Name: a porcine heterotopic heart transplantation protocol for delivery of therapeutics to a cardiac allograft
Uploaded: 2022-02-14T14:30:00
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Nous tenons à remercier Duke Large Animal Surgical Core et Duke Perfusion Services pour leur aide au cours de ces procédures. Nous tenons également à remercier Paul Lezberg et TransMedics, Inc. pour leur soutien.

REMARQUE: Deux porcs femelles du Yucatan sont sélectionnés, l’un étant désigné comme donneur de greffe cardiaque et l’autre comme receveur. Il est recommandé de recommander les porcs âgés de 6 à 8 mois, pesant environ 30 kg et ayant des groupes sanguins compatibles. La figure 1 présente la vue d’ensemble du protocole. Le logement et les procédures de traitement des porcs sont effectués conformément aux directives du comité de soins et d’utilisation des animaux du Duke U...

<ol>
	<li>Virani, S. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heart+disease+and+stroke+statistics-2021+update:+A+report+from+the+American+Heart+Association.">Heart disease and stroke statistics-2021 update: A report from the American Heart Association.</a> Circulation. 143 (8), 254 (2021).</li><li>Stehlik, J., Kobashigawa, J., Hunt, S. A., Reichenspurner, H., Kirklin, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Honoring+50+years+of+clinical+heart+transplantation+in+circulation:+in-depth+state-of-the-art+review.">Honoring 50 years of clinical heart transplantation in circulation: in-depth state-of-the-art review.</a> Circulation. 137 (1), 71-87 (2018).</li><li>Kadner, A., Chen, R. H., Adams, D. 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S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+characterization+of+swine+leucocyte+antigen+class+II+genes+in+outbred+pig+populations.">Molecular characterization of swine leucocyte antigen class II genes in outbred pig populations.</a> Animal Genetics. 41 (4), 428-432 (2010).</li></ol>

L’administration de traitements pendant la perfusion ex vivo en transplantation cardiaque offre une stratégie pour modifier l’allogreffe et potentiellement améliorer les résultats de la transplantation. Le protocole présenté ici intègre le stockage de perfusion sanguin ex vivo normotherme de pointe et offre un potentiel prometteur pour tester l’administration isolée de cellules, de gènes ou d’immunothérapies à l’allogreffe 11,12,13.<sup class="xref"...

L’insuffisance cardiaque est une maladie qui touche environ 6 millions d’adultes aux États-Unis et devrait atteindre 8 millions d’adultes d’ici 20301. La transplantation cardiaque est le traitement de référence pour l’insuffisance cardiaque en phase terminale. Cependant, il n’est pas sans limites et complications. Il reste limité par le nombre de cœurs de donneurs disponibles, le dysfonctionnement primaire du greffon, le rejet du cœur et les effets secondaires de l’immunosuppression à long terme2. Ces limitations sont particulièrement importantes chez les jeunes receveurs qui peuvent subir un échec de l’allogreffe et nécessiter une regreffe ultérieure pour atteindre une espérance de vie normale.
Une intervention idéale pour surmonter ces limitations consisterait à traiter des allogreffes cardiaques entières avec des traitements avant l’implantation chez le receveur qui peuvent améliorer la viabilité de l’allogreffe et conférer une « cardioprotection ». De telles interventions seraient administrées à titre prophylactique pour minimiser l’incidence des insultes ischémiques, le rejet de l’allogreffe, la vasculopathie par allogreffe cardiaque et même la réparation des allogreffes marginales. Les études translationnelles pour développer ces types d’interventions nécessitent un modèle de transplantation cardiaque de gros animaux pour permettre la surveillance à long terme du greffon cardiaque. Le modèle de transplantation cardiaque hétérotopique porcine en position intraabdominale s’est avéré idéal à cette fin. La transplantation cardiaque dans cette position permet de tester les effets de nouvelles thérapies et d’évaluer l’immunopathologie du rejet du greffon. De plus, le modèle hétérotopique est avantageux par rapport au modèle orthotopique en raison d’une meilleure survie globale du receveur, de l’absence de pontage cardiopulmonaire et de l’absence d’exigence du greffon pour maintenir la circulation du receveur3.
L’administration efficace d’interventions thérapeutiques au cœur, telles que des gènes, des cellules ou une immunothérapie, constitue un obstacle important à l’application clinique 4,5. La technologie introduite par les dispositifs de perfusion ex vivo permet aux greffons d’être perfusés en permanence, en les maintenant dans un état non fonctionnel mais métaboliquement actif 6,7,8,9. Cela offre une occasion unique de traiter un cœur entier avec des thérapies avancées tout en minimisant les effets secondaires potentiels de l’administration systémique 10,11,12,13. Un autre avantage de l’utilisation de dispositifs de perfusion ex vivo pour l’administration thérapeutique est qu’ils permettent l’administration de médicaments à la circulation coronaire sur de longues périodes qui ne sont pas réalisables en utilisant les méthodes traditionnelles de stockage statique à froid. Cela permet une livraison plus globale des traitements au greffon14. En utilisant le protocole présenté ici, nous avons livré avec succès le gène de la luciole luciférase à un greffon cardiaque porcin entier en utilisant des vecteurs adénoviraux15. L’objectif de ce protocole est de fournir une approche reproductible et robuste pour obtenir l’administration d’un traitement à l’ensemble de l’allogreffe cardiaque avant la transplantation.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>0 Looped Maxon suture</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>GMM-341L</td>
			<td>Used to close fascia of the laparotomy incision</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0 Silk ties</td>
			<td>Medtronic, Inc</td>
			<td>S346</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>18 G Angiocath</td>
			<td>BD</td>
			<td>381144</td>
			<td>Used to de-air the left ventricle of the donor heart after implantation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>20 Fr LV vent</td>
			<td>Medtronic, Inc</td>
			<td>12002</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2-0 Silk sutures</td>
			<td>Ethicon, Inc.</td>
			<td>SA11G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2-0 Silk ties</td>
			<td>Ethicon, Inc.</td>
			<td>SA65H</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2-0 Vicryl suture</td>
			<td>Ethicon, Inc.</td>
			<td>J259H</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>24 Fr venous cannula</td>
			<td>Medtronic, Inc</td>
			<td>68124</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3-0 Prolene sutures</td>
			<td>Ethicon, Inc.</td>
			<td>8522</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-0 Monocryl suture</td>
			<td>Ethicon, Inc.</td>
			<td>Y469G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-0 Prolene sutures</td>
			<td>Ethicon, Inc.</td>
			<td>8521</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Animal hair cutting clipper</td>
			<td>Wahl</td>
			<td>8786-452</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aortic clamp</td>
			<td>V. Mueller</td>
			<td>CH6201</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Army Navy retractor</td>
			<td>V. Mueller</td>
			<td>SU3660</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ATF 40, Cell saver disposable set</td>
			<td>Fresenius Kabi</td>
			<td>9108494</td>
			<td>Cell saver device insert</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Balfour retractor</td>
			<td>V. Mueller</td>
			<td>SU3042</td>
			<td>Used as an abdominal wall retractor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C.A.T.S cell saver</td>
			<td>Fresenius Kabi</td>
			<td>ES0019</td>
			<td>Cell saver device used to wash donor blood</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cardiac defibrillator</td>
			<td>Zoll</td>
			<td>M Series</td>
			<td>Cardiac defibrillator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Castro needle holder</td>
			<td>V. Mueller</td>
			<td>CH8589</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CG4 iStat cartridges</td>
			<td>Abbott</td>
			<td>03P85-25</td>
			<td>POC testing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CG8 iStat cartridges</td>
			<td>Abbott</td>
			<td>03P88-25</td>
			<td>POC testing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DeBakey forceps</td>
			<td>V. Mueller</td>
			<td>CH5902</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electrocautery disposable pencil</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>E2450H</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gerald forceps</td>
			<td>V. Mueller</td>
			<td>NL1451</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hemotherm 400CE Dual Reservoir Cooler/Heater</td>
			<td>Cincinnati Sub-Zero</td>
			<td>86022</td>
			<td>Heater cooler used to regulate perfusion temperature on the ex vivo perfusion device</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>iSTAT 1</td>
			<td>Abbott</td>
			<td>04P75-03</td>
			<td>POC testing device</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kocher clamp</td>
			<td>V. Mueller</td>
			<td>SU2790</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Large clip applier</td>
			<td>Sklar</td>
			<td>50-4300</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Large clips</td>
			<td>Teleflex</td>
			<td>4200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Large soft pledgets</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>8886867901</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medium clip applier</td>
			<td>Sklar</td>
			<td>50-4335</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medium clips</td>
			<td>Teleflex</td>
			<td>2200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metzenbaum scissor</td>
			<td>V. Mueller</td>
			<td>CH2006-001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>No. 10 scalpel blade</td>
			<td>Swann-Mortan</td>
			<td>301</td>
			<td>Used for skin incision</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>No. 11 scalpel blade</td>
			<td>Kiato Plus</td>
			<td>18111</td>
			<td>Used for vascular incision</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>OCS device with base</td>
			<td>TransMedics, Inc.</td>
			<td></td>
			<td>Ex vivo perfusion device</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>OCS disposable</td>
			<td>TransMedics, Inc.</td>
			<td></td>
			<td>Ex vivo perfusion device insert with perfusion kits</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pacing cable</td>
			<td>Remington Medical</td>
			<td>FL-601-97</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pediatric cardioplegia catheter (4Fr)</td>
			<td>Medtronic, Inc</td>
			<td>10218</td>
			<td>Used to deliver cardioplegia to the donor aortic root</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pediatric Foley catheter</td>
			<td>Teleflex</td>
			<td>RSH170003080</td>
			<td>Placed pre-op to decompress the recipient&#39;s bladder</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potts scissors</td>
			<td>V. Mueller</td>
			<td>CH13038</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pressure bag x2 (1,000 mL)</td>
			<td>Novaplus</td>
			<td>V4010H</td>
			<td>Used to deliver cardioplegia at a set pressure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Satinsky clamp</td>
			<td>V. Mueller</td>
			<td>CH7305</td>
			<td>Vascular clamp used for creating anastomoses between donor heart and recipient vessels</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scissors</td>
			<td>Felco</td>
			<td>FELCO 200A-50</td>
			<td>Used to perform sternotomy</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small hard pledgets</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>8886867701</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sternal retractor</td>
			<td>V. Mueller</td>
			<td>CH6950-007</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Temporary cardiac pacing wires</td>
			<td>Ethicon, Inc.</td>
			<td>TPW32</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Temporary dual chamber pacemaker</td>
			<td>Medtronic, Inc</td>
			<td>5388</td>
			<td>Cardiac pacing device</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tourniquet kit</td>
			<td>Medtronic, Inc</td>
			<td>79005</td>
			<td>Rummel tourniquets</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Umbilical tape</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>8886861903</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vessel loops</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>31145686</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a porcine heterotopic heart transplantation protocol for delivery of therapeutics to a cardiac allograft

La transplantation cardiaque est le traitement de référence pour l’insuffisance cardiaque terminale. Cependant, il reste limité par le nombre de cœurs de donneurs disponibles et les complications telles que le dysfonctionnement primaire du greffon et le rejet du greffon. L’utilisation clinique récente d’un dispositif de perfusion ex vivo dans la transplantation cardiaque introduit une occasion unique de traiter les allogreffes cardiaques avec des interventions thérapeutiques pour améliorer la fonction et éviter les réponses délétères du receveur. L’établissement d’un modèle translationnel de gros animaux pour l’administration thérapeutique à l’ensemble de l’allogreffe est essentiel pour tester de nouvelles approches thérapeutiques en transplantation cardiaque. Le modèle de transplantation cardiaque hétérotopique porcine en position intraabdominale constitue un excellent modèle pour évaluer les effets de nouvelles interventions et l’immunopathologie du rejet du greffon. Ce modèle offre en outre une survie à long terme pour le porc, étant donné que le greffon n’est pas nécessaire pour maintenir la circulation du receveur. L’objectif de ce protocole est de fournir une approche reproductible et robuste pour obtenir l’administration ex vivo d’un traitement à l’ensemble de l’allogreffe cardiaque avant la transplantation et de fournir des détails techniques pour effectuer une greffe hétérotopique de survie du cœur perfusé ex vivo .

Ce groupe a survécu avec succès à 9 porcs entre 5 et 35 jours en suivant le protocole présenté ici, selon la conception de l’étude. Sur les 10 porcs qui ont subi ce protocole, seulement 1 est mort prématurément de complications chirurgicales, ce qui donne un taux de survie de 90%. La figure 2 illustre un diagramme de la configuration d’un cœur hétérotopique transplanté en position intraabdominale chez un porc. Lors de la détermination du site d’anastomose de l’allogreffe...

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A Porcine Heterotopic Heart Transplantation Protocol for Delivery of Therapeutics to a Cardiac Allograft

Nous présentons un protocole pour l’utilisation d’un système de perfusion sanguin ex vivo normotherme pour l’administration de produits thérapeutiques à une allogreffe cardiaque entière dans un modèle de transplantation cardiaque hétérotopique porcine.

Protocole de transplantation cardiaque hétérotopique porcine pour l’administration de produits thérapeutiques à une allogreffe cardiaque

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts ...

Ce protocole est le premier à décrire comment les thérapies peuvent être administrées efficacement à une allogreffe cardiaque entière dans le grand modèle animal de transplantation cardiaque. Le principal avantage de ce protocole est qu’il permet aux investigateurs de tester les effets d’un traitement sur une allogreffe cardiaque entière sur de longues périodes après la transplantation. Cette technique peut être utilisée pour étudier les interventions qui préviennent le rejet de l’allogreffe cardiaque, le dysfonctionnement primaire du greffon, minimisent le besoin d’immunosuppression postopératoire ou prolongent la durée de vie d’une allogreffe cardiaque.L’optimisation de l’exposition est la partie la plus difficile de la procédure de transplantation et nécessite plusieurs membres de l’équipe. De même, des perfusionnistes expérimentés sont nécessaires pour coordonner et surveiller la perfusion ex vivo. Pour commencer, faites une incision de 20 à 30 centimètres de long en utilisant la lame numéro 10 du manubrium jusqu’au xiphoïde, en fonction de la taille du porc.Utilisez l’électrocautérisation pour diviser le grand pectoral du sternum au xiphoïde en prenant soin de diviser le long de la ligne médiane du sternum. Une fois descendu au sternum, marquez la ligne médiane et commencez la sternotomie du xiphoïde en la divisant avec de lourds ciseaux. Étendez ensuite la céphalée de sternotomie après chaque coupe.Séparez brutalement le cœur du sternum à l’aide de balayages des doigts et complétez la sternotomie à travers le manubrium. Après avoir optimisé l’exposition chirurgicale sur le terrain à l’aide d’un rétracteur sternal, identifiez et retirez le thymus par électrocautérisation en entrant longitudinalement dans le péricarde du diaphragme à l’aorte et en créant un berceau péricardique à l’aide de sutures en soie. Divisez complètement le tissu entre l’aorte et l’artère pulmonaire et visualisez l’emplacement de l’arc aortique et du tronc brachycéphale pour faciliter le placement correct de la pince transversale aortique.À l’aide de ciseaux et d’une dissection émoussée, libérez circonférentiellement la veine cave supérieure et attachez deux sutures de soie de taille zéro autour de la veine cave supérieure. Appliquez une suture en polypropylène de taille 4-0 sur l’aorte ascendante de manière en U et sur l’oreillette droite de manière à cordon de la bourse. Insérez une canule racinaire aortique pédiatrique fixée par le point en U précédemment placé.Et puis après avoir désaéré la canule, fixez-la en place avec un garrot Rummel. Connectez la canule de la racine aortique au tube cardioplégique après que le tube a été rincé avec la cardioplégie del Nido. Créez une atriotomie droite dans le cordon de la bourse précédemment placé.Insérez une canule veineuse dans l’oreillette droite et fixez-la avec un garrot Rummel. Connectez la canule veineuse à une ligne d’aspiration stérile connectée à la cardiotomie de l’économiseur de cellules et collectez environ 1 à 1,3 litre de sang. Ensuite, appliquez la pince transversale aortique, en vous assurant soigneusement que la pince obstrue complètement l’aorte ascendante.Après avoir placé de la gadoue de glace stérile sur le cœur, divisez la veine cave inférieure et supérieure juste proximale à la veine azygos. L’aorte au niveau de l’arche est juste distale à l’artère innominée et à l’artère pulmonaire principale à la bifurcation. Identifiez et ligaturez les veines pulmonaires, puis retirez le cœur de la poitrine et placez-le dans un récipient avec de la glace stérile.Pour préparer l’aorte à la mise en place du connecteur aortique, placez quatre sutures en polypropylène de taille 4-0 promises dans un simple matelas horizontal autour de l’intérieur de l’aorte distale à une profondeur de cinq millimètres sous le bord coupé, puis attachez-les. Tout en tenant les sutures aortiques promises, insérez le connecteur aortique dans l’aorte et attachez un ruban ombilical autour de l’aorte pour fixer le connecteur. Placez un cordon de bourse en polypropylène de taille 4-0 autour du bord de coupe distale de l’artère pulmonaire principale.Insérez la canule de l’artère pulmonaire et attachez les extrémités du cordon de la bourse pour fixer la canule. Ensuite, connectez-vous à la canule de l’artère pulmonaire au connecteur de l’artère pulmonaire sur l’appareil et fixez-le avec la cravate. Prenez la greffe préparée de la table arrière au dispositif de perfusion ex vivo et connectez le connecteur aortique à l’endroit de l’appareil.L’évent du ventricule gauche s’écoule à travers la veine pulmonaire non liée dans l’oreillette gauche et à travers la valve mitrale dans le ventricule gauche. À l’aide de la lame numéro 10, faites une incision cutanée de 20 à 30 centimètres de long, puis continuez la dissection jusqu’au fascia à l’aide de l’électrocautérisation. Après avoir soulevé le fascia et le péritoine avec deux pinces Kocher, faites soigneusement une petite incision dans la cavité péritonéale à l’aide de ciseaux Metzenbaum.Prolongez l’ouverture péritonéale sur toute la longueur de l’incision à l’aide de l’électrocautérisation. Placer un doigt en dessous pour protéger les viscères sous-jacents. Placez un rétracteur Balfour pour optimiser l’exposition et rétractez-vous dans l’intestin grêle par voie craniale à l’aide d’une serviette humide.Portez le curage jusqu’à l’aorte abdominale dans la veine cave inférieure, puis ligaturez les lymphatiques avec des clips moyens et grands. Sur la table arrière, lorsque la veine pulmonaire gauche atriotomie où l’évent du ventricule gauche ventricule avait été inséré est sursélu, coupez l’aspect distal de l’aorte et de l’artère pulmonaire où la fixation aux canules peut avoir écrasé le tissu. Placez une pince de Satinsky sur la veine cave inférieure et créez une vénotomie longitudinale mesurant environ 1,5 centimètre à l’aide de la lame numéro 11 et des ciseaux de Pott.Anastomose la greffe de l’artère pulmonaire à la veine cave inférieure infrarénale du receveur de bout en bout à l’aide d’une suture en polypropylène de taille 4-0. Ensuite, anastomosez la greffe de l’aorte à l’aorte infrarénale du receveur de bout en bout à l’aide d’une suture en polypropylène de taille 4-0. Placez soigneusement le cœur dans l’espace rétropéritonéal droit, en évitant la tension sur l’anastomose et le pliage des vaisseaux.Ensuite, remplacez l’intestin grêle. Fermez le fascia avec une suture Maxon de taille de boucle zéro de manière à partir des deux extrémités de l’incision et en attachant au milieu, en évitant toute blessure à l’intestin. Fermez la couche dermique profonde avec la taille 2-0 Vicryl en cours d’exécution et la peau avec la taille 4-0 Monocryl en mode course.Plusieurs paramètres de perfusion différents ont été acquis. Les débits circulatoires ont été mesurés à partir de l’artère pulmonaire, de l’aorte et des artères coronaires. La pression aortique, y compris la pression moyenne, la pression systolique, la pression diastolique, a également été mesurée.Au cours de la perfusion ex vivo, la fréquence cardiaque et la température de l’allogreffe cardiaque ont également été mesurées. Pendant la période de perfusion, la saturation en oxygène veineux mixte et les valeurs d’hématocrite ont été mesurées à partir du perfusat. La viabilité du cœur hétérotopique intrabdominal in situ 35 jours indique une transplantation réussie à l’aide de ce protocole.La chose la plus importante à retenir est de choisir un site pour l’allogreffe qui minimise le potentiel de tension et de pliage des anastomoses. En suivant cette procédure, l’investigateur sera en mesure de tester plusieurs types différents de thérapies pour déterminer leurs effets sur les réponses immunologiques contre l’allogreffe, ainsi que déterminer la longévité d’un effet thérapeutique sur l’allogreffe. Après avoir développé ce protocole, notre groupe a pu tester différents vecteurs viraux pour l’administration de gènes, ainsi qu’un modèle de rejet allographique aigu afin de comprendre la physiopathologie du rejet et l’efficacité de l’administration de gènes à l’aide de vecteurs viraux.

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