöst werden. Daher wird FVEP bei Ziegen und...

Der Sehnerv (ON), der aus Axonen der retinalen Ganglienzellen (RGC) besteht, überträgt visuelle Signale von der Netzhaut an das Gehirn. ON-Erkrankungen wie Glaukom, traumatische oder ischämische Optikusneuropathie verursachten häufig eine irreversible ON/ RGC-Degeneration und einen verheerenden Sehverlust. Obwohl es derzeit viele Durchbrüche bei der ON-Regeneration und dem RGC-Schutz in Nagetiermodellen gibt1,2,3,4,5,6, blieben die klinischen Behandlungen für die meisten ON-Erkrankungen im letzten halben Jahrhundert im Wesentlichen gleich mit unbefriedigendem Ergebnis7,8 . Um die Lücke zwischen Grundlagenforschung und klinischer Praxis zu schließen, sind translationale Studien mit Großtiermodellen von ON-Krankheiten oft notwendig und vorteilhaft, da sie anatomisch näher am Menschen sind als Nagetiermodelle.
Ziegen- und Rhesusmakaken sind zwei große Tierarten, die in unserem Labor verwendet werden, um die ON-Krankheit des Menschen zu modellieren. Die Größe des Augapfels einer Ziege, ON und der angrenzenden Struktur (Orbital- und Nasenhöhle, Schädelbasis usw.) ähnelt der eines Menschen basierend auf dem Schädel-CT-Scan9. Als solches bietet das Ziegenmodell die Möglichkeit, therapeutische Geräte oder chirurgische Verfahren vor der Anwendung beim Menschen zu bewerten und zu verfeinern. Der Rhesusaffe hat als nichtmenschlicher Primat (NHP) ein menschenähnliches einzigartiges visuelles System, das bei anderen Arten nicht existiert10,11. Darüber hinaus sind die pathophysiologischen Reaktionen auf Verletzungen und Behandlungen bei NHP denen beim Menschen sehr ähnlich12.
In-vivo-Tests zur Beurteilung der Struktur und Funktion von ON und RGC in Längsrichtung sind in Großtierstudien wichtig. Das Musterelektroretinogramm (PERG) wurde verwendet, um die RGC-Funktion zu bewerten. Flash Visual Evoked Potential (FVEP) spiegelt die Integrität des retino-geniculo-kortikalen Weges im visuellen System wider. Somit kann PERG in Kombination mit FVEP die ON-Funktion9,13,14 widerspiegeln. Die retinale optische Kohärenztomographie (OCT) kann die Netzhautstruktur mit hoher zeitlicher und räumlicher Auflösung zeigen, was die Messung der Dicke des retinalen Ganglienkomplexes (GCC) ermöglicht9,15. Für elektrophysiologische Untersuchungen in dieser Studie ist die Überwachung der Vitalparameter (Hitzerate, Bruchrate, Blutdruck) und des Sauerstoffsättigungsgrades (SpO2) vor dem Test von entscheidender Bedeutung, da diese Parameter starke Auswirkungen auf den Augenblutfluss und damit auf die Funktion des visuellen Systems haben. Der Einfachheit halber haben wir jedoch die Vitalfunktionen bei der OCT-Netzhautbildgebung nicht überwacht. Laut unserer vorherigen Studie9 ist die GCC-Dicke, die durch OCT-Netzhautbildgebung gemessen wurde, ziemlich stabil, mit einem Variationskoeffizienten zwischen den Sitzungen in der Nähe von 3%. Diese In-vivo-Tests an Ziegen- und Rhesusaffen wurden in unserer vorherigen Studie ausführlich beschrieben9. Hier stellen wir diese Methoden vor, um die experimentelle Transparenz und Reproduzierbarkeit zu erhöhen.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>47.6 x 26.8 cm monitors</td>
			<td>DELL Inc.</td>
			<td>E2216HV</td>
			<td>The visual stimuli of contrast-reversal black-white checkerboards were displayed on screens</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6.0 mm tracheal tube</td>
			<td>Henan Tuoren Medical Device Co., Ltd</td>
			<td>PVC 6.0</td>
			<td>ensure the airway</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>alligator clip</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>atropine</td>
			<td>Guangdong Jieyang Longyang Animal pharmaceutical Co.,Ltd.</td>
			<td></td>
			<td>reduce bronchial secretion and protect heart from vagal nerve activation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Carbomer Eye Gel</td>
			<td>Fabrik GmbH Subsidiary of Bausch &#38; Lomb</td>
			<td></td>
			<td>moisten the cornea and stabilize the recording electrodes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ERG-Jet recording electrodes</td>
			<td>Roland Consult Stasche&#38;Finger GmbH</td>
			<td>2300 La Chaux-De-Fonds</td>
			<td>ERG recording</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>eye speculum</td>
			<td>Shanghai Jinzhong Medical Device Co., Ltd</td>
			<td>ZYD020</td>
			<td>open palpebral fissure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heidelberg Spectralis OCT system</td>
			<td>Heidelberg Engineering</td>
			<td></td>
			<td>OCT system</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Imaging</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>(https://www.heidelbergengineering.com/media/e-learning/Totara-US/files/pdf-tutorials/2238-003_Spectralis-Training-Guide.pdf)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>isoflurane</td>
			<td>RWD Life Science Co., Ltd</td>
			<td>R510-22</td>
			<td>isoflurane anesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>male Saanen goats</td>
			<td>Caimu Livestock Company, country (Hangzhou, China)</td>
			<td></td>
			<td>The male Saanen goats, aged from 4 to 6 months with weight of 19&#8211;23 kg</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>needle electrode</td>
			<td>Roland Consult Stasche&#38;Finger GmbH</td>
			<td>U51-426-G-D</td>
			<td>use for FVEP ground electrode and PERG reference electrodes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>periphery venous catheter intravenously</td>
			<td>BD shanghai Medical Device Co., Ltd</td>
			<td>383019</td>
			<td>intravenous access for atropine and propofol</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>propofol</td>
			<td>Xian Lipont Enterprise Union Management Co.,Ltd.</td>
			<td></td>
			<td>induce Isoflurane anesthesia in goat</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tropicamide Phenylephrine Eye Drops</td>
			<td>SANTEN OY, Japan</td>
			<td></td>
			<td>5% tropicamide and 5% phenylephrine hydrochloride</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>visual electrophysiology device</td>
			<td>Gotec Co., Ltd</td>
			<td>GT-2008V-III</td>
			<td>use for FVEP &#38; PERG</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>xylazine</td>
			<td>Huamu Animal Health Products Co., Ltd.</td>
			<td></td>
			<td>xylazine anesthesia: intramuscular injection of xylazine 3mg/kg</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>zoletil50</td>
			<td>Virbac</td>
			<td></td>
			<td>induce Isoflurane anesthesia in monkey</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

in vivo methods to assess retinal ganglion cell and optic nerve function and structure in large animals

Der Sehnerv sammelt Axonsignale von den retinalen Ganglienzellen und überträgt visuelle Signale an das Gehirn. Große Tiermodelle der Sehnervenverletzung sind aufgrund ihrer engeren Ähnlichkeit mit Menschen in Größe und Anatomie unerlässlich, um neuartige therapeutische Strategien von Nagetiermodellen auf die klinische Anwendung zu übertragen. Hier beschreiben wir einige In-vivo-Methoden zur Bewertung der Funktion und Struktur der retinalen Ganglienzellen (RGCs) und des Sehnervs (ON) bei großen Tieren, einschließlich des visuell evozierten Potentials (VEP), des Musterelektroretinogramms (PERG) und der optischen Kohärenztomographie (OCT). In dieser Studie wurden sowohl Ziegen als auch nichtmenschliche Primaten eingesetzt. Durch die schrittweise Präsentation dieser In-vivo-Methoden hoffen wir, die experimentelle Reproduzierbarkeit zwischen verschiedenen Labors zu erhöhen und die Verwendung von Großtiermodellen optischer Neuropathien zu erleichtern.

Abbildung 1A zeigt repräsentative Ergebnisse von FVEP bei Ziegen. Obwohl die Wellenformen bei gleicher Blitzintensität eine relative Ähnlichkeit aufweisen, empfehlen wir dennoch, die Wellenformen zweimal zu untersuchen. Elektromagnetische Wellen, die von elektronischen Geräten erzeugt werden, stören die gesammelten elektrischen Signale, was zu einem hohen Grundlinienrauschen und einer schlechten Wiederholbarkeit der Wellenform führt. Daher wird empfohlen, sicherzustellen, dass während...

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In Vivo Methods to Assess Retinal Ganglion Cell and Optic Nerve Function and Structure in Large Animals

Hier demonstrieren wir mehrere In-vivo-Tests (Flash Visual Evoked Potential, Muster-Elektroretinogramm und optische Kohärenztomographie) an Ziegen- und Rhesusaffen, um die Struktur und Funktion des Sehnervs und seiner Neuronen zu verstehen.

Im lebenden Organismus Methoden zur Beurteilung der Funktion und Struktur retinaler Ganglienzellen und Sehnerven bei Großtieren

The optic nerve collects axons signals from the retinal ganglion cells and transmits visual signal to the brain. Large animal models of optic nerve injury ...

Tag zusammen. Das ist Yikui Zhang vom Wenzhou Eye Hospital. Dem oberen Nerv fehlen Exxons aus den Orexin-Ganglienzellen und übertragen dann das visuelle Signal an das Gehirn.Ein größeres Modell der Verletzung des oberen Nervs ist unerlässlich, um die neuartige Behandlung vom Robotermodell auf die Lymphanwendung zu übertragen. Hier beschreiben wir einige in vivo Methoden zur Bewertung der Struktur und Funktion der Orexin-Ganglienzellen im oberen Nerv bei großen Tieren. Durch die schrittweise Präsentation dieser Methode hoffen wir, experimentelle reproduktive Behinderungen zu erhöhen und die Verwendung größerer Modelle der Optikusneurose zu erleichtern.Rasieren Sie die mit elektronischem Rasierer. Und bereiten Sie es dreimal mit 70% Alkohol vor, um die Haut zu reinigen und die subkutane Vene freizulegen. Führen Sie eine periphere Venenrolle intravenös ein.Dann tropfen Atropin und Propofol. Intubieren Sie die Ziege mit einem sechs Millimeter langen Trachealschlauch und verbinden Sie ihn mit einem künstlichen Beatmungsgerät. Die Anästhesie wurde mit 3,5% Isofluran in Sauerstoff bei einer konstanten Zwei-Liter-Durchflussrate aufrechterhalten.Legen Sie den Temperatursensor unter die Zunge der Ziege. Clip die Sauerstoffsättigungsspalte bis zum proximalen Ende des Ziegenohrs. Binden Sie die Blutdruckmanschette an die Basis des Oberschenkels.Klemm-EKG spaltet die Gliedmaßen in der Richtigen. Dann können wir die Vitalindikatoren der Ziege überwachen. Rasieren Sie die Haare und desinfizieren Sie die Haut dreimal mit Betadin und 70% Alkohol in der Mitte des Frontbeins.Öffnen Sie den Sterilisatorbeutel mit der Schere und den Nägeln. Machen Sie Hautschnitte, um den Schädel mit einer Schere freizulegen. Stahlschrauben zur Implantation in der Mitte des Stirnbeins.Rasieren Sie die Haare und desinfizieren Sie die Haut dreimal mit Betadin und 70% Alkohol an einem mittleren Punkt von zwei Ohren im Hinterhauptbein. Machen Sie Hautschnitte. Stahlschrauben zur Implantation an der Mitte von zwei Ohren im Hinterhauptbein.Die geschliffene Nadelelektrode wird subkutan unter die vordere Schädelschraube eingeführt. Die aktive Elektrode und die Referenzelektrode sind mit einer Frontal- bzw. Okzipitalschraube mit Krokodilklemmen verbunden, um die Elektrodenimppotenz zu reduzieren. Patchen Sie ein Auge.Tragen Sie topische Anästhesie-Augentropfen auf die Augenoberfläche auf. Die Pupillen auf beiden Seiten werden durch Mydriasis-Augentropfen erweitert. Legen Sie den Kopf der Ziege in einen gasgefüllten Stimulator, der auf ambulantes Licht abzielt.Legen Sie die schwarze Decke über den Stimulator und den Ziegenkopf für fünf Minuten Anpassung. Augenlidspekulum wird verwendet, um seine Pupille vollständig freizulegen. Überprüfen Sie die Impotenz des Elektrodengewebekontakts.Stellen Sie sicher, dass die Impotenz jeweils unter 10 Kilometern liegt, um elektromagnetische Störungen durch andere elektrische Geräte im selben Raum zu vermeiden. Überprüfen Sie das Grundrauschen ohne Lichtstimulation. Starten Sie die FVEP-Aufzeichnung.Beachten Sie, dass die FVEP-Aufzeichnung bei jeder Lichtintensität zweimal durchgeführt wird. Beachten Sie, dass Sie die Hornhaut mit künstlichem Riss befeuchten, wenn sie trocken erscheint. Wiederholen Sie die Schritte für das kontralaterale Auge.Starten Sie die FVEP-Aufnahme mit unterschiedlichen Lichtintensitäten nacheinander. Für jede Aufnahme werden 64 Spuren gemittelt, um eine Wellenform zu erhalten. Der erste positive und aktive Peak in der FVEP-Wellenform wurde als P1 und N1 bezeichnet. Die sterilisierte Masseelektrode wird im Ohrläppchen positioniert.Die sterilisierten Aktiv- und Referenzelektroden werden subkutan entlang der Mittellinie bzw. des frontalen bzw. okzipitalen Knochens eingeführt. Augenlidspekulum wird verwendet, um seine Pupille vollständig freizulegen. Patchen Sie ein Auge.Zeichnen Sie die Muster-VEP-Antworten des anderen Auges bei verschiedenen Ortsfrequenzen nacheinander auf. Mit einer Krokodilklemme an die Masseelektrode anschließen. Zwei sterilisierte Nadelreferenzelektroden werden einen Zentimeter hinter dem seitlichen Canthus auf beiden Seiten unter der Haut platziert.Augenlidspekulum wird verwendet, um seine Pupille vollständig freizulegen. Zwei desinfizierte ERG-Aufzeichnungselektroden werden nach topischer Anwendung eines künstlichen Risses sowohl mit der Hornhaut zentriert. Vor jedem Auge werden zwei Stimulatoren mit einem Betrachtungsabstand von 50 Zentimetern platziert.Stellen Sie sicher, dass die Impotenz unter 10 Kilometer liegt. Verfolgen Sie das Grundrauschen ohne Lichtstimulation. Richten Sie das ambulante Licht.Startmuster-ERG-Aufzeichnung von beiden Augen gleichzeitig bei verschiedenen Raumfrequenzen nacheinander. Schließlich, Rückkehr des Bildschirms, um Muster ERG ohne visuelle Stimulatoren und eine aktive Kontrolle aufzuzeichnen. Der Bandpassfilter ist auf einen Bereich von ein bis 75 Hertz für drei CPD-Muster-ERG eingestellt.Der Bandpassfilter ist von eins bis 50 Hertz, um die Form zu glätten, ohne ihre Amplitude zu beeinträchtigen. Die ersten positiven und aktiven Peaks in der Wellenform werden als P1 und N1 bezeichnet. Das Muster ERG Amplitude gemessen von N1 bis P1.To Elektrodenimppotenz zu reduzieren, wird eine sterilisierte Nadelreferenz unter der frontalen Haut platziert. Und eine sterilisierte Nadelreferenzelektrode wird einen Zentimeter hinter dem seitlichen Canthus auf einer Seite unter die Haut gelegt.Eine desinfizierte ERG-Aufzeichnungselektrode wird bei einer topischen Anwendung von künstlichem Riss auf die Hornhaut gelegt. Patchen Sie ein Auge. Ein Display wird bei einem Betrachtungsabstand von 50 Zentimetern platziert.Augenlidspekulum wird verwendet, um seine Pupille vollständig freizulegen. Dann wird die Ziege auf die Kinnstütze gelegt. Richten Sie die Ziege mit der Kamera aus, um ihren Sehnervenkopf in das konfokale Laser-Ophthalmoskopiebild zu senden, indem Sie ihre Kopfposition ändern.Klicken Sie auf die Schaltfläche Start, um die Erkennungsendphase aufzurufen. Warten Sie, bis das Gerät fertig geladen ist. Drücken Sie die gelbe Starttaste, um das formale Imaging zu starten.Stellen Sie den Joystick so ein, dass das Infrarotbild gleichmäßig ausgeleuchtet wird, um die Bildqualität zu verbessern. Schieben Sie die Kamera nach vorne, bis das aufrechte retinale OCT-Bild auf dem oberen rechten Bildschirm angezeigt wird. Ändern Sie den Joystick so, dass er gleichmäßig in einem horizontalen retinalen OCT-Bild tanzt.Drücken Sie die Taste am Joystick, um Ihr Bild automatisch aufzunehmen. Halten Sie diesen Joystick gedrückt, um die Bildqualität auf dem Livebildbildschirm aufrechtzuerhalten, bis die Bildausführung abgeschlossen ist. Dann drücken Sie auf Acquire.Wählen Sie ein qualitativ hochwertiges Anfangsfoto aus. Klicken Sie mit der rechten Maustaste, und wählen Sie Referenz festlegen aus. Drücken Sie die Follow-up-Taste, damit das Programm den aktuellen Scan automatisch an den Baseline-Scan anpasst.Drücken Sie nach dem Abgleich die Taste am Joystick, um die automatische Echtzeitverfolgung zu aktivieren. Klicken Sie auf die Messschaltfläche, um die Messplattform aufzurufen. Wählen Sie den Radiergummi als Werkzeug und wischen Sie die RFL-Linie, die automatisch von der Maschine beschriftet wird.Wählen Sie das Linienzeichnungswerkzeug, um die Berandung zwischen IPL und INL manuell zu umreißen. Zwischen der roten und blauen Linie befindet sich der GCC-Komplex. Die netzhautgeschädigte Bildgebung bei Rhesusaffen wird mit der gleichen Ausrüstung und dem gleichen Verfahren wie bei Ziegen durchgeführt.Abbildung A zeigt repräsentative FVEP bei Ziegen. Abbildung B zeigt ein repräsentatives Muster der ERG-Wellenform bei Ziegen. Abbildung C zeigt repräsentatives Muster FVEP bei Rhesusaffen.Und Abbildung D zeigt das repräsentative Muster der ERG-Wellenform bei Rhesusaffen. Abbildung zwei zeigt repräsentative retinale OCT-Bilder um den Sehnervenkopf und die Dicke des GCC-Komplexes in verschiedenen peripheren Regionen bei Ziege und Rhesusmakake. Großtiermodelle spielen eine wichtige Rolle in der translationalen Forschung.In vielen Fällen konnten vielversprechende therapeutische Effekte in Kleintiermodellen nicht auf menschliche Patienten übertragen werden. In dieser Studie haben wir das Videoprotokoll von FVEP, PERG und OCT bei Ziegen und Rhesusaffen vorgestellt. Diese In-vivo-Methode kann in größeren Modellen verschiedener Optikusneurosen wie Glaukom ischämische oder traumatische Optikusneuropathie und Optikusneuritis angewendet werden.

Research

JoVE Journal

Neuroscience

In Vivo Methods to Assess Retinal Ganglion Cell and Optic Nerve Function and Structure in Large Animals

Methods for Experimental Manipulations after Optic Nerve Transection in the Mammalian CNS

Methoden für die experimentelle Manipulationen nach Optic Nerve Durchtrennung im Säuger-ZNS

Retinal ganglion cells (RGCs) are CNS neurons that output visual information from the retina to the brain, via the optic nerve. The optic nerve can be ...

Forschung

Neurowissenschaften

Transfection of Mouse Retinal Ganglion Cells by in vivo Electroporation

Transfection of Mouse Retinal Ganglion Cells by in vivo Electroporation

Die Transfektion von Maus retinalen Ganglienzellen durch In vivo Elektroporation

The targeting and refinement of RGC projections to the midbrain is a popular and powerful model system for studying how precise patterns of neural ...

An Optic Nerve Crush Injury Murine Model to Study Retinal Ganglion Cell Survival

Ein Optic Nerve Crush Injury Mausmodell zur retinalen Ganglienzellen Survival Study

Injury to the optic nerve can lead to axonal degeneration, followed by a gradual death of retinal ganglion cells (RGCs), which results in irreversible ...

Functional Neuroimaging Using Ultrasonic Blood-brain Barrier Disruption and Manganese-enhanced MRI

Funktionelle Bildgebung mit Ultraschall-Blut-Hirnschranke Störung und Mangan-MRT

Although mice are the dominant model system for studying the genetic and molecular underpinnings of neuroscience, functional neuroimaging in mice remains ...

Retrograde Labeling of Retinal Ganglion Cells in Adult Zebrafish with Fluorescent Dyes

Retrograde Markierung von retinalen Ganglienzellen im erwachsenen Zebrafisch mit Fluoreszenzfarbstoffen

As retrograde labeling retinal ganglion cells (RGCs) can isolate RGCs somata from dying sites, it has become the gold standard for counting RGCs in RGCs ...

In vivo Imaging of Optic Nerve Fiber Integrity by Contrast-Enhanced MRI in Mice

In vivo Imaging of Optic Nerve Fiber Integrity by Contrast-Enhanced MRI in Mice

In-vivo-Imaging von Optic Nerve Fiber Integrität von Contrast-Enhanced MRI in Mäuse

The rodent visual system encompasses retinal ganglion cells and their axons that form the optic nerve to enter thalamic and midbrain centers, and ...

Imaging Serotonergic Fibers in the Mouse Spinal Cord Using the CLARITY/CUBIC Technique

Imaging Serotonerge Fasern im Rückenmark der Maus Mit der CLARITY / CUBIC Technik

Long descending fibers to the spinal cord are essential for locomotion, pain perception, and other behaviors. The fiber termination pattern in the spinal ...

Single-cell RNA-Seq of Defined Subsets of Retinal Ganglion Cells

Einzelzell-RNA-Seq von definierten Subsets von Retinal-Ganglion-Zellen

The discovery of cell type-specific markers can provide insight into cellular function and the origins of cellular heterogeneity. With a recent push for ...

Optical Coherence Tomography: Imaging Mouse Retinal Ganglion Cells In Vivo

Optical Coherence Tomography: Imaging Mouse Retinal Ganglion Cells In Vivo

Optische Kohärenztomographie: Maus retinalen Ganglienzellen Zellen In Vivo Imaging

Structural changes in the retina are common manifestations of ophthalmic diseases. Optical coherence tomography (OCT) enables their identification in ...

Partial Optic Nerve Transection in Rats: A Model Established with a New Operative Approach to Assess Secondary Degeneration of Retinal Ganglion Cells

Partielle Sehnerv Durchtrennung bei Ratten: ein Modell gegründet mit einem neuen operativen Ansatz zur sekundären Degeneration der retinalen Ganglienzellen bewerten

Previous studies have shown that the secondary degeneration of retinal ganglion cells (RGCs) occurs commonly in glaucoma. Partial optic nerve transection ...