Name: duct: double resin casting followed by micro-computed tomography for 3d liver analysis
Uploaded: 2021-09-28T14:00:00
Duration: 12 min 39 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about DUCT: Double Resin Casting followed by Micro-Computed Tomography for 3D Liver Analysis at JoVE.com

Vi takker Kari Huppert og Stacey Huppert for deres ekspertise og hjelp til gallekanalkannasjon og deres laboratoriegjestfrihet. Vi takker også Nadja Schultz og Charlotte L. Mattsson for deres hjelp med vanlig gallekanalkannasjon.
Vi takker følgende tilskuddsbyråer for deres støtte:
For arbeid i ERA Lab: Karolinska Institutet (2-560/2015-280), Stockholms Läns Landsting (CIMED (2-538/2014-29)), Ragnar Söderbergs stiftelse (Svensk stiftelses startstipend), European Association for the Study of the Liver (Daniel Alagille Award), Swedish Heart-Lung Foundation (20170723) og Vetenskapsrådet (2019-01350).
For arbeid i JK Lab: Vi anerkjenner CzechNanoLab Forskningsinfrastruktur støttet av MEYS CR (LM2018110). J.K. takket være støtten fra grant FSI-S-20-6353.

<ol>
	<li>Narat, J. K., Loef, J. A., Narat, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=On+the+preparation+of+multicolored+corrosion+specimens.">On the preparation of multicolored corrosion specimens.</a> The Anatomical Record. 64, 155-160 (1936).</li><li>Ludwig, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anatomy+of+the+human+biliary+system+studied+by+quantitative+computer-aided+three-dimensional+imaging+techniques.">Anatomy of the human biliary system studied by quantitative computer-aided three-dimensional imaging techniques.</a> Hepatology. 27, 893-899 (1998).</li><li>Masyuk, T. V., Ritman, E. L., LaRusso, N. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+assessment+of+the+rat+intrahepatic+biliary+system+by+three-dimensional+reconstruction.">Quantitative assessment of the rat intrahepatic biliary system by three-dimensional reconstruction.</a> American Journal of Pathology. 158, 2079-2088 (2001).</li><li>Masyuk, T. V., Ritman, E. L., LaRusso, N. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hepatic+artery+and+portal+vein+remodeling+in+rat+liver:+Vascular+response+to+selective+cholangiocyte+proliferation.">Hepatic artery and portal vein remodeling in rat liver: Vascular response to selective cholangiocyte proliferation.</a> American Journal of Pathology. 162, 1175-1182 (2003).</li><li>Sparks, E. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Notch+signaling+regulates+formation+of+the+three-dimensional+architecture+of+intrahepatic+bile+ducts+in+mice.">Notch signaling regulates formation of the three-dimensional architecture of intrahepatic bile ducts in mice.</a> Hepatology. 51, 1391-1400 (2010).</li><li>Cuervo, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endothelial+notch+signaling+is+essential+to+prevent+hepatic+vascular+malformations+in+mice.">Endothelial notch signaling is essential to prevent hepatic vascular malformations in mice.</a> Hepatology. 64, 1302-1316 (2016).</li><li>Thakurdas, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Jagged1+heterozygosity+in+mice+results+in+a+congenital+cholangiopathy+which+is+reversed+by+concomitant+deletion+of+one+copy+of+Poglut1+(Rumi).">Jagged1 heterozygosity in mice results in a congenital cholangiopathy which is reversed by concomitant deletion of one copy of Poglut1 (Rumi).</a> Hepatology. 63, 550-565 (2016).</li><li>Walter, T. J., Sparks, E. E., Huppert, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=3-Dimensional+resin+casting+and+imaging+of+mouse+portal+vein+or+intrahepatic+bile+duct+system.">3-Dimensional resin casting and imaging of mouse portal vein or intrahepatic bile duct system.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (68), e4272 (2012).</li><li>Hankeova, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DUCT+reveals+architectural+mechanisms+contributing+to+bile+duct+recovery+in+a+mouse+model+for+Alagille+syndrome.">DUCT reveals architectural mechanisms contributing to bile duct recovery in a mouse model for Alagille syndrome.</a> Elife. 1, 1-29 (2021).</li><li>Andersson, E. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+model+of+Alagille+syndrome+and+mechanisms+of+Jagged1+missense+mutations.">Mouse model of Alagille syndrome and mechanisms of Jagged1 missense mutations.</a> Gastroenterology. 154, 1080-1095 (2018).</li><li>Tanimizu, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intrahepatic+bile+ducts+are+developed+through+formation+of+homogeneous+continuous+luminal+network+and+its+dynamic+rearrangement+in+mice.">Intrahepatic bile ducts are developed through formation of homogeneous continuous luminal network and its dynamic rearrangement in mice.</a> Hepatology. 64, 175-188 (2016).</li><li>Ober, E. A., Lemaigre, F. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+the+liver:+Insights+into+organ+and+tissue+morphogenesis.">Development of the liver: Insights into organ and tissue morphogenesis.</a> Journal of Hepatology. 68, 1049-1062 (2018).</li></ol>

Et eget prosjekt i ERA-laboratoriet er finansiert av ModeRNA. ModeRNA hadde ingen rolle i prosjektet/protokollen som er beskrevet her.

Flere kritiske trinn bestemmer DUCT-suksess, fra prøvepreparering til parametrene til CT-enheten. For å oppnå de beste resultatene, bør godt kontrasterte, godt injiserte og boblefrie harpiks brukes til å tillate enkel digital behandling med automatisert terskelverdi for å skaffe 3D-data, bilder og filmer. Med opplæring og følg denne protokollen er 90% av injeksjonene vellykkede og resulterer i reproduserbare data. Det er viktig å bruke fersk gul harpiks for å oppnå den beste kontrasten mellom de to injiserte systemene. Den gule harpiksen har en veldig sterk radiokapasitet, mens den blå harpiksen har uoppdagelig radiokapasitet. Toppresultater oppnås i løpet av de første tre månedene etter åpning av en ny gul harpiksflaske. Med tiden utfelles harpiks, og etter lengre lagring (>6 måneder) vil de gule og grønne harpiksene ikke lenger skille seg ut i CT-skanninger. Bilder med dårlig kontrast krever omfattende og tidkrevende manuell sporing og segmentering av de to systemene. Deretter er godt strukket rør uunnværlig for å passe inn i den vanlige gallekanalen til voksne mus og vanlig gallekanal og portalåre av postnatale mus. Inngangspunktet for injeksjonen må opprettes med forsiktighet. Hvis den vanlige gallekanalen er kuttet åpen tverrgående, er det sannsynlig å løsne fra det omkringliggende vevet, og forhindrer vellykket inngang av slangen. Dette trinnet er spesielt delikat for postnatale mus der den vanlige gallekanalen trekker seg tilbake og "krøller seg opp" hvis den har løsnet fra det omkringliggende vevet, noe som gjør innsetting av slangen ekstremt utfordrende. Den vanlige gallekanalen oppføring og injeksjon kan kreve litt øvelse. Mens du forbereder slangen med harpiks og gjennom hele injeksjonen, unngå bobledannelse da bobler vil skape negativ plass i CT-bildene og kreve tidkrevende manuell korreksjon. Det er viktig å forsiktig massere leveren ved å rulle over overflaten med en fuktet bomullspinne under og etter injeksjonsprosedyren, da dette letter jevn harpiksspredning. Etter ferdigstillelse av injeksjon og fjerning av slangen, må silke sutur knuten strammes raskt og forsiktig, slik at harpiksen ikke strømmer ut av leveren før den polymeriserer helt. For vellykket mikro-avbildning må prøven festes riktig med agarose og termisk tilpasset for å eliminere bevegelsesartefakter i CT-dataene. Anskaffelsesinnstillingene er også av avgjørende betydning, som bør optimaliseres for å oppnå en tilstrekkelig romlig løsning for å løse fine strukturer.
Tekniske modifikasjoner på injeksjonsprosedyren kan gjøres for å oppnå injeksjon hos yngre mus. For tiden er harpiksstøping av yngre muselever begrenset av tilgjengeligheten av tilstrekkelig tynne rør, med PE10 som den minste kommersielt tilgjengelige slangen. Tanimizu et al. injiserte vellykket karbonblekk i embryonal dag 17 (E17) vanlig gallekanal ved hjelp av glasskapillærer11. Fremtidig testing av om harpiks kan leveres via glasskapillær vil derfor være av interesse. DUCT ble videre tilpasset for å injisere andre rørformede systemer som luftveiene og lungearteriens vaskulatur i lungene9. Den doble harpiksinjeksjonen kan også modifiseres for bruk sammen med andre kommersielt tilgjengelige harpikser, eller denne protokollen kan brukes til injeksjoner med karbonblekk.
En av de viktigste begrensende faktorene i DUCT-rørledningen er harpiksviskositeten. DUCT kan bare brukes til harpiksstøping av rørformede strukturer over en diameter på 5 μm. I dette datasettet kan harpiksen trenge inn i rør med den minste diameteren på 5 μm9. Denne størrelsesbegrensningen utelukker analyse av fine ductules og små kapillærer. For ytterligere å fremme DUCT-rørledningen til mindre kaliberfartøy, bør andre kommersielt tilgjengelige harpikser testes, eller utviklingen av nye radiopaque-midler med lav viskositet kan forbedre lumenpenetrasjonen.
I Hankeova et al.9 ble DUCT sammenlignet med to andre vanlige teknikker, dobbeltkarbonblekkinjeksjoner etterfulgt av vevsrydding og standardfotografering, og iDISCO+ med farging av blodårene med alfa-glatt muskelcelle actin og gallekanaler med cytokeratin 7, etterfulgt av 3D-avbildning9. DUCT utkonkurrerte de to andre metodene når det gjaldt dobbel analyse (som var utfordrende for iDISCO + på grunn av høy lever autofluorescence), 3D-avbildning og kvantifisering (ikke mulig med karbonblekkinjeksjon), og lumenisering (DUCT gir data for den interne lumenarkitekturen og systemperfusjonen). Som nevnt ovenfor er hovedbegrensningen av DUCT den minste lumenstørrelsen som kan injiseres og analyseres (5 μm grense), en parameter der både karbonblekkinjeksjon og iDISCO + presterte bedre. DUCT er overlegen enkeltsystemharpiksstøping3,5,6 fordi det tillater analyse av hvert injisert system separat og letter også dobbel 3D-undersøkelse for å studere det arkitektoniske forholdet mellom de to systemene.
DUCT kan brukes til å studere to rørformede nettverk i 3D. Som prinsippbevis ble DUCT brukt til å visualisere leverens galle- og portalåresystemer og lungearteriens vaskulatur og luftveier i lung9. De intrahepatiske gallekanalene utvikler seg ved siden av portalvenen, og portalvenen gir en strukturell mal og signalsenter som regulerer veksten og differensiering av biliærtreet12. I Hankeova et al.9 utforsket DUCT biliær regenerering i en musemodell for den menneskelige barnesykdommen Alagille syndrom. DUCT avslørte tidligere urapporterte arkitektoniske mekanismer som biliærsystemet brukte for å oppnå et vilt-type-lignende volum9. Alagille syndrom musene brukte to forskjellige strategier: (1) i hilar og sentrale regioner i leveren, biliærsystemet økte sin forgrening, og (2) i leveren periferi, de novo-genererte gallekanaler var svært tortuous. Disse to faktorene kombinert for å gi et nesten normalt biliært systemvolum, til tross for den unormale arkitekturen. Videre oppdaget DUCT unormal gallekanalgrening som skjedde uavhengig av portalvenegrening og gallekanaler som danner forbindelsesbroer mellom to portalårer9. Disse fenotypene ville være umulige å oppdage i enkeltharpiksstøping og kunne feiltolkes i 2D histologiske seksjoner som gallekanalproliferasjon. DUCT gir dermed data som beskriver 3D-arkitekturen til to rørformede nettverk på hele organ- eller lobenivå med mulighet for kvalitativ og grundig kvantitativ analyse. DUCT kan være en ny standard for postnatal leverutvikling og leverregenereringsanalyser i ulike dyremodeller.

Organharpiksstøping er en teknikk som dateres tilbake til 1600-tallet1. Et av de første eksemplene på moderne harpiksstøping ble utført på den menneskelige leveren fra en obduksjon. Intrahepatiske gallekanaler ble fylt med et kontrastmiddel blandet med gelatin, etterfulgt av avbildning med røntgen CT-skanning2. Målet med DUCT-teknikken er å visualisere, digitalisere og analysere to rørformede harpiksstøpte nettverk, i tandem, i 3D.
DUCT er basert på den omfattende eksisterende kunnskapen om leverharpiksstøping i ett system3,4,5,6,7,8 og strekker seg til samtidig 3D-visualisering og analyse av to systemer9. DUCT avanserte enkeltharpiksstøping til dobbel harpiksstøping ved å blande to røntgentette harpikser med forskjellig kontrast og injisere disse harpiksene i to forskjellige nettverk, spesielt den vanlige gallekanalen og portalvenen. DUCT kan påføres unge postnatale mus med reproduserbare resultater så tidlig som postnatal dag 15 (P15). Sammenlignet med mikroskopibaserte avbildningsteknikker, er den største fordelen at DUCT er raskere, antistofffri, og levervevs autofluorescens forstyrrer ikke avbildning. Videre gir DUCT kvantitative data som beskriver lumeniseringsstatus, intern diameter, nettverkstilkobling og perfusjon. Differensiering mellom tilstedeværelsen av lumendannende celler og deres de facto morfogenese i rør er avgjørende for å analysere organer der kanalceller er til stede, men ikke danner rør, som det kan være tilfelle i Alagille syndrom10. Den største ulempen ved DUCT er den begrensede penetrasjonen av harpiksen, som er viskøs og ikke kommer inn i rør med et lite kaliber (<5 μm). DUCT kan brukes på hvilken som helst rørformet struktur etter å ha bestemt injeksjonsinngangspunktet, for eksempel arterielle og venøse sirkulasjonssystemer, luftveier, ekstrahepatisk gallekanal eller lymfatiske kar. Det kan dermed legge til rette for hel organarkitekturanalyse av andre vev som lunger og bukspyttkjertel.
MikroCT-segmenterte bilder kan behandles ved hjelp av kommersielt tilgjengelig bildebehandlingsprogramvare, for eksempel ImageJ, eller spesialskrevne rørledninger (f.eks. Den harpiksinjiserte leveren kan analyseres kvalitativt for nettverksutvidelse og tilkobling eller kvantitativt for volum, lengde, forgrening, tortuositet av et enkelt system, og samspillet mellom to systemer som avstanden mellom to systemer, eller grenpunktavhengighet (forgrener system 1 seg i nærheten av system 2-forgrening?). DUCT-rørledningen som omfatter harpiksininjeksjon, mikro-CT-skanning og CT-datasegmentering, kombinert med detaljert kvantitativ analyse av arkitektoniske mekanismer i to rørformede systemer, kan gi en standard for hele leveranalyse i dyremodeller.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>1.5 mL SafeSeal micro tubes</td>
			<td>Sarstedt</td>
			<td>72.706</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>23 G butterfly needle with tubing</td>
			<td>BD bioscience</td>
			<td>367283</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>25 G needle</td>
			<td>BD bioscience</td>
			<td>305122</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>30 G needle</td>
			<td>BD bioscience</td>
			<td>305106</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agarose</td>
			<td>Top-Bio</td>
			<td>P045</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Benzyl alcohol</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>108006</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Benzyl benzoate</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>B6630</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Corning 50 mL tubes</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>CLS430829-500EA</td>
			<td>polypropylene</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton swabs</td>
			<td>Medicarier</td>
			<td>60406</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissection Microscope</td>
			<td>Leica Camera AG</td>
			<td></td>
			<td>Leica M60</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dulbecco&#39;s phosphate-buffered saline</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>14190144</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol 70%</td>
			<td>VWR</td>
			<td>83801.41</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Falcon tube 15 mL</td>
			<td>Verkon</td>
			<td>331.850.084.006</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps curved</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11051-10</td>
			<td>Fine Graefe 10 cm curved</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps straight</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11050-10</td>
			<td>Fine Graefe 10 cm straight</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Formaldehyde solution</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>F8775</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GE Phoenix v|tome|x L 240</td>
			<td>Waygate Technologoies</td>
			<td></td>
			<td>micro computed tomography scanner</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hanks&#39; Balanced Salt Solution</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>14025092</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin</td>
			<td>Leo Pharma</td>
			<td>B01AB01</td>
			<td>5000 IE/mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isolfurane</td>
			<td>Baxter</td>
			<td>FDG9623</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Methanol</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>11413413</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MICROFIL</td>
			<td>Flowtech</td>
			<td>MV-122</td>
			<td>synthetic resin yellow</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MICROFIL</td>
			<td>Flowtech</td>
			<td>MV-120</td>
			<td>synthetic resin blue</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MICROFIL</td>
			<td>Flowtech</td>
			<td>MV-diluent</td>
			<td>clear resin diluent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pasteur pipette</td>
			<td>Verkon</td>
			<td>130.690.424.503</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Peristaltic pump</td>
			<td>AgnThos</td>
			<td>010.6131.M20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>phoenix datos|x 2.0 software</td>
			<td>Baker Hughes</td>
			<td></td>
			<td>CT data reconstruction software</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rocker</td>
			<td>VWR</td>
			<td>444-0142</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silk suture</td>
			<td>AgnThos</td>
			<td>14757</td>
			<td>Black silk, 4-0, sterile, 100 m</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Skin scissor</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14058-09</td>
			<td>Iris straight tip 9 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spring scissor</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>15000-03</td>
			<td>Vannas micro, straight tip 2 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe 1 mL Luer</td>
			<td>BD bioscience</td>
			<td>303172</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tubing PE10</td>
			<td>BD bioscience</td>
			<td>427401</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tubing PE50</td>
			<td>BD bioscience</td>
			<td>427411</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VG Studio MAX 3.3 software</td>
			<td>Volume Graphics GmbH</td>
			<td></td>
			<td>CT data processing and analysis software</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

duct: double resin casting followed by micro-computed tomography for 3d liver analysis

Leveren er det største indre organet hos mennesker og mus, og høy autofluorescens utgjør en betydelig utfordring for å vurdere organets tredimensjonale (3D) arkitektur på hele organnivå. Leverarkitektur er preget av flere forgrening lumeniserte strukturer, som kan fylles med harpiks, inkludert vaskulære og biliære trær, og etablerer et svært stereotypt mønster i det ellers hepatocyttrike parenchyma. Denne protokollen beskriver rørledningen for å utføre dobbel harpiksstøping av mikroberegnet tomografi, eller "DUCT". DUCT innebærer å injisere portalvenen og vanlig gallekanal med to forskjellige radiopakke syntetiske harpikser, etterfulgt av vevsfiksering. Kvalitetskontroll ved å fjerne en lobe, eller hele leveren, med et optisk clearingmiddel, gjør det mulig å forhåndsscreene passende injiserte prøver. I den andre delen av DUCT-rørledningen kan en lobe eller hele leveren brukes til mikro-beregnet tomografi (microCT) skanning, (semi-)automatisert segmentering og 3D-gjengivelse av portalens venøse og biliære nettverk. MicroCT resulterer i 3D-koordinatdata for de to harpiksene som muliggjør kvalitativ og kvantitativ analyse av de to systemene og deres romlige forhold. DUCT kan brukes på postnatal og voksen mus lever og kan videre utvides til andre rørformede nettverk, for eksempel vaskulære nettverk og luftveier i lungene.

Hva du skal gjøre Vellykket dobbel harpiksin injeksjon oppnås når både intrahepatiske gallekanaler og portal vene vaskulatur er godt fylt. Som et kvalitetskontrolltrinn tillater rydding av en lobe (for eksempel venstre lateral lobe) verifisering av en vellykket injeksjon, etterfulgt av avbildning av lober av interesse. Den optisk klarerte loben kan skannes senere ved hjelp av microCT; derfor er det mulig å optisk fjerne hele leveren. I godt injisert muselever bør portalvenens vaskulatur fylles med harpiks til leveren periferi og harpiks skal være synlig i sidegrener (figur 4), og denne arkitekturen er trofast rekapitulert i mikro-skannede og segmenterte data. Videre bør godt injiserte intrahepatiske gallekanaler være synlige ved siden av hovedportalvenegrenene som strekker seg nesten til periferien, og harpiks skal være synlig i de store sidegrenene. Hvis kontrollloben passerer kvalitetskontrolltrinnet, kan lobene av interesse (inkludert den optisk fjernede) skannes med microCT. Resultatet av segmenterte data fra en godt injisert lever vises for en P15-mus (figur 4A, B) og en voksen mus (figur 4C, D).
Hva ikke å gjøre Intakt levervev er en forutsetning for vellykket injeksjon. Vær ekstra forsiktig når du kutter bukhulen og membranen for ikke å ved et uhell nick levervevet. Hvis det er fysisk skade på leveren under denne prosedyren, er det svært sannsynlig at harpiksen lekker ut under portalveneinjeksjon (figur 5A). Det er ikke mulig å oppnå en god injeksjon av det vaskulære systemet hvis leveren er fysisk skadet.
En av de vanlige feilene er å underfylle leveren med harpiks som kan føre til utfordringer for visualisering eller analyse. En av årsakene til systemunderfylling er harpiksherding for tidlig i nålen eller spissen av slangen før injeksjonen er fullført (figur 5B, blå pilspisser, braketter skildrer store bobler). En god praksis er å bruke ett injeksjonssett per dyr og jobbe raskt etter at herdemiddelet er lagt til harpiksen. Hvis harpiksen herdes under injeksjonen (som kan observeres av et halvfylt system, her eksemplifisert med en halvfylt portalvenevaskulatur) fjern slangen, kutt spissen av slangen (alltid diagonalt for å skape en skrå spiss), og skyv stempelet. Hvis harpiks begynner å dryppe igjen, sett forsiktig inn slangen igjen og fest den med suturen. Hvis harpiksen har herdet i nålen, bytt slangen helt ut, fyll den med harpiks (unngå bobler), sett forsiktig inn slangen igjen og fest den med suturen. Det kan være utfordrende å erstatte slangen, spesielt hos unge postnatale mus <P30, da vevet er mer skjøre. En annen årsak til dårlig harpiksfylling av portalvenevaskulaturen kan være utilstrekkelig transkardial perfusjon (figur 5C, blå pilspisser betegner blod som er synlig i terminalgrener). Dette kan observeres når spissene på karene er fylt med blod i stedet for harpiks. For å unngå dette, sørg for at portalvenen (utenfor leveren) ikke inneholder noe blod før injeksjonen. Den tredje årsaken til underfylt lever er når slangen settes for dypt inn i leveren og går inn i en gren mot en av lobene. For å forhindre dette, sett inn slangen minst 0,5 cm fra inngangen til leveren.
Motsatt blir ett eller begge av systemene overfylt med harpiks (figur 5D). Det er nødvendig å visuelt overvåke leveren gjennom hele injeksjonen. Biliært systemstøping med harpiks er mer utfordrende enn portal veneharpiksstøping siden harpiksfylte kanaler bare er svakt synlige på leveroverflaten, og det er vanskelig å vurdere når systemet er nesten fullt og når det skal stoppe. Når små gule harpiks prikker vises på leveroverflaten (Figur 2Ci, blå pilspiss), er dette et tegn på at biliærsystemet er helt fylt, og harpiksen begynner å lekke ut av kanalene. Mindre harpikslekkasje kan korrigeres manuelt under mikro-CT-datasegmentering (figur 5D, høyre paneler).
Hvis injeksjonstrykket er for høyt, kan dette føre til at fartøy eller kanaler brister (figur 5E), irreversibelt skadelig fartøy eller kanalarkitektur. Leveren vil ikke være egnet for mikro-CT-skanning eller analyse. For å unngå overfylling av harpiks, optimaliser riktig volum og trykk som brukes til injeksjon i hver musemodell. Når du arbeider med mus som har blitt utfordret med et giftig kosthold, genetisk modifikasjon eller leverskade som påvirker galle- eller venøse systemer, eller leverstivhet, kan injeksjonstrykket og volumet måtte justeres ettersom volum og trykk tolerert kan være forskjellig fra de ville musene. Denne protokollen beskriver den manuelle injeksjonen av de to systemene, men det er mulig å koble sprøyten til en pumpe for å standardisere injeksjonstrykket. Bobler er en annen svært vanlig injeksjon artefakt som fører til sparsom fylling av rørformede nettverk (Figur 5F-H, blå pilspisser). For å unngå bobledannelse, sørg for at sprøyten og slangen ikke inneholder noen bobler, er helt fylt med harpiks, og harpiksen drypper fra spissen av slangen før injeksjon. Små bobler som vises som negative områder på mikro-CT-dataene, kan korrigeres manuelt under etterbehandlingstrinn, selv om dette er arbeidskrevende.
Frisk er den beste Bruk av fersk gul harpiks er en avgjørende faktor, noe som betydelig påvirker kontrasten til de to harpiksene og mikro-MIKROCT-datasegmenteringen. Når den nyåpnede harpiksen brukes (figur 6A) er det en klar forskjell i kontrast mellom de gule harpiksinnsprøytede gallekanalene (lyse hvite) og de grønne harpiksinnsprøytede portalårene (lysegrå). Lever som injiseres med fersk harpiks behandles enkelt ved hjelp av automatisert global terskelverdi. Ved langvarig lagring utfelles harpiksen, og kontrasten avtar. Etter 3 måneders lagring kan kontrasten fortsatt være tilstrekkelig til å skille portalvenen fra gallekanalen (figur 6B), men nedbør påvirker blandingen av de to harpiksene, som er synlig som en heterogen opasitet i den fylte portalvenen (fig. 6B, blå pilspisser). Heterogen kontrast påvirker den automatiserte terterskelen negativt og nødvendiggjør manuelle korrigeringer, noe som øker behandlingstiden. Hvis harpiksen er eldre enn seks måneder, har kontrasten blitt dårligere til et punkt der det ikke er mulig å skille den gulinjiserte gallekanalen fra den grønninnsprøytede portalvenen basert på kontrasten alene (figur 6C). I dette tilfellet må gallekanalen og portalvenen segmenteres manuelt basert på diameter og posisjon i hilarområdet og følges manuelt gjennom hele mikroCT-dataene. Denne prosedyren er ekstremt tidkrevende og best unngås.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62941/62941fig01.jpg"> Figur 1: Injeksjonssett for harpiksstøping. (A) Injeksjonssett #1 består av en 30 G nål og PE10 slange som er ~30 cm lang. Injeksjonssett #2 består av en 23 G nål og PE50 slange ~30 cm lang. (B) Tuppen av slangen strekkes og kuttes i en vinkel for å skape en skrå spiss. Linjalen i A og B er en centimeter linjal, med store trinn på 1 cm, mellomliggende trinn på 5 mm og mindre trinn på 1 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62941/62941fig01large.jpg" target="_blank">Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62941/62941fig02.jpg"> Figur 2: Dobbelt harpiks støping flyt diagram. (A) Skjematisk viser murin venøst sirkulasjonssystem og hjertet med uthevet høyre atrium, som skal kuttes bort før perfusjon, og venstre ventrikel der nålen skal settes inn for perfusjon for å vaske bort blodet fra sirkulasjonssystemet. Den dårligere vena cava bør brytes under nyrene for å lindre vaskulært trykk. (B) Galle kanalharpiks injeksjon strømningsskjema. (i) Zoom bilde av (A) som viser hvor du skal kutte IVC. (ii) Bilde som viser den vanlige gallekanalen (gulprikket linje) fra lever hilar-regionen til sphincter av Oddi (svarte pilspisser), med suturtråd under den ryddede vanlige gallekanalen. (iii) Egnet posisjon for løs overhåndsknute rundt vanlig gallekanal. (iv) Den gule stiplede linjen og de svarte pilspissene merker sphincteren til Oddi, og demonstrerer den skrå vinkelen for snitt og hvordan åpningen skal vises etter skrå vinkelinnsnittet. (v) Skjematisk som viser retningen på PE10-slange skrååpningen (oppover) ved innsetting. (vi) Utseende av gul harpiks som injiseres; harpiks skal lett passere den løst bundet knuten. IVC, dårligere vena cava; CBD, vanlig gallekanal. (C) Portal vene harpiks injeksjon flyt diagram. (i) Den grønne stiplede linjen markerer portalvenen fra hilarområdet. De blå pilspissene merker det overfylte biliære systemet. (ii) Egnet sted for løs overhånds knute rundt portalvenen. (iii) Skjematisk som viser skrå åpningen (oppover) ved innsetting. (iv) Utseende av lever ved injeksjon av grønn harpiks og gul harpiks; legg merke til det harpiksfylte blodkaret i leverperiphery. PV, portalåre. Figur 2A ble opprettet med Biorender.com. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62941/62941fig02large.jpg" target="_blank">Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62941/62941fig03.jpg"> Figur 3: Mikro-CT-databehandling i volumgrafikkprogramvare. (A) Overflatebestemmelse, (i) overvurdert isoverdi (gjeldende forhåndsvisning av seleksjon vises i gul farge), (ii) undervurdert isoverdi, (iii) optimalt utvalg av isoverdi for riktig overflatebestemmelse av portalvene og gallekanaler. (B) Splitting region av interesse (ROI) opprettet av overflatebestemmelse, (i) sette verdien i dialogvinduet høyt nok til at bare ett segment (den største) vil forbli, (ii) i gule rammer de mindre (ekskluderte) partiklene vises. (C) Overflateutjevning av dataene, (i) utjevningsfunksjon er på venstre panel, (ii) sett utjevningsstyrken til 1 (maks. 2) og opprett ny utjevnet avkastning, (iii) utjevnede data. (D) Separasjon av individuelle rørformede systemer, (i) i overflatebestemmelsesfunksjonen, still inn isovaluen slik at bare biliærsystemet er inkludert i utvalget (gjeldende forhåndsvisning av seleksjon er vist i gul farge), (ii) markerer avkastningen til både systemer og avkastning av bare biliærsystemet og trekker gallesystemet ROI fra ROI i begge systemene, (iii) Portalvenen vist i grått, biliærsystemet vist i grønt. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62941/62941fig03large.jpg" target="_blank">Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62941/62941fig04.jpg"> Figur 4: Brønninnsprøytet gallekanal (BD) og portalvene (PV) systemer. (A) Optisk ryddet høyre medial lobe (RML) av postnatal dag 15 (P15) lever injisert med to harpikser i de to systemene. Skalastang 1 mm. (B) 3D-gjengivelse av P15 RML vist i (A) som viser portalvenens vaskulatur i hvitt og biliært system i grønt. Skala bar 1 mm. (C) Optisk ryddet RML av voksen lever injisert med to harpikser i de to systemene. Skalastang 1 mm. (D) 3D-gjengivelse av voksen RML vist i (C) som viser portalvenens vaskulatur i hvitt og biliært system i grønt. H = hilar, P = perifer. Skalastang 1 mm. Paneler A, B, D er tilpasset med tillatelse fra Hankeova et al.9. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62941/62941fig04large.jpg" target="_blank">Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62941/62941fig05.jpg"> Figur 5: Vanlige utfordringer med leverinjeksjoner med dobbel harpiks. (A) Bildet viser en lever som ved et uhell ble hakket under den første åpningen av bukhulen, og harpiksen lekker gjennom kuttet (blå pilspiss). (B) Dårlig injisert portal vene system på grunn av harpiks herding. Blå pilspisser merker tomme terminalgrener, og røde parenteser merker store bobler. Skalastang 1 mm. (C) Dårlig injisert portal vene system på grunn av dårlig transkardiale perfusjon. Blå pilspisser merker blod som er synlig i terminalgrenene. Skalastang 1 mm. (D) Overfylt biliært system manifestert av isolerte harpikskuler. De venstre panelene viser den optisk ryddede leveren, og de høyre panelene viser det 3D-mikro-gjengitte bildet. De blå prikkede konturene viser zoom-inn-områder. De svarte pilspissene merker en del av leveren som ble skadet under den optiske ryddingen etter mikro-CT-skanning. Skalastang 1 mm. (E) Høyt trykk under harpiksininjeksjon kan forårsake brudd på portalvenen (dyret i dette panelet bærer en Jag1H268Q mutasjon), preget av blå pilspisser. Skalastang 1 mm. (F) Bobler i harpiksen under portalveneinjeksjon (blå pilspisser) og (G) biliær systeminjeksjon (blå pilspiss), skalastang 1 mm. (H) MicroCT-skanning av bobler (blå pilspiss), dårlig fylte terminalgrener (røde braketter) og harpikslekkasje (gul pilspiss), skalastang 1 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62941/62941fig05large.jpg" target="_blank">Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62941/62941fig06.jpg"> Figur 6: Differensialharpikskontrast. (A) Nyåpnet gul harpiks gir tilstrekkelig kontrast til å skille harpiksinnsprøytet portalvene (grå) og gallekanaler (hvit). (B) Tre måneders lagring av gul harpiks fører til utfelling av harpiksen, noe som resulterer i heterogen opasitet (gråhvit portalåre, blå pilspiss). (C) Langvarig lagring (>6 måneder) med gul harpiks reduserer kontrasten mellom portalvenen (grå) og gallekanaler (grå). Skalalinje 100 μm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62941/62941fig06large.jpg" target="_blank">Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.</a>

Watch this Scientific Journal Video about DUCT: Double Resin Casting followed by Micro-Computed Tomography for 3D Liver Analysis at JoVE.com

DUCT: Double Resin Casting followed by Micro-Computed Tomography for 3D Liver Analysis

Dobbel harpiksstøping av mikro-beregnet tomografi, eller DUCT, muliggjør visualisering, digitalisering og segmentering av to rørformede systemer samtidig for å lette 3D-analyse av organarkitektur. DUCT kombinerer ex vivo-injeksjon av to radiopakke harpikser etterfulgt av mikro-beregnet tomografiskanning og segmentering av tomografiske data.

KANAL: Dobbel harpiksstøping etterfulgt av mikro-beregnet tomografi for 3D leveranalyse

The liver is the biggest internal organ in humans and mice, and high auto-fluorescence presents a significant challenge for assessing the ...

Denne metoden lar oss analysere, visualisere og kvantifisere levervaskulær og biliær systemarkitektur i 3D. Vi kan nå bedre forstå de romlige aspektene ved leversykdom og regenerering. Den største fordelen med denne teknikken er at den ikke er avhengig av eksistensen av antistoffer eller fluorescensavbildning.Det gir også mulighet for direkte visualisering av hvilke nettverk som er riktig lumenized. Denne metoden er egnet for analyse av rørformede systemer, derav forskning på blodkar, gallekanaler og luftveier er ideelle områder. Vi brukte DUCT til å forstå de strukturelle endringene knyttet til galleregenerering.Før du injiserer harpiks i musens biliære system, begynn å bevege tarmen og bukspyttkjertelen til venstre side av musen, ved hjelp av en bomullspinne fuktet med PBS for å eksponere den vanlige gallekanalen og portalvenen. Lag deretter et lite tverrsnitt i den dårligere vena cava. Vend leverens ventrale side mot hjertet for å eksponere den viscerale overflaten og hilarområdet, og finn den vanlige gallekanalen som går fra hilarområdet over bukspyttkjertelen, og inn i tarmen ved sfincteren til Oddi.Bruk de rette tangene til å fjerne det omkringliggende vevsområdet på omtrent fem millimeter fra den vanlige gallekanalen. Deretter, ved å plassere en silke sutur tråd under den vanlige gallekanalen, knytte en løs overhånd knute rundt den vanlige gallekanalen. Hold vårsaksen flatt mot den vanlige gallekanalen for å gjøre et skrått snitt mot den vanlige gallekanalen på stedet der den vanlige gallekanalen kommer inn i bukspyttkjertelen og tarmen ved siden av sfincteren til Oddi.Bland deretter en milliliter av den gule harpiksen med 50 mikroliter av MV-herdemiddelet, og fyll en en milliliter luer sprøyte med harpiksherdemiddelblandingen. Koble den fylte sprøyten med slangesettet en, og trykk stempelet for å fylle slangen til harpiksherdemiddelblandingen drypper fra tuppen av slangen. Bruk tangene til å rette området rundt det vanlige gallekanalinnsnittet.Før du setter slangen inn i åpningen i den vanlige gallekanalen med den lengste kanten av skråspissen nedover mot den dorsale siden av gallekanalen. Stram deretter silketrådknuten for å feste slangen inne i den vanlige gallekanalen. Etter å ha injisert harpiksen i den vanlige gallekanalen, observere galleblæren og de enkelte leverlobene.Masser leveren med en PBS-fuktet bomullspinne for å spre harpiksen likt. Harpiksfylte gallekanaler terminalgrener vil være svakt synlige på leveroverflaten. Slutt å injisere harpiksen når harpiks prikker vises på overflaten av leveren eller når motstanden er oppfylt.Fjern deretter slangen ved å trekke ut av den vanlige gallekanalen og stram raskt silkeknuten ved hjelp av tang for å forhindre at harpiksen lekker ut. Klipp de løse endene av silke suturen, slik at de ikke forstyrrer portalveneinjeksjonen. Før du injiserer harpiksen i portalvenen, fjern portalvenen fra det omkringliggende vevet omtrent to centimeter fra inngangen til leveren, ved hjelp av rette tang.Plasser deretter silke suturtråden under det ryddede området av portalvenen for å knytte en løs overhåndsknute. I portalvenen distal til leveren, gjør et langsgående snitt før du knytter knuten. Deretter forbereder du den grønne harpiksherdemiddelblandingen i sprøyten og fyller slangen med blandingen som vist tidligere.Bruk tangene til å rette portalvenen ved å trekke det omkringliggende vevet mot halesiden før du setter inn slangen med den lengste kanten av skråspissen mot dorsalsiden av karet. Stram silkegjengen for å feste slangen i portalvenen. Etter å ha injisert harpiksen i portalvenen, observere blodkarene som fylles opp med harpiks, og masser leveren med en PBS-fuktet bomullspinne for å spre harpiksen.Når alle blodårene er fylt, trekk ut slangen fra portalvenen, og stram raskt silkeknuten ved hjelp av tang for å forhindre at harpiksen lekker ut. For mikro-beregnet tomografi eller MicroCT-skanning av den dissekerte leveren fra musen, plasser riktig medial leverlobe i et 15 milliliter konisk rør, og fyll røret med 1% agarose gel til omtrent to tredjedeler av det totale volumet av røret for å minimere uønsket prøvebevegelse under MicroCT-måling. Monter det koniske røret på 15 milliliter med prøven på rotasjonsstadiet til en CT-enhet.La røret tilpasse seg målekammeret termisk i minst en time. Når prøven er termisk tilpasset, sentrerer du den i synsfeltet eller FOV, og optimaliserer deretter kildeprøven og prøvedetektoravstandene, eller SSD og SDD for å nå tilstrekkelig voxeloppløsning. Når parameterne er angitt, starter du en CT-måling.Bruk dedikert tomografisk rekonstruksjonsprogramvare for å rekonstruere CT-dataene. Hvis du vil analysere CT-dataene, laster du inn filene ved å velge fil, import og kommando. Bruk overflatebestemmelsesfunksjonen på topppanelet til å segmentere harpiksen i dataene ved hjelp av global tersklering.I dialogvinduet bestemmer du terskelverdien med histogramevalueringen ved å angi posisjonen til den røde isoverdilinjen for å segmentere bare de harpiksfylte fartøyene. På venstre panel velger du modulen opprett avkastning fra volum eller CAD eller nett for å skape en region av interesse eller avkastning for de harpiksfylte fartøyene. I dialogvinduet bruker du alternativet opprett ROIer fra heldekkende for å velge og bekrefte navnet på det behandlede volumet.Eliminer feilaktig segmentering av støyklynger i bakgrunnsområdet i denne avkastningen. Merk avkastningen på høyre panel ved å høyreklikke og velge modulen delt avkastning. I dialogvinduet angir du parameteren for minimumsvolum voxel for å utelukke alle støypartiklene.Parameterverdien er eksperiment- og dataavhengig og optimalisert for hvert utvalg som skal analyseres. På venstre panel bruker utjevningsmodulen til å lage glatte, kontinuerlige og solide kanalmasker uten artefakter, som tilstedeværelsen av luftbobler eller harpikslekkasje i harpikskostnaden ROI. Lag en egen avkastning som beskrevet tidligere for systemet fylt med mer absorptive harpiks som den gule harpiksen som brukes til den vanlige gallekanalinjeksjonen med høyere intensitetsverdier i CT-dataene.Merk og harpiks maskerer den nye avkastningen ved å høyreklikke før du velger trekk fra ROIer, og deretter trekke den nye avkastningen fra harpiksmasken ROI for å opprette en ny avkastning for det gjenværende rørformede systemet. Eksporter de resulterende ROIene for begge rørformede systemer i forskjellige formater basert på operatørreferanser for etterfølgende behandling i annen programvare. Videre behandle de resulterende ROIene i en volumgrafikkprogramvare for å eksportere den endelige visualiseringen i form av et bilde eller en video.I denne studien ble en vellykket dobbel harpiksininjeksjon oppnådd med velfylte intrahepatiske gallekanaler og portal venevaskulatur. Den representative analysen illustrerer resultatet av segmenterte data fra en godt injisert lever for en P15-mus, og en voksen mus der harpiks er synlig i sidegrenene. I det typiske eksemplet på mislykket injeksjon resulterte fysisk skade på leveren under kirurgisk prosedyre i harpikslekkasjen.Også for tidlig herding av harpiksen i kanylen eller spissen av slangen før injeksjonen, og utilstrekkelig transkardiale perfusjon forårsaket systemunderfylling. Den mindre harpikslekkasjen kan korrigeres manuelt under MicroCT-datasegmentering. Høyt injeksjonstrykk kan sprekke fartøy eller kanaler, og irreversibelt skade fartøyet eller kanalarkitekturen.I tillegg var boblene en annen svært vanlig injeksjonsartefakt som førte til sparsom fylling av rørformede nettverk. Når nyåpnet harpiks ble brukt, ble det observert en klar forskjell i kontrasten mellom de gule harpiksinjiserte gallekanalene og grønne harpiksinnsprøytede portalårer. Etter tre måneders lagring var kontrasten tilstrekkelig til å skille portalvenen fra gallekanalen.Nedbøren påvirket imidlertid blandingen av de to harpiksene, som var synlig som en heterogen opasitet i den fylte portalvenen. Da harpiksen var eldre enn seks måneder, ble kontrasten degradert til et punkt der det var umulig å skille den gulinjiserte gallekanalen fra den grønninjiserte portalvenen, basert på deres kontrast alene. Det er avgjørende å gjøre et skrått snitt inn i den vanlige gallekanalen.Ellers vil det være svært vanskelig å sette inn slangen. DUCT-teknikken opplyser nye arkitektoniske mekanismer for biliær regenerering i en klinisk relevant modell med tydelige trekk i hilar- og perifer lobe-regionene.

Research

JoVE Journal

Medicine

Retrograde Perfusion and Filling of Mouse Coronary Vasculature as Preparation for Micro Computed Tomography Imaging

Retrograd perfusjon og Fylling av Mouse Coronary blodkar som forberedelse for Micro Datatomografiscanning Imaging

Visualization of the vasculature is becoming increasingly important for understanding many different disease states. While several techniques exist for ...

3-Dimensional Resin Casting and Imaging of Mouse Portal Vein or Intrahepatic Bile Duct System

3-dimensjonale Resin Casting og bildebehandling av Mouse Portal Vein eller intrahepatiske kanalsystem

In  organs, the correct architecture of vascular and ductal structures is  indispensable for proper physiological function, and the formation and  ...

Osmotic Drug Delivery to Ischemic Hindlimbs and Perfusion of Vasculature with Microfil for Micro-Computed Tomography Imaging

Osmotisk Drug Delivery til iskemisk bakbena og perfusjon av blodkar med Microfil for Micro-CT Imaging

Preclinical research in animal models of peripheral arterial disease plays a vital role in testing the efficacy of therapeutic agents designed to ...

Assessment of Viability of Human Fat Injection into Nude Mice with Micro-Computed Tomography

Vurdering av Livskraftig of Human Fat Injeksjon i Nude Mus med Micro-Datatomografiscanning

Lipotransfer is a vital tool in the surgeon&#8217;s armamentarium for the treatment of soft tissue deficits of throughout the body. Fat is the ideal soft ...

Bile Duct Ligation in Mice: Induction of Inflammatory Liver Injury and Fibrosis by Obstructive Cholestasis

Gallegang Ligation i Mus: Induksjon av inflammatorisk Leverskade og fibrose av obstruktiv Kolestase

In most vertebrates, the liver produces bile that is necessary to emulsify absorbed fats and enable the digestion of lipids in the small intestine as well ...

Using Micro-computed Tomography for the Assessment of Tumor Development and Follow-up of Response to Treatment in a Mouse Model of Lung Cancer

Ved hjelp av Micro-computertomografi for vurdering av tumorutvikling og oppfølging av respons på behandlingen i en musemodell for lungekreft

Lung cancer is the most lethal cancer in the world. Intensive research is ongoing worldwide to identify new therapies for lung cancer. Several mouse ...

Combined Near-infrared Fluorescent Imaging and Micro-computed Tomography for Directly Visualizing Cerebral Thromboemboli

Kombinert Nær-infrarød Fluorescent Imaging og Micro-computertomografi for Direkte Visualisering Cerebral tromboemboli

Direct thrombus imaging visualizes the root cause of thromboembolic infarction. Being able to image thrombus directly allows far better investigation of ...

Testing Acetylcholine Followed by Adenosine for Invasive Diagnosis of Coronary Vasomotor Disorders

Testing av acetylkolin etterfulgt av adenosin for invasiv diagnose av koronar vasomotoriske lidelser

More than 50% of patients with signs and symptoms of myocardial ischemia undergoing coronary angiography have unobstructed coronary arteries. Coronary ...

Tissue Preparation Techniques for Contrast-Enhanced Micro Computed Tomography Imaging of Large Mammalian Cardiac Models with Chronic Disease

Vevsforberedelsesteknikker for kontrastforbedret mikroberegnet tomografiavbildning av store pattedyr hjertemodeller med kronisk sykdom

Structural remodeling is a common consequence of chronic pathological stresses imposed on the heart. Understanding the architectural and compositional ...

HE Staining and Micro-CT to Evaluate Murine Trabecular Bone Microarchitecture

Trabecular Bone Microarchitecture Evaluation in an Osteoporosis Mouse Model

An Economic and Efficient Method for Quantitative Evaluation of Bone Microarchitecture in a Murine Osteoporosis Model (Video) | JoVE

Evaluering av trabekulær benmikroarkitektur i en osteoporosemusemodell

Bone microstructure refers to the arrangement and quality of bone tissue at the microscopic level. Understanding the bone microstructure of the skeleton ...