Name: duct: double resin casting followed by micro-computed tomography for 3d liver analysis
Uploaded: 2021-09-28T14:00:00
Duration: 12 min 39 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about DUCT: Double Resin Casting followed by Micro-Computed Tomography for 3D Liver Analysis at JoVE.com

Nous remercions Kari Huppert et Stacey Huppert pour leur expertise et leur aide en matière de canulation des voies biliaires et leur hospitalité de laboratoire. Nous remercions également Nadja Schultz et Charlotte L. Mattsson pour leur aide dans la canulation des voies biliaires communes.
Nous remercions les organismes subventionnaires suivants pour leur soutien :
Pour le travail dans ERA Lab: Karolinska Institutet (2-560/2015-280), Stockholms Läns Landsting (CIMED (2-538/2014-29)), Ragnar Söderbergs stiftelse (Bourse de démarrage des fondations suédoises), Association européenne pour l’étude du foie (Prix Daniel Alagille), Fondation suédoise cœur-poumon (20170723) et Vetenskapsrådet (2019-01350).
Pour le travail dans JK Lab: Nous reconnaissons l’infrastructure de recherche CzechNanoLab soutenue par MEYS CR (LM2018110). J.K. grâce au soutien de la subvention FSI-S-20-6353.

<ol>
	<li>Narat, J. K., Loef, J. A., Narat, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=On+the+preparation+of+multicolored+corrosion+specimens.">On the preparation of multicolored corrosion specimens.</a> The Anatomical Record. 64, 155-160 (1936).</li><li>Ludwig, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anatomy+of+the+human+biliary+system+studied+by+quantitative+computer-aided+three-dimensional+imaging+techniques.">Anatomy of the human biliary system studied by quantitative computer-aided three-dimensional imaging techniques.</a> Hepatology. 27, 893-899 (1998).</li><li>Masyuk, T. V., Ritman, E. L., LaRusso, N. 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(68), e4272 (2012).</li><li>Hankeova, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DUCT+reveals+architectural+mechanisms+contributing+to+bile+duct+recovery+in+a+mouse+model+for+Alagille+syndrome.">DUCT reveals architectural mechanisms contributing to bile duct recovery in a mouse model for Alagille syndrome.</a> Elife. 1, 1-29 (2021).</li><li>Andersson, E. 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P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+the+liver:+Insights+into+organ+and+tissue+morphogenesis.">Development of the liver: Insights into organ and tissue morphogenesis.</a> Journal of Hepatology. 68, 1049-1062 (2018).</li></ol>

Un projet distinct dans le laboratoire ERA est financé par ModeRNA. ModeRNA n’a joué aucun rôle dans le projet/protocole décrit ici.

Plusieurs étapes critiques déterminent le succès du DUCT, de la préparation de l’échantillon aux paramètres du dispositif CT. Pour obtenir les meilleurs résultats, une résine bien contrastée, bien injectée et sans bulles doit être utilisée pour permettre un traitement numérique simple avec seuil automatisé pour obtenir des données, des images et des films 3D. Avec la formation et le respect de ce protocole, 90% des injections sont réussies et aboutissent à des données reproductibles. Il est important d’utiliser de la résine jaune fraîche pour obtenir le meilleur contraste entre les deux systèmes injectés. La résine jaune a une très forte radiopacité, tandis que la résine bleue a une radiopacité indétectable. Les meilleurs résultats sont obtenus dans les trois premiers mois après l’ouverture d’une nouvelle bouteille en résine jaune. Avec le temps, la résine précipite, et après un stockage plus long (>6 mois), les résines jaunes et vertes ne seront plus distinguables dans les tomodensitogrammes. Les images avec un faible contraste nécessitent un traçage et une segmentation manuels étendus et longs des deux systèmes. Ensuite, un tube bien étiré est indispensable pour s’adapter au canal biliaire commun des souris adultes et au canal biliaire commun et à la veine porte des souris postnatales. Le point d’entrée de l’injection doit être créé avec soin. Si le canal biliaire commun est coupé transversalement, il est susceptible de se détacher du tissu environnant, empêchant ainsi l’entrée réussie du tube. Cette étape est particulièrement délicate pour les souris postnatales chez lesquelles le canal biliaire commun se rétracte et se recroqueville s’il s’est détaché de son tissu environnant, ce qui rend l’insertion du tube extrêmement difficile. L’entrée et l’injection courantes dans les voies biliaires peuvent nécessiter une certaine pratique. Lors de la préparation du tube avec de la résine et tout au long de l’injection, évitez la formation de bulles, car les bulles créeront un espace négatif dans les images CT et nécessiteront une correction manuelle fastidieuse. Il est important de masser doucement le foie en roulant sur sa surface avec un coton-tige mouillé pendant et après la procédure d’injection, car cela facilite même l’étalement de la résine. Après l’achèvement de l’injection et le retrait du tube, le nœud de suture en soie doit être serré rapidement et soigneusement, afin que la résine ne s’écoule pas du foie avant qu’elle ne polymérise complètement. Pour une imagerie microCT réussie, l’échantillon doit être correctement fixé en place avec de l’agarose et adapté thermiquement pour éliminer les artefacts de mouvement dans les données CT. Les paramètres d’acquisition sont également d’une importance capitale, qui doivent être optimisés pour atteindre une résolution spatiale adéquate afin de résoudre les structures fines.
Des modifications techniques à la procédure d’injection peuvent être apportées pour obtenir l’injection chez les souris plus jeunes. Actuellement, la coulée en résine de foies de souris plus jeunes est limitée par la disponibilité de tubes suffisamment minces, le PE10 étant le plus petit tube disponible dans le commerce. Tanimizu et al. ont injecté avec succès de l’encre de carbone dans le canal biliaire commun embryonnaire du jour 17 (E17) à l’aide de capillaires en verre11. Les futurs tests visant à déterminer si la résine peut être livrée par capillaire en verre seraient donc intéressants. DUCT a ensuite été adapté pour injecter d’autres systèmes tubulaires tels que les voies respiratoires et la vascularisation artérielle pulmonaire des poumons9. La double injection de résine pourrait également être modifiée pour être utilisée avec d’autres résines disponibles dans le commerce, ou ce protocole pourrait être utilisé pour des injections avec de l’encre carbone.
L’un des principaux facteurs limitants du pipeline DUCT est la viscosité de la résine. Le DUCT ne peut être utilisé que pour la coulée en résine de structures tubulaires au-dessus d’un diamètre de 5 μm. Dans cet ensemble de données, la résine pourrait pénétrer dans des tubes du plus petit diamètre de 5 μm9. Cette limitation de taille empêche l’analyse des canalisations fines et des petits capillaires. Pour faire progresser le pipeline DUCT vers des récipients de plus petit calibre, d’autres résines disponibles dans le commerce devraient être testées, ou le développement de nouveaux agents radio-opaques à faible viscosité pourrait améliorer la pénétration de la lumière.
Dans Hankeova et al.9, DUCT a été comparé à deux autres techniques couramment utilisées, les injections doubles d’encre de carbone suivies d’un nettoyage des tissus et d’une photographie standard, et iDISCO+ avec coloration des vaisseaux sanguins avec de l’actine et des voies biliaires alpha-lisses avec de la cytokératine 7, suivie d’une imagerie 3D9. DUCT a surpassé les deux autres méthodes en termes de double analyse (ce qui était difficile pour iDISCO+ en raison de l’autofluorescence hépatique élevée), d’imagerie 3D et de quantification (impossible avec l’injection d’encre de carbone) et de luminosité (DUCT fournit des données pour l’architecture de la lumière interne et la perfusion du système). Comme mentionné ci-dessus, la principale limitation de DUCT est la taille minimale de la lumière qui peut être injectée et analysée (limite de 5 μm), un paramètre dans lequel l’injection d’encre carbone et iDISCO+ ont obtenu de meilleurs résultats. DUCT est supérieur à la coulée de résine à système unique3,5,6 car il permet d’analyser chaque système injecté séparément et facilite également la double investigation 3D pour étudier la relation architecturale entre les deux systèmes.
DUCT peut être appliqué pour étudier deux réseaux tubulaires quelconques en 3D. Comme preuve de principe, DUCT a été utilisé pour visualiser les systèmes biliaire et veineau du foie et le système vasculaire de l’artère pulmonaire et des voies respiratoires dans les poumons9. Les voies biliaires intrahépatiques se développent à côté de la veine porte, et la veine porte fournit un gabarit structurel et un centre de signalisation qui régule la croissance et la différenciation de l’arbre biliaire12. Dans Hankeova et al.9, DUCT a exploré la régénération biliaire dans un modèle murin pour la maladie pédiatrique humaine syndrome d’Alagille. DUCT a révélé des mécanismes architecturaux non signalés auparavant que le système biliaire utilisait pour atteindre un volume de type sauvage9. Les souris atteintes du syndrome d’Alagille ont utilisé deux stratégies différentes: (1) dans les régions hilaire et centrale du foie, le système biliaire a augmenté sa ramification, et (2) dans la périphérie du foie, les voies biliaires générées de novo étaient très tortueuses. Ces deux facteurs se sont combinés pour produire un volume de système biliaire presque normal, malgré l’architecture anormale. De plus, DUCT a détecté une ramification anormale des voies biliaires qui s’est produite indépendamment de la ramification de la veine porte et des voies biliaires formant des ponts de connexion entre deux veines porte9. Ces phénotypes seraient impossibles à détecter dans la coulée d’une seule résine et pourraient être mal interprétés dans les sections histologiques 2D comme une prolifération des voies biliaires. DUCT fournit ainsi des données décrivant l’architecture 3D de deux réseaux tubulaires au niveau de l’ensemble de l’organe ou du lobe avec la possibilité d’une analyse qualitative et quantitative approfondie. DUCT pourrait être une nouvelle norme pour les analyses postnatales du développement hépatique et de la régénération du foie dans différents modèles animaux.

La coulée de résine d’orgue est une technique qui remonte au 17ème siècle1. L’un des premiers exemples de moulage de résine moderne a été effectué sur le foie humain à partir d’une autopsie. Les voies biliaires intrahépatiques ont été remplies d’un agent de contraste mélangé à de la gélatine, suivies d’une imagerie par tomodensitométrie à rayons X2. L’objectif de la technique DUCT est de visualiser, numériser et analyser deux réseaux tubulaires moulés en résine, en tandem, en 3D.
DUCT est basé sur les connaissances approfondies existantes de la coulée de résine hépatique à système unique3,4,5,6,7,8 et s’étend à la visualisation et à l’analyse 3D simultanées de deux systèmes9. DUCT a avancé la coulée de résine simple à la coulée de résine double en mélangeant deux résines radio-opaques de contraste différent et en injectant ces résines dans deux réseaux différents, en particulier le canal biliaire commun et la veine porte. DUCT peut être appliqué à de jeunes souris postnatales avec des résultats reproductibles dès le jour postnatal 15 (P15). Par rapport aux techniques d’imagerie basées sur la microscopie, le principal avantage est que le DUCT est plus rapide, sans anticorps et que l’autofluorescence du tissu hépatique n’interfère pas avec l’imagerie. En outre, DUCT fournit des données quantitatives décrivant l’état de luminosité, le diamètre interne, la connectivité réseau et la perfusion. La différenciation entre la présence de cellules formant la lumière et leur morphogenèse de facto en tubes est essentielle pour analyser les organes dans lesquels des cellules ductulaires sont présentes mais ne forment pas de tubes, comme cela peut être le cas dans le syndrome d’Alagille10. Le principal inconvénient de DUCT est la pénétration limitée de la résine, qui est visqueuse et ne pénètre pas dans les tubes de petit calibre (<5 μm). DUCT peut être appliqué pour n’importe quelle structure tubulaire après avoir déterminé le point d’entrée d’injection, comme les systèmes circulatoire artériel et veineux, les voies respiratoires, le canal biliaire extrahépatique ou les vaisseaux lymphatiques. Il pourrait ainsi faciliter l’analyse de l’architecture d’organes entiers d’autres tissus tels que les poumons et le pancréas.
Les images segmentées MicroCT peuvent être traitées à l’aide de logiciels d’imagerie disponibles dans le commerce, tels qu’ImageJ, ou de pipelines écrits sur mesure (par exemple, MATLAB). Le foie injecté de résine peut être analysé qualitativement pour l’expansion et la connectivité du réseau ou quantitativement pour le volume, la longueur, la ramification, la tortuosité d’un seul système et l’interaction entre deux systèmes tels que la distance entre deux systèmes ou la dépendance au point de branchement (le système 1 se branche-t-il à proximité du système 2?). Le pipeline DUCT englobant l’injection de résine, le balayage microCT et la segmentation des données CT, combiné à une analyse quantitative détaillée des mécanismes architecturaux de deux systèmes tubulaires, pourrait fournir une norme pour l’analyse du foie entier dans des modèles animaux.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>1.5 mL SafeSeal micro tubes</td>
			<td>Sarstedt</td>
			<td>72.706</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>23 G butterfly needle with tubing</td>
			<td>BD bioscience</td>
			<td>367283</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>25 G needle</td>
			<td>BD bioscience</td>
			<td>305122</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>30 G needle</td>
			<td>BD bioscience</td>
			<td>305106</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agarose</td>
			<td>Top-Bio</td>
			<td>P045</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Benzyl alcohol</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>108006</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Benzyl benzoate</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>B6630</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Corning 50 mL tubes</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>CLS430829-500EA</td>
			<td>polypropylene</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton swabs</td>
			<td>Medicarier</td>
			<td>60406</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissection Microscope</td>
			<td>Leica Camera AG</td>
			<td></td>
			<td>Leica M60</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dulbecco&#39;s phosphate-buffered saline</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>14190144</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol 70%</td>
			<td>VWR</td>
			<td>83801.41</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Falcon tube 15 mL</td>
			<td>Verkon</td>
			<td>331.850.084.006</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps curved</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11051-10</td>
			<td>Fine Graefe 10 cm curved</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps straight</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11050-10</td>
			<td>Fine Graefe 10 cm straight</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Formaldehyde solution</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>F8775</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GE Phoenix v|tome|x L 240</td>
			<td>Waygate Technologoies</td>
			<td></td>
			<td>micro computed tomography scanner</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hanks&#39; Balanced Salt Solution</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>14025092</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin</td>
			<td>Leo Pharma</td>
			<td>B01AB01</td>
			<td>5000 IE/mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isolfurane</td>
			<td>Baxter</td>
			<td>FDG9623</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Methanol</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>11413413</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MICROFIL</td>
			<td>Flowtech</td>
			<td>MV-122</td>
			<td>synthetic resin yellow</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MICROFIL</td>
			<td>Flowtech</td>
			<td>MV-120</td>
			<td>synthetic resin blue</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MICROFIL</td>
			<td>Flowtech</td>
			<td>MV-diluent</td>
			<td>clear resin diluent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pasteur pipette</td>
			<td>Verkon</td>
			<td>130.690.424.503</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Peristaltic pump</td>
			<td>AgnThos</td>
			<td>010.6131.M20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>phoenix datos|x 2.0 software</td>
			<td>Baker Hughes</td>
			<td></td>
			<td>CT data reconstruction software</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rocker</td>
			<td>VWR</td>
			<td>444-0142</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silk suture</td>
			<td>AgnThos</td>
			<td>14757</td>
			<td>Black silk, 4-0, sterile, 100 m</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Skin scissor</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14058-09</td>
			<td>Iris straight tip 9 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spring scissor</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>15000-03</td>
			<td>Vannas micro, straight tip 2 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe 1 mL Luer</td>
			<td>BD bioscience</td>
			<td>303172</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tubing PE10</td>
			<td>BD bioscience</td>
			<td>427401</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tubing PE50</td>
			<td>BD bioscience</td>
			<td>427411</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VG Studio MAX 3.3 software</td>
			<td>Volume Graphics GmbH</td>
			<td></td>
			<td>CT data processing and analysis software</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

duct: double resin casting followed by micro-computed tomography for 3d liver analysis

Le foie est le plus grand organe interne chez l’homme et la souris, et l’autofluorescence élevée présente un défi important pour évaluer l’architecture tridimensionnelle (3D) de l’organe au niveau de l’organe entier. L’architecture du foie est caractérisée par de multiples structures lumineuses ramifiées, qui peuvent être remplies de résine, y compris des arbres vasculaires et biliaires, établissant un modèle hautement stéréotypé dans le parenchyme autrement riche en hépatocytes. Ce protocole décrit le pipeline pour effectuer une micro-tomodensitométrie de coulée de résine double, ou « DUCT ». DUCT consiste à injecter la veine porte et le canal biliaire commun avec deux résines synthétiques radio-opaques différentes, suivies d’une fixation tissulaire. Le contrôle de la qualité en nettoyant un lobe, ou l’ensemble du foie, avec un agent de nettoyage optique, permet un pré-dépistage des échantillons correctement injectés. Dans la deuxième partie du pipeline DUCT, un lobe ou l’ensemble du foie peut être utilisé pour la micro-tomodensitométrie (microCT), la segmentation (semi-)automatisée et le rendu 3D des réseaux veineux et biliaires portals. MicroCT donne des données de coordonnées 3D pour les deux résines permettant une analyse qualitative et quantitative des deux systèmes et de leur relation spatiale. DUCT peut être appliqué au foie de souris postnatal et adulte et peut être étendu à d’autres réseaux tubulaires, par exemple, les réseaux vasculaires et les voies respiratoires dans les poumons.

Que faire Une double injection de résine réussie est obtenue lorsque les voies biliaires intrahépatiques et le système vasculaire de la veine porte sont bien remplis. En tant qu’étape de contrôle de la qualité, le nettoyage d’un lobe (par exemple, le lobe latéral gauche) permet de vérifier une injection réussie, suivie de l’imagerie des lobes d’intérêt. Le lobe optiquement dégagé peut être scanné plus tard à l’aide de microCT; par conséquent, il est possible de nettoyer optiquement tout le foie. Dans le foie de souris bien injecté, le système vasculaire de la veine porte doit être rempli de résine jusqu’à ce que la périphérie du foie et la résine soient visibles dans les branches latérales (Figure 4), et cette architecture est fidèlement récapitulée dans des données scannées et segmentées microCT. En outre, les voies biliaires intrahépatiques bien injectées devraient être visibles à côté des branches de la veine porte principale s’étendant presque jusqu’à la périphérie, et la résine devrait être visible dans les principales branches latérales. Si le lobe de contrôle passe l’étape de contrôle de la qualité, les lobes d’intérêt (y compris celui optiquement effacé) peuvent être scannés avec microCT. Le résultat des données segmentées d’un foie bien injecté est montré pour une souris P15 (Figure 4A,B) et une souris adulte (Figure 4C,D).
Ce qu’il ne faut pas faire Un tissu hépatique intact est une condition préalable à une injection réussie. Prenez des précautions supplémentaires lors de la coupe de la cavité abdominale et du diaphragme pour ne pas entailler accidentellement le tissu hépatique. S’il y a des dommages physiques au foie au cours de cette procédure, la résine est très susceptible de s’échapper lors de l’injection de veine porte (Figure 5A). Il n’est pas possible d’obtenir une bonne injection du système vasculaire si le foie est physiquement endommagé.
L’une des erreurs courantes est de sous-remplir le foie avec de la résine qui peut entraîner des défis pour la visualisation ou l’analyse. L’une des causes du sous-remplissage du système est le durcissement prématuré de la résine dans l’aiguille ou la pointe du tube avant la fin de l’injection (Figure 5B, pointes de flèche bleues, crochets représentant de grandes bulles). Une bonne pratique consiste à utiliser un ensemble d’injection par animal et à travailler rapidement après l’ajout de l’agent de durcissement à la résine. Si la résine durcit pendant l’injection (ce qui peut être observé par un système à moitié rempli, illustré ici par une vascularisation de veine porte à moitié remplie), retirez le tube, coupez l’extrémité du tube (toujours en diagonale pour créer une pointe biseautée) et poussez le piston. Si la résine recommence à couler, réinsérez soigneusement le tube et fixez-le avec la suture. Si la résine a durci dans l’aiguille, remplacez complètement le tube, remplissez-le de résine (en évitant les bulles), réinsérez soigneusement le tube et fixez-le avec la suture. Il peut être difficile de remplacer le tube, en particulier chez les jeunes souris postnatales <P30, car le tissu est plus fragile. Une autre cause d’un mauvais remplissage en résine du système vasculaire de la veine porte peut être une perfusion transcardique insuffisante (Figure 5C, les pointes de flèche bleues indiquent le sang visible dans les branches terminales). Cela peut être observé lorsque les extrémités des vaisseaux sont remplies de sang au lieu de résine. Pour éviter cela, assurez-vous que la veine porte (à l’extérieur du foie) ne contient pas de sang avant l’injection. La troisième cause de foie sous-rempli est lorsque le tube est inséré trop profondément dans le foie et pénètre dans une branche vers l’un des lobes. Pour éviter cela, insérez le tube à un minimum de 0,5 cm de l’entrée du foie.
Inversement, l’un des systèmes, ou les deux, sont surchargés de résine (Figure 5D). Il est nécessaire de surveiller visuellement le foie tout au long de l’injection. La coulée du système biliaire avec de la résine est plus difficile que la coulée de résine à veine porte, car les conduits remplis de résine ne sont que faiblement visibles à la surface du foie et il est difficile d’évaluer quand le système est presque plein et quand s’arrêter. Lorsque de petits points de résine jaunes apparaissent à la surface du foie (Figure 2Ci, pointe de flèche bleue), c’est un signe que le système biliaire est complètement rempli et que la résine commence à s’échapper des conduits. Les fuites mineures de résine peuvent être corrigées manuellement lors de la segmentation des données microCT (Figure 5D, panneaux de droite).
Si la pression d’injection est trop élevée, cela peut provoquer la rupture des récipients ou des conduits (Figure 5E), endommageant de manière irréversible l’architecture des cuves ou des conduits. Le foie ne conviendra pas à la numérisation ou à l’analyse de microCT. Pour éviter le surremplissage de la résine, optimisez le volume et la pression appropriés utilisés pour l’injection dans chaque modèle de souris. Lorsque vous travaillez avec des souris qui ont été confrontées à un régime alimentaire toxique, à une modification génétique ou à une lésion hépatique affectant les systèmes biliaire ou veineux, ou à une raideur hépatique, la pression et le volume d’injection peuvent devoir être ajustés car le volume et la pression tolérés peuvent être différents de ceux des souris de type sauvage. Ce protocole décrit l’injection manuelle des deux systèmes, mais il est possible de connecter la seringue à une pompe pour normaliser la pression d’injection. Les bulles sont un autre artefact d’injection très courant qui conduit à un remplissage clairsemé des réseaux tubulaires (Figure 5F-H, pointes de flèches bleues). Pour éviter la formation de bulles, assurez-vous que la seringue et le tube ne contiennent pas de bulles, sont complètement remplis de résine et que la résine coule de l’extrémité du tube avant l’injection. Les petites bulles qui apparaissent comme des zones négatives sur les données microCT peuvent être corrigées manuellement pendant les étapes de post-traitement, bien que cela soit laborieux.
Frais est le meilleur L’utilisation de résine jaune fraîche est un facteur crucial, affectant de manière significative le contraste des deux résines et la segmentation des données microCT. Lorsque la résine fraîchement ouverte est utilisée (figure 6A), il existe une nette différence de contraste entre les voies biliaires injectées de résine jaune (blanc vif) et les veines porte injectées de résine verte (gris vif). Le foie injecté avec de la résine fraîche est facilement traité à l’aide d’un seuil global automatisé. Avec un stockage prolongé, la résine précipite et le contraste diminue. Après 3 mois de stockage, le contraste peut encore être suffisant pour distinguer la veine porte du canal biliaire (Figure 6B), mais la précipitation affecte le mélange des deux résines, ce qui est visible sous la forme d’une opacité hétérogène dans la veine porte remplie (Fig 6B, pointes de flèches bleues). Le contraste hétérogène affecte négativement le seuil automatisé et nécessite des corrections manuelles, ce qui augmente le temps de traitement. Si la résine a plus de six mois, le contraste s’est dégradé à un point tel qu’il n’est pas possible de distinguer le canal biliaire injecté en jaune de la veine porte injectée en vert en fonction de leur seul contraste (figure 6C). Dans ce cas, le canal biliaire et la veine porte doivent être segmentés manuellement en fonction de leur diamètre et de leur position dans la région hilaire et suivis manuellement tout au long des données microCT. Cette procédure est extrêmement longue et il vaut mieux l’éviter.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62941/62941fig01.jpg"> Figure 1 : Jeu d’injection pour la coulée de résine. (A) L’ensemble d’injection #1 comprend une aiguille de 30 G et un tube PE10 d’environ 30 cm de long. L’ensemble d’injection #2 est composé d’une aiguille de 23 G et d’un tube PE50 d’environ 30 cm de long. (B) La pointe du tube est étirée et coupée en angle pour créer une pointe biseautée. La règle en A et B est une règle centimétrique, avec des incréments majeurs de 1 cm, des incréments intermédiaires de 5 mm et des incréments mineurs de 1 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62941/62941fig01large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62941/62941fig02.jpg"> Figure 2 : Organigramme de coulée de résine double. (A) Schéma montrant le système circulatoire veineux murin et le cœur avec l’oreillette droite en surbrillance, qui doit être coupée avant la perfusion, et le ventricule gauche dans lequel l’aiguille doit être insérée pour la perfusion afin de laver le sang du système circulatoire. La veine cave inférieure doit être sectionnée sous les reins pour soulager la pression vasculaire. (B) Organigramme d’injection de résine de canal biliaire. (i) Image zoom de (A) montrant où couper l’IVC. (ii) Image représentant le canal biliaire commun (ligne pointillée jaune) de la région hilaire du foie au sphincter d’Oddi (pointes de flèches noires), avec un fil de suture sous le canal biliaire commun dégagé. (iii) Position appropriée pour le nœud lâche autour du canal biliaire commun. (iv) La ligne pointillée jaune et les pointes de flèche noires marquent le sphincter d’Oddi, démontrant l’angle oblique de l’incision et la façon dont l’ouverture doit apparaître après l’incision oblique. (v) Schéma montrant l’orientation de l’ouverture biseautée du tube PE10 (vers le haut) lors de l’insertion. vi) Apparition de la résine jaune injectée; la résine devrait facilement passer le nœud lâchement noué. IVC, veine cave inférieure; CBD, canal biliaire commun. (C) Organigramme d’injection de résine veineuse portale. (i) La ligne pointillée verte marque la veine porte de la région hilaire. Les pointes de flèche bleues étiquettent le système biliaire surchargé. (ii) Emplacement approprié pour le nœud lâche autour de la veine porte. iii) Schéma montrant l’ouverture en biseau (vers le haut) lors de l’insertion. iv) Apparition du foie lors de l’injection de résine verte et de résine jaune; notez le vaisseau sanguin rempli de résine dans la périphérie du foie. PV, veine porte. La figure 2A a été créée avec Biorender.com. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62941/62941fig02large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62941/62941fig03.jpg"> Figure 3 : Traitement des données micro CT dans un logiciel de graphiques de volume. (A) Détermination de la surface, (i) isovaleur surestimée (l’aperçu actuel de la sélection est affiché en couleur jaune), (ii) isovaleur sous-estimée, (iii) sélection optimale de l’isovaleur pour une détermination correcte de la surface de la veine porte et des voies biliaires. (B) Fractionnement de la région d’intérêt (ROI) créée par la détermination de la surface, (i) définissez la valeur dans la fenêtre de dialogue suffisamment haute pour qu’il ne reste qu’un seul segment (le plus grand), (ii) dans les cadres jaunes, les particules les plus petites (exclues) sont affichées. (C) Lissage de surface des données, (i) fonction de lissage est sur le panneau de gauche, (ii) réglez la force de lissage sur 1 (max. 2) et créez un nouveau retour sur investissement lissé, (iii) des données lissées. (D) Séparation des systèmes tubulaires individuels, (i) dans la fonction de détermination de surface définir l’isovaleur de sorte que seul le système biliaire soit inclus dans la sélection (l’aperçu actuel de la sélection est affiché en couleur jaune), (ii) marquer le roi des deux systèmes et le retour sur investissement du système biliaire uniquement et soustraire le retour sur investissement du système biliaire du retour sur investissement des deux systèmes, (iii) Veine porte représentée en gris, le système biliaire en vert. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62941/62941fig03large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62941/62941fig04.jpg"> Figure 4 : Systèmes de voies biliaires (BD) et de veines portes (PV) bien injectés. (A) Lobe médian droit (LMR) optiquement dégagé du foie postnatal du jour 15 (P15) injecté avec deux résines dans les deux systèmes. Barre d’échelle 1 mm. (B) Rendu 3D de P15 RML illustré en (A) représentant la vascularisation de la veine porte en blanc et le système biliaire en vert. Barre d’échelle 1 mm. (C) RmL optiquement dégagée du foie adulte injecté avec deux résines dans les deux systèmes. Barre d’échelle 1 mm. (D) Rendu 3D de rmL adulte représenté en (C) représentant la vascularisation de la veine porte en blanc et le système biliaire en vert. H = hilaire, P = périphérique. Barre d’échelle 1 mm. Les panneaux A, B, D sont adaptés avec la permission de Hankeova et al.9. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62941/62941fig04large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62941/62941fig05.jpg"> Figure 5 : Défis courants des injections hépatiques de double résine. (A) L’image représente un foie qui a été accidentellement entaillé lors de l’ouverture initiale de la cavité abdominale et la résine fuit à travers la coupe (pointe de flèche bleue). (B) Système de veine porte mal injecté en raison du durcissement de la résine. Des pointes de flèche bleues étiquettent les branches de terminal vides et des crochets rouges étiquettent les grandes bulles. Barre d’échelle 1 mm. (C) Système veineux portail mal injecté en raison d’une mauvaise perfusion transcardique. Des pointes de flèche bleues étiquettent le sang visible dans les branches terminales. Barre d’échelle 1 mm. (D) Système biliaire surchargé se manifestant par des boules isolées de résine. Les panneaux de gauche montrent le foie optiquement dégagé et les panneaux de droite montrent l’image rendue microCT 3D. Les contours pointillés bleus représentent les zones de zoom avant. Les pointes de flèche noires étiquettent une partie du foie qui a été endommagée lors de la clairière optique après le balayage microCT. Barre d’échelle 1 mm. (E) Une pression élevée lors de l’injection de résine peut provoquer une rupture de la veine porte (l’animal de ce panneau porte une mutation Jag1H268Q), marquée par des pointes de flèche bleues. Barre d’échelle 1 mm. (F) Bulles dans la résine lors de l’injection de la veine porte (pointes de flèche bleues) et (G) injection du système biliaire (pointe de flèche bleue), barre d’échelle 1 mm. (H) Balayage MicroCT des bulles (pointe de flèche bleue), branches terminales mal remplies (crochets rouges) et fuite de résine (pointe de flèche jaune), barre d’échelle 1 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62941/62941fig05large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62941/62941fig06.jpg"> Figure 6: Contraste différentiel de la résine. (A) La résine jaune fraîchement ouverte génère un contraste suffisant pour distinguer la veine porte injectée de résine (grise) et les voies biliaires (blanches). (B) Trois mois de stockage de résine jaune entraînent une précipitation de la résine entraînant une opacité hétérogène (veine porte gris-blanc, pointe de flèche bleue). (C) Le stockage prolongé (>6 mois) de résine jaune diminue le contraste entre la veine porte (grise) et les voies biliaires (gris). Barre d’échelle 100 μm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62941/62941fig06large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>

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DUCT: Double Resin Casting followed by Micro-Computed Tomography for 3D Liver Analysis

La micro-tomodensitométrie à double coulée de résine, ou DUCT, permet la visualisation, la numérisation et la segmentation de deux systèmes tubulaires simultanément pour faciliter l’analyse 3D de l’architecture des organes. DUCT combine l’injection ex vivo de deux résines radio-opaques suivie d’un balayage par micro-tomodensitométrie et d’une segmentation des données tomographiques.

DUCT: Double coulée de résine suivie d’une micro-tomodensitométrie pour l’analyse 3D du foie

The liver is the biggest internal organ in humans and mice, and high auto-fluorescence presents a significant challenge for assessing the ...

Cette méthode nous permet d’analyser, de visualiser et de quantifier l’architecture des systèmes vasculaires et biliaires du foie en 3D. Nous pouvons maintenant mieux comprendre les aspects spatiaux de la maladie du foie et de la régénération. Le principal avantage de cette technique est qu’elle ne repose pas sur l’existence d’anticorps ou d’imagerie par fluorescence.Il permet également de visualiser directement quels réseaux sont correctement éclairés. Cette méthode convient à l’analyse des systèmes tubulaires, c’est pourquoi la recherche des vaisseaux sanguins, des voies biliaires et des voies respiratoires sont des zones idéales. Nous avons utilisé DUCT pour comprendre les changements structurels liés à la régénération biliaire.Avant d’injecter de la résine dans le système biliaire de la souris, commencez à déplacer l’intestin et le pancréas vers le côté gauche de la souris, en utilisant un coton-tige mouillé avec du PBS pour exposer le canal biliaire commun et la veine porte. Ensuite, faites une petite incision transversale dans la veine cave inférieure. Retournez la face ventrale du foie vers le cœur pour exposer la surface viscérale et la région hilaire, et localisez le canal biliaire commun qui va de la région hilaire à travers le pancréas et dans l’intestin au niveau du sphincter d’Oddi.Utilisez la pince droite pour dégager la zone tissulaire environnante d’environ cinq millimètres du canal biliaire commun. Ensuite, en plaçant un fil de suture en soie sous le canal biliaire commun, nouez un nœud lâche autour du canal biliaire commun. Tenez les ciseaux à ressort à plat contre le canal biliaire commun pour faire une incision oblique au canal biliaire commun à l’endroit où le canal biliaire commun pénètre dans le pancréas et l’intestin à côté du sphincter d’Oddi.Ensuite, mélangez un millilitre de la résine jaune avec 50 microlitres de l’agent de durcissement MV et remplissez une seringue luer d’un millilitre avec le mélange d’agent de durcissement de résine. Connectez la seringue remplie avec le jeu de tubes et appuyez sur le piston pour remplir le tube jusqu’à ce que le mélange d’agent de durcissement de la résine s’écoule de l’extrémité du tube. Utilisez la pince pour redresser la zone autour de l’incision commune des voies biliaires.Avant d’insérer le tube dans l’ouverture du canal biliaire commun avec le bord le plus long de la pointe biseautée vers le bas vers la face dorsale du canal biliaire. Ensuite, serrez le nœud du fil de soie pour fixer le tube à l’intérieur du canal biliaire commun. Après avoir injecté la résine dans le canal biliaire commun, observez la vésicule biliaire et les lobes hépatiques individuels.Massez le foie avec un coton-tige mouillé par PBS pour aider à répartir la résine de manière égale. Les branches terminales des voies biliaires remplies de résine seront faiblement visibles à la surface du foie. Arrêtez d’injecter la résine lorsque des points de résine apparaissent à la surface du foie ou lorsque la résistance est rencontrée.Ensuite, retirez le tube en tirant hors du canal biliaire commun et serrez rapidement le nœud de soie à l’aide d’une pince pour empêcher la résine de s’échapper. Coupez les extrémités lâches de la suture de soie, de sorte qu’elles n’interfèrent pas avec l’injection de la veine porte. Avant d’injecter la résine dans la veine porte, dégagez la veine porte de son tissu environnant à environ deux centimètres de son entrée dans le foie, à l’aide d’une pince droite.Placez ensuite le fil de suture en soie sous la zone dégagée de la veine porte pour nouer un nœud lâche à la main. Dans la veine porte distale au foie, faites une incision longitudinale avant de nouer le nœud. Ensuite, préparez le mélange d’agent de durcissement de résine verte dans la seringue et remplissez le tube avec le mélange comme démontré précédemment.Utilisez la pince pour redresser la veine porte en tirant le tissu environnant vers le côté de la queue avant d’insérer le tube avec le bord le plus long de la pointe biseautée vers la face dorsale du vaisseau. Serrez le fil de soie pour fixer le tube dans la veine porte. Après avoir injecté la résine dans la veine porte, observez les vaisseaux sanguins se remplir de résine et massez le foie avec un coton-tige mouillé par PBS pour aider à répandre la résine.Lorsque tous les vaisseaux sanguins sont remplis, retirez le tube de la veine porte et resserrez rapidement le nœud de soie à l’aide d’une pince pour empêcher la résine de s’échapper. Pour la micro-tomodensitométrie ou la scintigraphie MicroCT du foie disséqué de la souris, placez le lobe hépatique médian droit dans un tube conique de 15 millilitres et remplissez le tube avec du gel d’agarose à 1% à environ deux tiers du volume total du tube pour minimiser le mouvement indésirable de l’échantillon pendant la mesure MicroCT. Montez le tube conique de 15 millilitres avec l’échantillon sur l’étage de rotation d’un appareil de tomodensitométrie.Laissez le tube s’adapter thermiquement à la chambre de mesure pendant au moins une heure. Lorsque l’échantillon est adapté thermiquement, centrez-le dans le champ de vision ou FOV, puis optimisez les distances de l’échantillon source et du détecteur d’échantillon, ou SSD et SDD pour atteindre une résolution voxel suffisante. Une fois les paramètres définis, démarrez une mesure CT.Utilisez un logiciel de reconstruction tomographique dédié pour reconstruire les données CT. Pour analyser les données CT, chargez les fichiers en sélectionnant fichier, importer et commander. Utilisez la fonction de détermination de surface sur le panneau supérieur pour segmenter la résine dans les données à l’aide du seuil global.Dans la fenêtre de dialogue, déterminez la valeur seuil avec l’évaluation de l’histogramme en définissant la position de la ligne d’isovaleur rouge pour segmenter uniquement les récipients remplis de résine. Dans le panneau de gauche, sélectionnez le module Créer un retour sur investissement à partir du volume, de la CAO ou du maillage pour créer une région d’intérêt ou un retour sur investissement des récipients remplis de résine. Dans la fenêtre de dialogue, utilisez l’option Créer des retours sur investissement à partir de solid pour sélectionner et confirmer le nom du volume traité.Éliminez la segmentation erronée des grappes de bruit dans la région d’arrière-plan de ce retour sur investissement. Marquez le retour sur investissement sur le panneau de droite en cliquant avec le bouton droit de la souris et en sélectionnant le retour sur investissement fractionné du module. Dans la fenêtre de dialogue, définissez le paramètre voxel de volume minimum pour exclure toutes les particules de bruit.La valeur du paramètre dépend de l’expérience et des données, et est optimisée pour chaque échantillon à analyser. Sur le panneau de gauche, utilisez le module de lissage pour créer des masques de canal lisses, continus et solides sans artefacts, comme la présence de bulles d’air ou de fuites de résine dans le retour sur investissement du coût de la résine. Créez un retour sur investissement distinct comme décrit précédemment pour le système rempli de la résine la plus absorbante comme la résine jaune utilisée pour l’injection courante des voies biliaires avec des valeurs d’intensité plus élevées dans les données CT.Marquez et masquez la résine du nouveau retour sur investissement en cliquant avec le bouton droit de la souris avant de sélectionner les rois de soustraction, puis en soustrayant le nouveau retour sur investissement du masque de résine pour créer un nouveau retour sur investissement pour le système tubulaire restant. Exportez les retours sur investissement résultants pour les deux systèmes tubulaires dans différents formats en fonction des références de l’opérateur pour un traitement ultérieur dans différents logiciels. Traitez ensuite les retours sur investissement résultants dans un logiciel graphique de volume pour exporter la visualisation finale sous la forme d’une image ou d’une vidéo.Dans cette étude, une double injection de résine réussie a été obtenue avec des voies biliaires intrahépatiques bien remplies et une vascularisation veineuse porte. L’analyse représentative illustre le résultat des données segmentées d’un foie bien injecté pour une souris P15 et une souris adulte où la résine est visible dans les branches latérales. Dans l’exemple typique d’une injection infructueuse, des dommages physiques au foie pendant l’intervention chirurgicale ont entraîné une fuite de résine.De plus, le durcissement prématuré de la résine dans l’aiguille ou la pointe du tube avant l’injection et la perfusion transcardique insuffisante ont provoqué un sous-remplissage du système. La fuite mineure de résine pourrait être corrigée manuellement lors de la segmentation des données MicroCT. Une pression d’injection élevée pourrait rompre les récipients ou les conduits et endommager de manière irréversible le récipient ou l’architecture des conduits.De plus, les bulles étaient un autre artefact d’injection très commun qui a conduit au remplissage clairsemé des réseaux tubulaires. Lorsque de la résine fraîchement ouverte a été utilisée, une nette différence dans le contraste entre les voies biliaires injectées de résine jaune et les veines portes injectées de résine verte a été observée. Après trois mois de stockage, le contraste était suffisant pour distinguer la veine porte du canal biliaire.Cependant, les précipitations ont affecté le mélange des deux résines, ce qui était visible sous la forme d’une opacité hétérogène dans la veine porte remplie. Lorsque la résine avait plus de six mois, le contraste se dégradait à un point tel qu’il était impossible de distinguer le canal biliaire injecté en jaune de la veine porte injectée en vert, en fonction de leur seul contraste. Il est crucial de faire une incision oblique dans le canal biliaire commun.Sinon, il sera très difficile d’insérer le tube. La technique DUCT éclaire de nouveaux mécanismes architecturaux de régénération biliaire dans un modèle cliniquement pertinent avec des caractéristiques distinctes dans les régions du lobe hilaire et périphérique.

Research

JoVE Journal

Medicine

Retrograde Perfusion and Filling of Mouse Coronary Vasculature as Preparation for Micro Computed Tomography Imaging

Perfusion rétrograde et remplissage de la vascularisation coronaire souris comme préparation à l&#39;imagerie par ordinateur Micro tomographie

Visualization of the vasculature is becoming increasingly important for understanding many different disease states. While several techniques exist for ...

Recherche

Médecine

3-Dimensional Resin Casting and Imaging of Mouse Portal Vein or Intrahepatic Bile Duct System

Résine de coulée 3-Dimensional Imaging et de la veine porte ou de la souris Système biliaires intrahépatiques

In  organs, the correct architecture of vascular and ductal structures is  indispensable for proper physiological function, and the formation and  ...

Osmotic Drug Delivery to Ischemic Hindlimbs and Perfusion of Vasculature with Microfil for Micro-Computed Tomography Imaging

Osmotique Drug Delivery à hindlimbs ischémiques et la perfusion de la vascularisation avec Microfil pour Micro-en tomodensitométrie

Preclinical research in animal models of peripheral arterial disease plays a vital role in testing the efficacy of therapeutic agents designed to ...

Assessment of Viability of Human Fat Injection into Nude Mice with Micro-Computed Tomography

Évaluation de la viabilité de la graisse humaine injection dans des souris nude avec Micro-tomodensitométrie

Lipotransfer is a vital tool in the surgeon&#8217;s armamentarium for the treatment of soft tissue deficits of throughout the body. Fat is the ideal soft ...

Bile Duct Ligation in Mice: Induction of Inflammatory Liver Injury and Fibrosis by Obstructive Cholestasis

Bile ligature du canal chez la souris: induction de inflammatoire lésions hépatiques et les fibrose par obstructive cholestase

In most vertebrates, the liver produces bile that is necessary to emulsify absorbed fats and enable the digestion of lipids in the small intestine as well ...

Using Micro-computed Tomography for the Assessment of Tumor Development and Follow-up of Response to Treatment in a Mouse Model of Lung Cancer

Utilisation de la tomographie par Micro-calculé pour l&#39;évaluation des tumeurs du développement et de suivi de la réponse au traitement dans un modèle murin de cancer du poumon

Lung cancer is the most lethal cancer in the world. Intensive research is ongoing worldwide to identify new therapies for lung cancer. Several mouse ...

Combined Near-infrared Fluorescent Imaging and Micro-computed Tomography for Directly Visualizing Cerebral Thromboemboli

Combiné proche infrarouge imagerie fluorescente et la tomographie par Micro-calculé pour Directement Visualizing cérébrale thromboembolies

Direct thrombus imaging visualizes the root cause of thromboembolic infarction. Being able to image thrombus directly allows far better investigation of ...

Testing Acetylcholine Followed by Adenosine for Invasive Diagnosis of Coronary Vasomotor Disorders

Test de l’acétylcholine suivie d’une adénosine pour le diagnostic invasif des troubles vasomoteurs coronariens

More than 50% of patients with signs and symptoms of myocardial ischemia undergoing coronary angiography have unobstructed coronary arteries. Coronary ...

Tissue Preparation Techniques for Contrast-Enhanced Micro Computed Tomography Imaging of Large Mammalian Cardiac Models with Chronic Disease

Techniques de préparation tissulaire pour l’imagerie par micro-tomodensitométrie améliorée par contraste de modèles cardiaques de grands mammifères atteints de maladies chroniques

Structural remodeling is a common consequence of chronic pathological stresses imposed on the heart. Understanding the architectural and compositional ...

HE Staining and Micro-CT to Evaluate Murine Trabecular Bone Microarchitecture

Trabecular Bone Microarchitecture Evaluation in an Osteoporosis Mouse Model

An Economic and Efficient Method for Quantitative Evaluation of Bone Microarchitecture in a Murine Osteoporosis Model (Video) | JoVE

Évaluation de la microarchitecture de l’os trabéculaire dans un modèle murin d’ostéoporose

Bone microstructure refers to the arrangement and quality of bone tissue at the microscopic level. Understanding the bone microstructure of the skeleton ...