Name: a porcine heterotopic heart transplantation protocol for delivery of therapeutics to a cardiac allograft
Uploaded: 2022-02-14T14:30:00
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Wir danken Duke Large Animal Surgical Core und Duke Perfusion Services für ihre Unterstützung bei diesen Eingriffen. Wir möchten uns auch bei Paul Lezberg und TransMedics, Inc. für die Unterstützung bedanken.

HINWEIS: Zwei weibliche Yucatan-Schweine werden ausgewählt, wobei eines als Herztransplantatspender und das andere als Empfänger bestimmt ist. Schweine im Alter von 6-8 Monaten, mit einem Gewicht von ca. 30 kg und kompatiblen Blutgruppen werden empfohlen. Die Übersicht über das Protokoll ist in Abbildung 1 dargestellt. Die Unterbringung und die Behandlungsverfahren für die Schweine werden in Übereinstimmung mit den Richtlinien des Animal Care and Use Committee des Duke University Medic...

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Die Abgabe von Therapeutika während der Ex-vivo-Perfusion bei der Herztransplantation bietet eine Strategie zur Modifikation des Allotransplantats und zur potenziellen Verbesserung der Transplantationsergebnisse. Das hier vorgestellte Protokoll beinhaltet die hochmoderne normotherme ex vivo sanguinöse Perfusionslagerung und bietet vielversprechendes Potenzial, die isolierte Abgabe von Zell-, Gen- oder Immuntherapien an das Allotransplantat11,12,13</...

Herzinsuffizienz ist eine Erkrankung, von der schätzungsweise 6 Millionen Erwachsene in den Vereinigten Staaten betroffen sind und die bis zum Jahr 2030 voraussichtlich auf 8 Millionen Erwachsene ansteigen wird1. Die Herztransplantation ist die Goldstandardbehandlung für Herzinsuffizienz im Endstadium. Es ist jedoch nicht ohne Einschränkungen und Komplikationen. Es bleibt begrenzt durch die Anzahl der verfügbaren Spenderherzen, die primäre Transplantatdysfunktion, die Abstoßung des Herzens und die Nebenwirkungen der langfristigen Immunsuppression2. Diese Einschränkungen sind besonders wichtig bei jungen Empfängern, bei denen ein Allotransplantatversagen auftreten kann und eine anschließende erneute Transplantation erforderlich ist, um eine normale Lebenserwartung zu erreichen.
Eine ideale Intervention zur Überwindung dieser Einschränkungen würde ganze Herzallotransplantate vor der Implantation in den Empfänger mit Therapeutika behandeln, die die Lebensfähigkeit des Allotransplantats verbessern und "Kardioprotektion" verleihen können. Solche Interventionen würden prophylaktisch verabreicht, um die Häufigkeit von ischämischen Beleidigungen, Allotransplantatabstoßung, kardialer Allotransplantatvaskulopathie zu minimieren und sogar marginale Allotransplantate zu reparieren. Translationale Studien zur Entwicklung dieser Art von Interventionen erfordern ein Großtiermodell der Herztransplantation, um die langfristige Überwachung des Herztransplantats zu ermöglichen. Das porcine, heterotope Herztransplantationsmodell in intraabdominaler Position hat sich für diesen Zweck als ideal erwiesen. Die Herztransplantation in dieser Position ermöglicht es, die Auswirkungen neuartiger Therapien zu testen und die Immunpathologie der Transplantatabstoßung zu beurteilen. Darüber hinaus ist das heterotope Modell gegenüber dem orthotopen Modell vorteilhaft, da das Gesamtüberleben des Empfängers, kein kardiopulmonaler Bypass erforderlich ist und das Transplantat nicht erforderlich ist, um den Kreislauf des Empfängers aufrechtzuerhalten3.
Die effektive Durchführung therapeutischer Interventionen am Herzen, wie Gen-, Zell- oder Immuntherapie, ist ein signifikantes Hindernis für die klinische Anwendung 4,5. Die von Ex-vivo-Perfusionsgeräten eingeführte Technologie ermöglicht es, Transplantate kontinuierlich zu durchbluten und sie in einem nicht funktionierenden, aber metabolisch aktiven Zustand zu halten 6,7,8,9. Dies bietet eine einzigartige Gelegenheit, ein ganzes Herz mit fortschrittlichen Therapeutika zu behandeln und gleichzeitig die möglichen Nebenwirkungen der systemischen Verabreichungzu minimieren 10,11,12,13. Ein weiterer Vorteil der Verwendung von Ex-vivo-Perfusionsgeräten für die therapeutische Verabreichung besteht darin, dass sie die Verabreichung von Medikamenten an den Koronarkreislauf über längere Zeiträume ermöglichen, die mit herkömmlichen statischen Kaltspeichermethoden nicht möglich sind. Dies ermöglicht eine globalere Abgabe der Therapeutika an das Transplantat14. Unter Verwendung des hier vorgestellten Protokolls haben wir das Glühwürmchen-Luciferase-Gen erfolgreich mit adenoviralen Vektoren15 an ein ganzes porcines Herztransplantat abgegeben. Das Ziel dieses Protokolls ist es, einen reproduzierbaren und robusten Ansatz für die Abgabe eines Therapeutikums an das gesamte kardiale Allotransplantat vor der Transplantation bereitzustellen.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>0 Looped Maxon suture</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>GMM-341L</td>
			<td>Used to close fascia of the laparotomy incision</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0 Silk ties</td>
			<td>Medtronic, Inc</td>
			<td>S346</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>18 G Angiocath</td>
			<td>BD</td>
			<td>381144</td>
			<td>Used to de-air the left ventricle of the donor heart after implantation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>20 Fr LV vent</td>
			<td>Medtronic, Inc</td>
			<td>12002</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2-0 Silk sutures</td>
			<td>Ethicon, Inc.</td>
			<td>SA11G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2-0 Silk ties</td>
			<td>Ethicon, Inc.</td>
			<td>SA65H</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2-0 Vicryl suture</td>
			<td>Ethicon, Inc.</td>
			<td>J259H</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>24 Fr venous cannula</td>
			<td>Medtronic, Inc</td>
			<td>68124</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3-0 Prolene sutures</td>
			<td>Ethicon, Inc.</td>
			<td>8522</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-0 Monocryl suture</td>
			<td>Ethicon, Inc.</td>
			<td>Y469G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-0 Prolene sutures</td>
			<td>Ethicon, Inc.</td>
			<td>8521</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Animal hair cutting clipper</td>
			<td>Wahl</td>
			<td>8786-452</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aortic clamp</td>
			<td>V. Mueller</td>
			<td>CH6201</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Army Navy retractor</td>
			<td>V. Mueller</td>
			<td>SU3660</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ATF 40, Cell saver disposable set</td>
			<td>Fresenius Kabi</td>
			<td>9108494</td>
			<td>Cell saver device insert</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Balfour retractor</td>
			<td>V. Mueller</td>
			<td>SU3042</td>
			<td>Used as an abdominal wall retractor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C.A.T.S cell saver</td>
			<td>Fresenius Kabi</td>
			<td>ES0019</td>
			<td>Cell saver device used to wash donor blood</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cardiac defibrillator</td>
			<td>Zoll</td>
			<td>M Series</td>
			<td>Cardiac defibrillator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Castro needle holder</td>
			<td>V. Mueller</td>
			<td>CH8589</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CG4 iStat cartridges</td>
			<td>Abbott</td>
			<td>03P85-25</td>
			<td>POC testing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CG8 iStat cartridges</td>
			<td>Abbott</td>
			<td>03P88-25</td>
			<td>POC testing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DeBakey forceps</td>
			<td>V. Mueller</td>
			<td>CH5902</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electrocautery disposable pencil</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>E2450H</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gerald forceps</td>
			<td>V. Mueller</td>
			<td>NL1451</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hemotherm 400CE Dual Reservoir Cooler/Heater</td>
			<td>Cincinnati Sub-Zero</td>
			<td>86022</td>
			<td>Heater cooler used to regulate perfusion temperature on the ex vivo perfusion device</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>iSTAT 1</td>
			<td>Abbott</td>
			<td>04P75-03</td>
			<td>POC testing device</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kocher clamp</td>
			<td>V. Mueller</td>
			<td>SU2790</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Large clip applier</td>
			<td>Sklar</td>
			<td>50-4300</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Large clips</td>
			<td>Teleflex</td>
			<td>4200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Large soft pledgets</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>8886867901</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medium clip applier</td>
			<td>Sklar</td>
			<td>50-4335</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medium clips</td>
			<td>Teleflex</td>
			<td>2200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metzenbaum scissor</td>
			<td>V. Mueller</td>
			<td>CH2006-001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>No. 10 scalpel blade</td>
			<td>Swann-Mortan</td>
			<td>301</td>
			<td>Used for skin incision</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>No. 11 scalpel blade</td>
			<td>Kiato Plus</td>
			<td>18111</td>
			<td>Used for vascular incision</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>OCS device with base</td>
			<td>TransMedics, Inc.</td>
			<td></td>
			<td>Ex vivo perfusion device</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>OCS disposable</td>
			<td>TransMedics, Inc.</td>
			<td></td>
			<td>Ex vivo perfusion device insert with perfusion kits</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pacing cable</td>
			<td>Remington Medical</td>
			<td>FL-601-97</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pediatric cardioplegia catheter (4Fr)</td>
			<td>Medtronic, Inc</td>
			<td>10218</td>
			<td>Used to deliver cardioplegia to the donor aortic root</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pediatric Foley catheter</td>
			<td>Teleflex</td>
			<td>RSH170003080</td>
			<td>Placed pre-op to decompress the recipient&#39;s bladder</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potts scissors</td>
			<td>V. Mueller</td>
			<td>CH13038</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pressure bag x2 (1,000 mL)</td>
			<td>Novaplus</td>
			<td>V4010H</td>
			<td>Used to deliver cardioplegia at a set pressure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Satinsky clamp</td>
			<td>V. Mueller</td>
			<td>CH7305</td>
			<td>Vascular clamp used for creating anastomoses between donor heart and recipient vessels</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scissors</td>
			<td>Felco</td>
			<td>FELCO 200A-50</td>
			<td>Used to perform sternotomy</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small hard pledgets</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>8886867701</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sternal retractor</td>
			<td>V. Mueller</td>
			<td>CH6950-007</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Temporary cardiac pacing wires</td>
			<td>Ethicon, Inc.</td>
			<td>TPW32</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Temporary dual chamber pacemaker</td>
			<td>Medtronic, Inc</td>
			<td>5388</td>
			<td>Cardiac pacing device</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tourniquet kit</td>
			<td>Medtronic, Inc</td>
			<td>79005</td>
			<td>Rummel tourniquets</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Umbilical tape</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>8886861903</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vessel loops</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>31145686</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a porcine heterotopic heart transplantation protocol for delivery of therapeutics to a cardiac allograft

Die Herztransplantation ist die Goldstandardbehandlung für Herzinsuffizienz im Endstadium. Es bleibt jedoch durch die Anzahl der verfügbaren Spenderherzen und Komplikationen wie primäre Transplantatdysfunktion und Transplantatabstoßung begrenzt. Der jüngste klinische Einsatz eines Ex-vivo-Perfusionsgeräts bei der Herztransplantation bietet eine einzigartige Gelegenheit zur Behandlung von Herzallotransplantaten mit therapeutischen Interventionen, um die Funktion zu verbessern und schädliche Reaktionen der Empfänger zu vermeiden. Die Etablierung eines translationalen Großtiermodells für die therapeutische Verabreichung des gesamten Allotransplantats ist unerlässlich, um neuartige therapeutische Ansätze in der Herztransplantation zu testen. Das porcine, heterotope Herztransplantationsmodell in der intraabdominalen Position dient als hervorragendes Modell zur Beurteilung der Auswirkungen neuartiger Interventionen und der Immunpathologie der Transplantatabstoßung. Dieses Modell bietet dem Schwein zusätzlich ein langfristiges Überleben, da das Transplantat nicht erforderlich ist, um den Kreislauf des Empfängers aufrechtzuerhalten. Das Ziel dieses Protokolls ist es, einen reproduzierbaren und robusten Ansatz für die Ex-vivo-Abgabe eines Therapeutikums an das gesamte kardiale Allotransplantat vor der Transplantation bereitzustellen und technische Details für die Durchführung einer überlebensheterotopen Transplantation des ex vivo perfundierten Herzens bereitzustellen.

Diese Gruppe hat je nach Studiendesign 9 Schweine zwischen 5 und 35 Tagen nach dem hier vorgestellten Protokoll erfolgreich überlebt. Von 10 Schweinen, die dieses Protokoll durchlaufen haben, starb nur 1 vorzeitig an chirurgischen Komplikationen, was zu einer Überlebensrate von 90% führte. In Abbildung 2 ist ein Diagramm der Konfiguration eines heterotopen Herzens dargestellt, das in die intraabdominale Position eines Schweins transplantiert wurde. Wählen Sie bei der Bestimmung der Stell...

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A Porcine Heterotopic Heart Transplantation Protocol for Delivery of Therapeutics to a Cardiac Allograft

Wir präsentieren ein Protokoll für die Verwendung eines normothermen ex vivo sanguinösen Perfusionssystems für die Abgabe von Therapeutika an ein ganzes kardiales Allotransplantat in einem porcinen heterotopen Herztransplantationsmodell.

Ein porcines heterotopes Herztransplantationsprotokoll für die Abgabe von Therapeutika an ein kardiales Allotransplantat

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts ...

Dieses Protokoll ist das erste, das beschreibt, wie Therapeutika effektiv einem ganzen Herzallotransplantat im großen Tiermodell der Herztransplantation verabreicht werden können. Der Hauptvorteil dieses Protokolls besteht darin, dass es den Prüfärzten ermöglicht, die Auswirkungen eines Therapeutikums auf ein ganzes kardiales Allotransplantat über einen längeren Zeitraum nach der Transplantation zu testen. Diese Technik kann verwendet werden, um Interventionen zu untersuchen, die die Abstoßung des Herzallotransplantats, die primäre Transplantatdysfunktion verhindern, die Notwendigkeit einer postoperativen Immunsuppression minimieren oder die Lebensdauer eines kardialen Allotransplantats verlängern.Die Optimierung der Exposition ist der schwierigste Teil des Transplantationsverfahrens und erfordert mehrere Teammitglieder. Ebenso werden erfahrene Perfusionisten benötigt, um die Ex-vivo-Perfusion zu koordinieren und zu überwachen. Um zu beginnen, machen Sie einen 20 bis 30 Zentimeter langen Schnitt mit der Nummer 10 Klinge vom Manubrium bis zum Xiphoid, abhängig von der Größe des Schweins.Verwenden Sie Elektrokauterisation, um die Pectoralis major vom Brustbein bis zum Xiphoid zu teilen, wobei Sie darauf achten, sich entlang der Mittellinie des Brustbeins zu teilen. Sobald Sie zum Brustbein hinuntergegangen sind, ritzen Sie die Mittellinie ab und beginnen Sie die Sternotomie vom Xiphoid aus, indem Sie sie mit einer schweren Schere teilen. Dann verlängern Sie die Sternotomie-Cephalade nach jedem Schnitt.Trennen Sie das Herz stumpf vom Brustbein mit Fingerstreichern und vervollständigen Sie die Sternotomie durch das Manubrium. Nachdem Sie die chirurgische Feldexposition mit einem Sternalretraktor optimiert haben, identifizieren und entfernen Sie den Thymus mit Elektrokauterisation, indem Sie das Perikard längs vom Zwerchfell zur Aorta eingeben und eine Perikardwiege mit Seidennähten erstellen. Teilen Sie das Gewebe vollständig zwischen der Aorta und der Lungenarterie auf und visualisieren Sie die Lage des Aortenbogens und des brachyzephalen Stammes, um die richtige Platzierung der Aortenkreuzklemme zu erleichtern.Befreien Sie mit einer Schere und stumpfer Dissektion die obere Hohlvene und binden Sie zwei Seidennähte der Größe Null um die obere Hohlvene. Tragen Sie die Polypropylennaht der Größe 4-0 auf die aufsteigende Aorta in U-Stich-Manier und auf den rechten Atrium in einer Handtuch-String-Weise auf. Setzen Sie eine pädiatrische Aortenwurzelkanüle ein, die durch den zuvor platzierten U-Stich gesichert ist.Und dann, nachdem Sie die Kanüle entlüftet haben, mit einem Rummel-Tourniquet an Ort und Stelle sichern. Verbinden Sie die Aortenwurzelkanüle mit dem Kardioplegieschlauch, nachdem der Schlauch mit del Nido-Kardioplegie gespült wurde. Erstellen Sie eine richtige Atriotomie innerhalb der zuvor platzierten Geldbörse.Eine venöse Kanüle in den rechten Vorhof einführen und mit einem Rummel-Tourniquet sichern. Verbinden Sie die venöse Kanüle mit einer sterilen Saugleitung, die mit der Zellretter-Kardiotomie verbunden ist, und sammeln Sie etwa 1 bis 1,3 Liter Blut. Wenden Sie dann die Aortenkreuzklemme an und stellen Sie vorsichtig sicher, dass die Klemme die aufsteigende Aorta vollständig verdeckt.Nachdem Sie sterilen Eismatsch auf das Herz gelegt haben, teilen Sie die untere und obere Hohlvene nur proximal zur Vene azygos. Die Aorta auf Höhe des Bogens ist gerade distal zur innominaten Arterie und der Hauptlungenarterie an der Bifurkation. Identifizieren und ligrieren Sie die Lungenvenen, entfernen Sie dann das Herz aus der Brust und legen Sie es in einen Behälter mit sterilem Eis.Um die Aorta für die Platzierung des Aortenverbinders vorzubereiten, legen Sie vier verpfändete Polypropylennähte der Größe 4-0 in einer einfachen horizontalen Matratzenweise um die Innenseite der distalen Aorta in einer Tiefe von fünf Millimetern unterhalb der Schnittkante und binden Sie sie dann fest. Während Sie die verpfändeten Aortennähte hochhalten, führen Sie den Aortenverbinder in die Aorta ein und binden Sie ein Nabelband um die Aorta, um den Anschluss zu sichern. Legen Sie eine Polypropylen-Ringschnur der Größe 4-0 um die distale Schnittkante der Hauptlungenarterie.Führen Sie die Kanüle der Lungenarterie ein und binden Sie die Enden der Ringschnur fest, um die Kanüle zu sichern. Verbinden Sie dann die Kanüle der Lungenarterie mit dem Lungenarterienverbinder am Gerät und sichern Sie sie mit der Krawatte. Nehmen Sie das vorbereitete Transplantat vom hinteren Tisch zum Ex-vivo-Perfusionsgerät und verbinden Sie den Aortenverbinder mit der Gerätestelle.Die linke Ventrikelentlüftung fließt durch die ungebundene Lungenvene in den linken Vorhof und über die Mitralklappe in den linken Ventrikel. Machen Sie mit der Klinge Nummer 10 einen 20 bis 30 Zentimeter langen Hautschnitt und setzen Sie dann die Dissektion bis zur Faszie mit Elektrokauterisation fort. Nachdem Sie Faszie und Peritoneum mit zwei Kocher-Klemmen angehoben haben, machen Sie vorsichtig einen kleinen Schnitt in die Peritonealhöhle mit der Metzenbaum-Schere.Verlängern Sie die Peritonealöffnung für die gesamte Länge des Einschnitts mit Elektrokauterisation. Legen Sie einen Finger darunter, um die darunter liegenden Eingeweide zu schützen. Platzieren Sie einen Balfour-Retraktor, um die Exposition zu optimieren, und ziehen Sie sich mit einem nassen Handtuch schädelfest in den Dünndarm zurück.Tragen Sie die Dissektion bis zur Bauchaorta in der unteren Vena cava und ligrieren Sie dann die Lymphgefäße mit mittleren und großen Clips. Auf dem hinteren Tisch, wenn die Lungenvene linke Atriotomie, wo die linke Ventrikelöffnung eingeführt worden war, übernäht ist, trimmen Sie den distalen Aspekt der Aorta und der Lungenarterie, wo die Befestigung an den Kanülen das Gewebe zerquetscht haben könnte. Legen Sie eine Satinsky-Klemme auf die untere Hohlvene und erstellen Sie mit der Klinge Nummer 11 und der Pottschen eine etwa 1,5 Zentimeter große Längsvenotomie.Anastomose der Lungenarterientransplantation zur infrarenalen unteren Hohlvene des Empfängers in einer End-to-Side-Art und Weise mit einer laufenden 4-0 Polypropylennaht. Dann anastomosieren Sie das Aortentransplantat mit einer Polypropylennaht in Laufgröße 4-0 zur infrarenalen Aorta des Empfängers in End-to-Side-Manier. Platzieren Sie das Herz vorsichtig in den rechten retroperitonealen Raum, um eine Spannung der Anastomose und ein Knicken der Gefäße zu vermeiden.Ersetzen Sie dann den Dünndarm. Schließen Sie die Faszie mit der Maxon-Naht der Schleifengröße Null in einer laufenden Art und Weise, beginnend an beiden Enden des Einschnitts und der Bindung in der Mitte, um eine Verletzung des Darms zu vermeiden. Schließen Sie die tiefe Hautschicht mit Vicryl der Größe 2-0 laufend und die Haut mit der Größe 4-0 Monocryl laufend ab.Es wurden mehrere verschiedene Perfusionsparameter erfasst. Zirkulationsflussraten wurden von der Lungenarterie, der Aorta und den Koronararterien gemessen. Der Aortendruck einschließlich des mittleren Drucks, des systolischen Drucks, des diastolischen Drucks wurde ebenfalls gemessen.Während der Ex-vivo-Perfusion wurden auch die Herzfrequenz und die Temperatur des Herzallotransplantats gemessen. Während der Perfusionsperiode wurden aus dem Perfusat die gemischte venöse Sauerstoffsättigung und die Hämatokritwerte gemessen. Die Lebensfähigkeit des intrabdominalen heterotopen Herzens in situ 35 Tage deuten auf eine erfolgreiche Transplantation mit diesem Protokoll hin.Das Wichtigste, woran Sie sich erinnern sollten, ist, einen Standort für das Allotransplantat auszuwählen, der das Potenzial für Spannung und Knicken der Anastomosen minimiert. Durch die Befolgung dieses Verfahrens wird der Prüfarzt in der Lage sein, verschiedene Arten von Therapeutika zu testen, um ihre Auswirkungen auf immunologische Reaktionen gegen das Allotransplantat sowie die Langlebigkeit einer therapeutischen Wirkung auf das Allotransplantat zu bestimmen. Nach der Entwicklung dieses Protokolls war unsere Gruppe in der Lage, verschiedene virale Vektorvehikel für die Genlieferung sowie ein Modell für die akute Allographenabstoßung zu testen, um ein Verständnis der Pathophysiologie der Abstoßung und Wirksamkeit der Genabgabe unter Verwendung viraler Vektoren zu erlangen.

Research

JoVE Journal

Medicine

A Modified Method for Heterotopic Mouse Heart Transplantion

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Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents ...

Forschung

Medizin

Murine Heterotopic Heart Transplant Technique

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It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become ...

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Transplantation von Pulmonalklappe Mit einem Maus-Modell der heterotopen Herztransplantation

Tissue engineered heart valves, especially decellularized valves, are starting to gain momentum in clinical use of reconstructive surgery with mixed ...

Rat Heterotopic Abdominal Heart/Single-lung Transplantation in a Volume-loaded Configuration

Rat Heterotope Abdominal Herz / Einzel-Lungen-Transplantation in einer Volume-Konfiguration geladen

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The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies ...

Heterotopic Renal Autotransplantation in a Porcine Model: A Step-by-Step Protocol

Heterotope Renal Autotransplantation in einem Schweine-Modell: Eine Schritt-für-Schritt-Protokoll

Kidney transplantation is the treatment of choice for patients suffering from end-stage renal disease. It offers better life expectancy and higher quality ...

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Lung transplantation is the gold-standard treatment for end-stage lung disease, with over 4,600 lung transplantations performed worldwide annually. ...

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